STT Chỉ tiêu thử nghiệm Phương pháp phân tích Kết quả Đơn vị tính
1 Tổng số vi sinh vật hiếu khí (*) TCVN 4884 – 1: 2015 (ISO 4833 – 1: 2013) 2 CFU/mL 2 E. coli (*) TCVN 7924 – 3 : 2017 (ISO 16649 – 3 : 2015) 0 MPN/mL
3 S. aureus (*) AOAC 975.55 Không phát hiện
(LOD=1) CFU/mL 4 C.perfringens (*) TCVN 4991 : 2005 (ISO 7937 : 2004) Không phát hiện (LOD=1) CFU/mL 5 Tổng số bào tử nấm men, nấm mốc (*) TCVN 8275 – 1 : 2010 (ISO 21527 – 1 : 2008) Không phát hiện (LOD=1) CFU/mL
6 Đồng (Cu) (*) AOAC 999.11 Không phát hiện
(LOD=0,5) mg/L
7 Kẽm (Zn) (*) AOAC 999.11 3,48 mg/L
8 Chì (Pb) (*) AOAC 999.11 Không phát hiện
(LOD=0,01) mg/L
9 Cadimi (Cd) (*) AOAC 999.11 Không phát hiện
(LOD=0,0015) mg/L
10 Thủy ngân (Hg) (*) AOAC 974.14 Không phát hiện
(LOD=0,0015) mg/L
11 Arsen (As) (*) AOAC 986.15 Không phát hiện
(LOD=0.05) mg/L
12 Acid dễ bay hơi TCVN 12087 : 2017 0,33 g/L
13 Ethanol TCVN 8008 : 2009
(AOAC 982.10) 6,80
% thể tích ethanol ở 20 °C
14 Methanol (*) Ref. AOAC 972.10 Không phát hiện
(LOD=6) mg/L cồn 100°
Ghi chú:
(*): Chỉ tiêu được VILAS công nhận ISO/IEC 17025:2017
(s/c): Chỉ tiêu gửi nhà thầu phụ (I): Chỉ tiêu được chỉ định của Bộ Y Tế
CHƯƠNG 5: KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ
5.1. Kết luận
Việc sử dụng enzyme β-amylase để thủy phân tinh bột sắn dây tạo ra các gốc đường maltose và các dextrin mạch ngắn, từ đó, kết hợp với enzyme BSMA để chuyển các gốc đường maltose đến phân tử chất nhận (puerarin) tạo thành các dẫn xuất của puerarin đã cải thiện đáng kể khả năng hòa tan của hợp chất puerarin trong sắn dây.
Việc sử dụng phương pháp bề mặt đáp ứng kết hợp với bố trí thí nghiệm theo thiết kế Box-Behnken trong tối ưu hóa (i) q trình thủy phân tinh bột sắn dây bởi enzyme β- amylase và (ii) q trình biến tính hợp chất puerarin trong sắn dây bởi enzyme BSMA đã giúp tạo ra hai mơ hình tốn có độ tin cậy cao, với giá trị dự đốn từ mơ hình và giá trị thực nghiệm có độ tương thích cao. Hàm lượng đường khử tạo thành sau quá trình thủy phân tinh bột sắn dây bởi β-amylase và hàm lượng puerarin tổng hợp được sau q trình chuyển hóa puerarin bởi BSMA là 161,07±2,96 mg/g và 7,51±0,02 mg/g, tương ứng.
Thơng qua q trình thực nghiệm, phương pháp bề mặt đáp ứng kết hợp với thiết kế Box-Behnken được tiếp tục sử dụng để tối ưu hóa q trình lên men dịch nước dứa- sắn dây. Mơ hình tốn được xác lập có độ tin cậy cao với hệ số tương quan của mơ hình R2 bằng 0,97. Hàm lượng puerarin trong dịch sau lên men đo được là 74,82 mg/g. Giá trị độ cồn thu được tương ứng với điều kiện tối ưu của quá trình lên men là 6,02.
