Ghi chú: Sản phẩm PCR với cặp mồi Actin–Fw/Actin–Rv (A) và cặp mồi Hyg– Fw/Hyg–Rv (B) được điện di trên gel agarose 1%. Giếng M: thang chuẩn DNA 1 kb;
giếng 1: đối chứng âm (khơng có DNA khn); giếng 2: đối chứng âm (khuôn là mẫu DNA tách chiết từ cây lúa TBR225 không chuyển gen); giếng 3 – 9: khuôn là mẫu DNA tách chiết từ các dòng lúa TBR225 được chuyển cấu trúc pCas9/Tal5–TalC (D1.1 – 1.7); giếng 10: đối chứng dương (khuôn là vector pCas9/Tal5–TalC).
Kết quả PCR kiểm tra mẫu DNA tách chiết từ các cây lúa TBR225 với cặp mồi đặc hiệu cho gen nội chuẩn Actin (Actin–Fw/Actin–Rv) đều thu được kết quả dương tính, sản phẩm PCR cho 1 băng DNA rõ nét khi được điện di trên gel agarose 1% (Hình 3.19A, giếng 2 – 9), chứng tỏ tất cả mẫu DNA tách chiết đều đạt yêu cầu. Tuy nhiên, khi kiểm tra các cây lúa tái sinh bằng cặp mồi đặc hiệu cho gen chọn lọc Hygromycin phosphotransferase (gọi tắt là HygR) (Hyg–Fw/Hyg–Rv), chỉ có 3/7 dịng lúa tái sinh được kiểm tra (D1.1, D1.5 và D1.6) cho kết quả dương tính, sản phẩm PCR trên bản điện di cho 1 băng DNA đặc hiệu có kích thước xấp xỉ 0,8 kb (Hình 3.19B, giếng 3, 7 và 8), đúng với kích thước tính tốn lý thuyết của đoạn DNA được nhân bản trên vector pCas9/Tal5–TalC (Hình 3.19B, giếng 10). Ngược lại, các thí nghiệm PCR sử dụng khn là mẫu DNA tách chiết từ các dòng lúa D1.2,
D1.3, D1.4, D1.7 và cây lúa TBR225 không chuyển gen, sản phẩm PCR không thu được băng DNA này. Như vậy, có thể thấy mặc dù tái sinh được trên mơi trường có hygromycin nhưng khơng phải tất cả các dòng cây tái sinh đều mang gen HygR. Kết quả trên đây cho thấy hiệu quả chọn lọc của chất kháng sinh trong thí nghiệm chuyển gen chưa cao, tỉ lệ dương tính giả xấp xỉ 57%.
Hình 3.20: Xác định sự có mặt của cấu trúc biểu hiện phức hệ chỉnh sửa
SW14–TBR bằng PCR
Ghi chú: Sản phẩm PCR với cặp mồi Tal5–Fw/TalC–Rv (A) và cặp mồi Ubi– Fw/Cas9–Rv2 (B) được điện di trên gel agarose 1%. Giếng M: thang chuẩn DNA
1 kb; giếng 1 – 3: khuôn là mẫu DNA tách chiết từ các dòng lúa D1.1, D1.5 và D1.6; giếng 4: đối chứng âm (khuôn là mẫu DNA tách chiết từ cây lúa TBR225 không chuyển gen); giếng 5: khuôn là pCas9/Tal5–TalC; giếng 6: đối chứng âm (khơng có DNA khn).