Các quy luật biến đổi được tìm thấy trong các quá trình như sau :
- Quá trình thủy phân : hàm lượng đường khử tăng đến giá trị cực đại khi nhiệt độ tăng từ 45 – 60 ⁰C, nồng độ enzyme β-amylase trong khoảng từ 20-55 U/g bột. Tuy nhiên, khi vượt qua các phạm vi trên thì hàm lượng đường khử cho thấy xu hướng ngược lại
- Q trình biến tính puerarin : hàm lượng puerarin trong dịch thủy phân tăng khi nhiệt độ thay đổi từ 45 - 62,5 ⁰C, nồng độ enzyme BSMA thay đổi từ 10-18 U/g bột, thời gian thay đổi từ 2 – 5h và có xu hướng ngược lại khi các thơng số nằm bên ngồi phạm vi trên.
- Quá trình lên men : hàm lượng puerarin tăng đến giá trị cực đại khi pH thay đổi từ 3,5 – 5,5, tổng lượng chất rắn hòa tan từ 20 – 23.5 ⁰Brix, tỷ lệ nấm men từ 5 – 12%. Tuy nhiên, khi vượt qua các phạm vi trên thì hàm lượng puerarin trong dịch lên men nằm ngồi khoảng giá trị cực đại
Sự chênh lệch về điểm cảm quan tổng của các các mẫu thử nghiệm được ghi nhận là lớn, thấp nhất là 10 điểm (mẫu 8D:2S) và cao nhất là 17 điểm (mẫu 6D:4S) (quy định
có ảnh hưởng lớn đến điểm cảm quan tổng (dao động từ 10 đến 16,30) và các mẫu có pH thấp, khoảng 4,5 có điểm tổng lớn hơn 11,2. Mẫu được lựa chọn có điểm cảm quan tổng là 16,09. Nước dứa-sắn dây đạt chất lượng về các chỉ tiêu về hóa lý, vi sinh và hàm lượng cồn theo tiêu chuẩn TCVN cho sản phẩm đồ uống có cồn.
5.2. Kiến nghị
Nghiên cứu cần được đánh giá trên quy mơ pilot để có cơ sở triển khai vào sản xuất với quy mô lớn
Khảo sát sự thay đổi hàm lượng puerarin trong các giai đoạn phát triển của củ sắn dây và trong quá trình bảo quản bột sắn dây.
So sánh hoạt tính chuyển hóa của BSMA với các enzyme chuyển hóa khác để puerarin tổng hợp được là cao nhất.
Nghiên cứu tạo ra các sản phẩm thực phẩm chức năng từ dịch thủy phân có chứa hợp chất puerarin.
Đa dạng hóa sản phẩm nước lên men từ sắn dây với nhiều dịch ép của trái cây khác và khảo sát thời gian bảo quản sản phẩm.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
Aguilera, Y., Duenas, M., Estrella, I., Hernandez, T., Benitez, V., Esteban, R.M., & Martin-Cabrejas, M.A. (2011). Phenolic profile and antioxidant capacity of chickpeas (Cicer arietinum L.) as affected by a dehydration process. Plant Foods
for Human Nutrition, 66, 187-195.
Albu, S., Joyce, E., Paniwnyk, L., Lorimer, J.P., & Mason, T.J. (2004). Potential for the use of ultrasound in the extraction of antioxidants from Rosmarinus officinalis for the food and pharmaceutical industry. Ultrasonics Sonochemistry, 11(3-4), 261-
265.
Ali, S.Z., & Kempf, W. (1986). On the degradation of potato starch during acid modification and hypochlorite oxidation. Starch, 38(3), 83-86.
Alothman, M., Bhat, R., & AKarim, A.A. (2009). Antioxidant capacity and phenolic content of selected tropical fruits from Malaysia, extracted with different solvents.
Food Chemistry, 115, 785-788.
Amzad H. M., & Mizanur R. S.M. (2011). Total phenolics, flavonoids and antioxidant activity of tropical fruit pineapple. Food Research International, 44(3), 672-676. Anh, H.K., Sương, N.K., Liên, N.X. (2003). Nghiên cứu quá trình thuỷ phân tinh bột
sắn thu maltodextrin bằng α-amylase từ Bacilus subtilis, Báo cáo khoa học, Hội nghị Cơng nghệ sinh học tồn quốc, Hà Nội, 431-435.
Anh, H.K. (2005). Hóa học thực phẩm, Nhà xuất bản Khoa học và Kỹ thuật. Hà Nội. Annor, G.A., Tyl, C., Marcone, M., Ragaee, S., & Marti, A., 2017. Why do millets have
slower starch and protein digestibility than other cereals? Trends in Food Science
and Technology, 66, 73-83.
Arora, A., Nair, M.G., & Strasburg, G.M. (1998). Antioxidant activities of isoflavones and their biological metabolites in a liposomal system. Archives of Biochemistry
and Biophysics, 356, 133-141.
Bae, H.K., Lee, S.B., Park, C.S., Shim, J.H., Lee, H.Y., Kim, M.J., Baek, J.S., Roh, H.J., Choi, J.H., Choe, E.O., Ahn, D.U., & Park, K.H. (2002). Modification of ascorbic acid using transglycosylation activity of Bacillus stearothermophilus maltogenic
amylase to enhance its oxidative stability. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 50,3309-3316.
Baek, J.S., Kim, M.J., Cha, H.J., Lee, H.S., Li, D., Kim, J.W., Kim, Y.R., Moon, T.H., & Park, K.H. (2003). Enhanced transglycosylation activity of thermus maltogenic amylase in acetone solution. Food Science and Biotechnology, 12, 639-643. Battista, F., & Bolzonella, D. (2018). Some critical aspects of the enzymatic hydrolysis
at high drymatter content: a review. Biofuels, Bioproducts and Biorefining, 12(4), 711-723.
Bentley, I.S., & Williams, E.C. (1996). Starch conversion. In: Industrial enzymology (Godfrey, T, and West, S. eds), MC Millan Press Ltd, London, 339-358.
glucosides by acceptor reactions in aqueous-organic solvents. Carbohydrate Research, 341, 855-863.
Boue, S.M., Wiese, T.E., Nehls, S., Burow, M.E., Elliott, S, Carter-Wientjes, C.H., Shih, B.Y., Mclachlan, J.A., & Cleveland, T.E. (2003). Journal of Agricultural and Food Chemistry, 51, 2193-2199.
Cao, X., Ye, S., Lu, Y., Yu, Y., Mo, W. (2009). Ionic liquid-based ultrasonic-assisted extraction of piperine from white pepper. Analytica Chimica Acta, 640, 47-51. Cao, Z., Li, W., Liu, R., Li, X., Li, H., Liu, L., Chen, Y., Lv, C., & Liu, Y. (2019). pH
and enzyme triggered drug release as an important process in the design of anti- tumor drug delivery systems. Biomedicine and Pharmacotherapy, 118, 109340. Cẩn, N.T., Hiền, N.T., Giang, Đ.T., & Luyến, T.T. (1998). Công nghệ enzyme. Nhà xuất
bản Nông nghiệp, thành phố Hồ Chí Minh.
Cha, H.J., Yoon, H.G., Kim, Y.W., Lee, H.S., Kim, J.W., Kweon, K.S., Oh, B.H., & Park, K.H. (1998). Molecular and enzymatic characterization of a maltogenic amylase that hydrolyzes and transglycosylates acarbose. European Journal of Biochemistry, 253, 251-262.
Chen, G., Zhang, J.X., & Ye, J. (2001). Determination of puerarin, daidzein and rutin in
Pueraria lobata (Willd.) Ohwi by capillary electrophoresis with electrochemical
detection. Journal of Chromatography A, 923, 255-262.
Chen, Y.J., Cai, W.X., & Xu, B.J. (2016). Phytochemical profiles of edible kudzu (Pueraria thomsonii Benth) grown in China as affected by thermal processing.
Journal of Food Processing and Preservation, 41, e12754.
Cherdshewasart, W., Subtang, S., & Dahlan, W. (2007). Major isoflavonoid contents of the phytoestrogen rich-herb Pueraria mirificain comparison with Pueraria lobata.
Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 43(2), 428-434.
Cho, J.S., Seung, S.Y., Cheong, T.K., Kim, M.J., Kim, Y., & Park, K.H. (2000). Transglycosylation of neohesperidin dihydrochalcone by Bacillus stearothermophilus maltogenic amylase. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 48, 152-154.
Choi, C.H., Kim, J.W., Park, C.S., Park, K.H., Kyung, M.O., Park, J.T., Lee, C.K., Kim, Y.W., Lee, J.H., Park, S.H., Shim, J.H., & Li, X.H. (2010). Enzymatic biosynthesis of a puerarin-cycloamylose inclusion complex by 4-alpha-glucanotransferase and maltogenic amylase. Biocatalysis and Biotransformation, 28(3), 209-214.
Choi, C.H., Kim, S.H., Jang, J.H., Park, J.T., Shim, J.H., Kim, Y.W., & Park, K.H. (2010). Enzymatic synthesis of glycosylated puerarin using maltogenic amylase from Bacillus stearothermophilus expressed in Bacillus subtilis. Journal of The Science of Food and Agriculture, 90(7), 1179-1184.
Chung, M.J., Sung, N.J., Park, C.S., Kweon, D.K., Mantovani, A., Moon, T.W., Lee, S.J., & Park, K.H. (2008). Antioxidative and hypocholesterolemic activities of water-soluble puerarin glycosides in HepG2 cells and in C57 BL/6J mice.
European Journal of Pharmacology, 578, 159-170.
Crabb, W.D., & Colin, M. (1997). Enzymes involed in the processing of starch to sugars.
Danino, O., Gottlieb, H.E., Grossman, S., & Bergman, M. (2009). Antioxidant activity of 1,3-dicaffeoylquinic acid isolated from Inula viscosa. Food Research International, 42(9), 1273-1280.
Das, R., & Kayastha, A.M. (2018). An antioxidant rich novel β-amylase from peanuts (Arachis hypogaea): Its purification, biochemical characterization and potential applications. International Journal of Biological Macromolecules, 111, 148-157. Dicko, M. H., Searle-van Leeuwen, M.J.F., Beldman, G., Ouedrago, O.G., Hilhorst, R.
& Traore, A.S. (1999). Purification and characterization of β-amylase from
Curculigo pilosa. Applied Microbiology and Biotechnology, 52, 802-805.
Du, X.F., Xu, S.Y. & Wang, Z. (2002). The morphology and characterization of starch from Pueraria lobata (Willd.) Ohwi. Journal of Food Science and Technology, 37, 697-701.
Đô, V. D. (2014). Nghiên cứu sản xuất thử nghiệm nước giải khát từ bột sắn dây. Tạp
chí Khoa học Công nghệ Thủy sản, 2: 8-13.
Fan, J.P., Cao, J., Zhang, X.H., Huang, J.Z., Kong, T., Tong, S., Tian, Z.Y., Xie, Y.L., Xu, R., & Zhu, J.H. (2012). Optimization of ionic liquid based ultrasonic assisted extraction of puerarin from Radix Puerariae Lobatae by response surface methodology. Food Chemistry, 135, 2299-2306.
Femi-Ola, T. O., Ibikunle, I. A. (2013). Purification and characterization of beta amylase of Bacillus subtilis isolated from kolanut weevil. Journal of Biology and Life Science, 4(1), 68-78.
Gray, S.L., Lackey, B.R., & Boone, W.R. (2015). Impact of kudzu and puerarin on sperm function. Reproductive Toxicology, 53, 54-62.
Guo, L., Hu, J., Zhou, X., Li, X., & Du, X. (2016). In vitro digestibility of kudzu starch by using α-amylase and glucoamylase. Starch, 68, 140-150.
Gupta, R., Gigras, P., Mohapatra, H., Goswami, V.K., & Chauhan, B. (2003). Microbial alpha amylase: a biotechnological perspective. Process Biochemistry, 38, 1599-
1616.
Haaland, P.D. (1989). Experimental Design in Biotechnology. Marcel Dekker, Inc.: New
York and Basel, 243p.
Hà, N.C. (2014). Công nghệ sản xuất rượu, bia và nước giải khát. Nhà xuất bản Đại học Cần Thơ, 163tr.
Hii, S. L., Tan, J.S., Ling, T.C., & Ariff, A.B. (2012). Pullulanase: role in starch hydrolysis and potential industrial applications. Enzyme Research, 2012, Article
ID 921362, 14 pages.
Hirakura, K., Morita, M., Nakajima, K., Sugama, K., Takagi, K., & Nitsu, K. (1997). Phenolic glucosides from the root of Pueraria lobata. Phytochemistry, 46, 921-
928.
HKCMMS. (2010). Radix Puerariae Lobatae, vol 3. Chinese Medicine Division,
Huang, H.Y., & Hsieh, Y.Z. (1997). Determination of puerarin, daidzein paeoniflorin, cinnamic acid, glycyrrhizin, ephedrine and [6]-gingero1 in Ge-gen-tang by micellar electrokinetic chromatography. Analytica Chimica Acta, 351(1), 49-55. Hùng, P.V., Morita, N. (2007). Chemical compositions, fine structure and
physicochemical properties of kudzu (Pueraria lobata) starches from different regions. Food Chemistry, 105(2), 749-755.
Isabelle, M., Lee, B.L., Lim, M.T., Koh, M.T., Huang, D., & Nam, C. (2010). Antioxidant activity and profiles of common fruits in Singapore. Food Chemistry,
123, 77-84.
Jarupan K. (2002). Effect of ultrasound, temperature and pressure treatments on enzyme
activity and quality indicators of fruit and vegetable juices. Doctor Thesis.
Technical University of Berlin, Germany.
Jiang, H. Y. (2000). Determination of isoflavones in soybean and Radix puerariae by HPLC. Journal of Instrumental Analysis, 19(6), 28-30.
Jiang, J., Yuan, S., Ding, J., Zhu, S., Xu, H., Chen, T., Cong, X., Xu, W., Ye, H., & Dai, Y. (2008). Conversion of puerarin into its 7-O-glycoside derivatives by
Microbacterium oxydans (CGMCC 1788) to improve its water solubility and
pharmacokinetic properties. Applied Microbiology and Biotechnology, 81, 647-
657.
Jiang, R.W., Lau, K.M., Lam, H.M., Yam, W.S., Leung, L.K., & Choi, K.L. (2005). A comparative study on aqueous root extracts of Pueraria thomsonii and Pueraria lobata by antioxidant assay and HPLC fingerprint analysis. Journal of Ethnopharmacology, 96, 133-138.
Kahkonen, M. P., Hopia, A.I., Vuorela, H.J., Rauha, J.P., Pihlaja, K., Kujala, T.S., & Heinonen, M. (1999). Antioxidant activity of plant extracts containing phenolic compounds. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 47, 3954-3962.
Kashyap, S.S., Gogateand, P.R., & Joshi, S.M. (2019). Ultrasound assisted synthesis of biodiesel from karanja oil by interesterification: Intensification studies and optimization using RSM. Ultrasonics Sonochemistry, 50:36-45.
Keung, W. M., & Vallee, B.L. (1998). Kudzu root: An ancient Chinese source of modern antidipsotropic agents. Phytochemistry, 47(4), 499-506.
Khan, I. A., Avery, M.A., Burandt, C.L., Goins, D.K., Mikell, J.R., Nash, T.E., Azadegan, A., & Walker, L.A. (2000). Antigiardial activity of isoflavones from
Dalbergia frutescens bark. Journal of Natural Products, 63:1414-1416.
Khan, R., Agrawal, P.K., & Kapil, R.S. (1996). Peutuberosanol, an epoxychalcanol from
Pueraria tuberosa. Phytochemistry, 42, 243-244.
Kinh, P.Q., Viên, Đ.T.H., Châu, L.M. (2003). Nghiên cứu chiết xuất và tinh chế isoflavonoid có hoạt tính estrogen trong củ sắn dây. Tạp chí Khoa học và Cơng
nghệ, 41(2), 10-15.
Kim, J.M., Lee, Y.M., Lee, G.Y., Jang, D.S., Bae, K.H., & Kim, J.S. (2006). Constituents of the roots of Pueraria lobata inhibit formation of advanced
Kim, J.S., Cha, S.S., Kim, H.J., Kim, T.J., Ha, N.C., Oh, S.T., Cho, H.S., Cho, M.J., Kim, M.J., Lee, H.S., Kim, J.W., Choi, K.Y., Park, K.H., & Oh, B.H. (1999). Crystal structure of a maltogenic amylase provides insights into a catalytic versatility. Journal of Biological Chemistry, 274, 26279-26286.
Kim, K.M., Jung, D.H., Jang, D.S., Kim, Y.S., Kim, J.M., Kim, H.N., Surh, Y.J., & Kim, J.S. (2010). Puerarin suppresses AGEs-induced inflammation in mouse mesangial cells: a possible pathway through the induction of heme oxygenase-1 expression. Toxicology and Applied Pharmacology, 244(2), 106-113.
Kim, T.J., Kim, M.J., Kim, B.C., Kim, J.C., Cheong, T.K., Kim, J.W., & Park, K.H. (1999). Modes of action of acarbose hydrolysis and transglycosylation catalyzed by a thermostable maltogenic amylase, the genetic for which was cloned from a thermus strain. Journal of Microbiology, 65, 1644-1651.
Kim, Y.W., Choi, J.H., Kim, J.W., Park, C., Kim, J.W., Cha, H., Lee, S.B., Oh, B.H., Moon, T.W., & Park, K.H. (2003). Directed evolution of thermus maltogenic amylase toward enhanced thermal resistance. Journal of Microbiology, 69, 4866- 4874.
Kinjo, J., Furusawa, J., Baba, J., Takeshita, T., Yamasaki, M., & Nohara, T. (1987). Studies on the constituents of Pueraria lobata. III. Isoflavonoids and related
compounds in the roots and the voluble stems. Chemical and Pharmaceutical Bulletin, 35, 4846-4850.
Kinjo, J., Takeshita, T., Abe, Y., Terada, N., Yamashita, H., Yamasaki, M., Takeuchi, K., Murakami, K., Tomimatsu, T., & Nohara, T. (1988). Sudies on the constituents of Pueraria lobata. IV. Chemical constituents in the flower and the leaves. Chemical and Pharmaceutical Bulletin, 36, 1176-1179.
Kirakosyan, A., Kaufman, P.B., Warber, S., Bolling, S., Chang, S.C., & Duke, J.A. (2003). Quantification of major isoflavonoids and L-canavanine in several organs of kudzu vine (Pueraria montana) and in starch samples derived from kudzu roots.
Plant Science, 164, 883-888.
Ko, J.A., Ryu, Y.B., Park, T.S., Jeong, H.J., Kim, J.H., Park, S.J., Kim, J.S., Kim, D., Kim, Y.M., & Lee, W.S. (2012). Enzymatic synthesis of puerarin glucosides using leuconostoc dextransucrase. Journal of Microbiology and Biotechnology, 22(9),
1224-1229.
Kunamneni, A., & Singh, S. (2005). Response surface optimization of enzymatic hydrolysis of maize starch for higher glucose production. Biochemical Engineering Journal, 27(2), 179-190.
Kwun, K.H., Kim, G.J., & Shin, H.J. (2009). Ultrasonication assistance increases the efficiency of isoflavones extraction from kudzu (Pueraria lobata Ohwi) roots