Để đảm bảo chắc chắn 3 dòng lúa tái sinh D1.1, D1.5 và D1.6 thu được có mang cấu trúc biểu hiện phức hệ protein/RNA chỉnh sửa promoter SW14–TBR
trong hệ gen, các dòng lúa này tiếp tục được kiểm tra bằng PCR với cặp mồi Tal5– Fw/TalC–Rv đặc hiệu cho cấu trúc [Tal5–TalC] và Ubi–Fw/Cas9–t–Rv đặc hiệu cho cấu trúc [Ubiquitin:Cas9:35SNOS]. Kết quả điện di sản phẩm PCR trên gel agarose 1% cho thấy 2 dịng D1.1 và D1.5 đã cho băng DNA có kích thước đúng với kích thước tính tốn lý thuyết tương tự mẫu đối chứng dương (sử dụng khuôn là pCas9/Tal5–TalC): băng DNA 0,44 kb được nhân bản từ cấu trúc [Tal5–TalC] (Hình 3.20A, giếng 1 và 2) và băng DNA 0,36 kb được nhân bản từ cấu trúc
[Ubiquitin:Cas9:35SNOS] (Hình 3.20B, giếng 1 và 2). Ngược lại, mẫu DNA tách
chiết từ dịng D1.6 và dịng lúa TBR225 khơng chuyển gen cho kết quả PCR âm tính với các cặp mồi này (Hình 3.19A, giếng 3 và 4). Việc dịng D1.6 có mang gen
HygR nhưng không phát hiện được sự có mặt của cấu trúc biểu hiện sgRNA và
Cas9 có thể giải thích là do đã xảy ra hiện tượng đứt gãy trong quá trình tái tổ hợp DNA, dẫn tới chỉ có một phần cấu trúc Ti–DNA (chứa gen HygR) được chèn vào hệ gen của cây lúa.
Như vậy, có thể bước đầu khẳng định cấu trúc chỉnh sửa promoter SW14–TBR đã được tích hợp vào hệ gen lúa TBR225. Các dòng lúa chuyển gen sẽ được tiếp túc phân tích sâu hơn về đặc điểm kiểu gen và kiểu hình để chứng minh khả năng hoạt động của cấu trúc đã thiết kế và làm rõ vai trò của gen OsSWEET14 đối với cơ chế xâm nhiễm của các chủng vi khuẩn Xoo đại diện trên giống lúa TBR225.
Cấu trúc chỉnh sửa promoter SW14–TBR mặc dù đã được xác định có mặt trong cây chuyển gen bằng phương pháp PCR nhưng protein quan tâm có được biểu hiện trong cây chuyển gen hay khơng phụ thuộc vào rất nhiều yếu tố, ví dụ như vị trí chèn cấu trúc biểu hiện gen đích, số bản sao của gen đích trong hệ gen cây chủ… [12]. Đồng thời, hệ thống chỉnh sửa promoter SW14–TBR sau khi được biểu hiện phải có được hoạt tính như mong muốn mới chứng tỏ được sự thành cơng của các thí nghiệm trước đó. Do đó, các thí nghiệm chi tiết về trình tự promoter SW14–TBR trong các
dịng lúa TBR225 chuyển gen là rất cần thiết.
Cho đến nay theo ước tính của Thermo Fisher, đã có hơn 21000 bài báo về chủ đề chỉnh sửa hê ̣ gen được đăng tải. Trong những năm gần đây, CRISPR/Cas trở thành hệ thống được lựa chọn hàng đầu cho kỹ thuật chỉnh sửa hệ gen ở nhiều sinh vật. Trong đó, số bài báo mới và các ứng du ̣ng mới được công bố của phức hợp CRISPR/Cas9 đang tăng lên từ ng ngày. Kết quả thu được từ các nghiên cứu đã cho thấy tính trực giao, linh hoạt và hiệu quả của hệ thống này. Với những ưu điểm đó, CRISPR/Cas9 được ứng dụng phổ biến khơng chỉ trong lĩnh vực y tế mà còn cả trong lĩnh vực sinh học nơng nghiệp để phục vụ nhiều mục đích nghiên cứu khác nhau (như nghiên cứu chức năng gen, cải tạo giống cây trồng…). Từ sau năm 2013 đã có rất nhiều nghiên cứu chỉnh sửa gen ở thực vật bằng hệ thống CRISPR/Cas9 được thực hiện [10, 40, 43, 74]. Trong nghiên cứu này, cấu trúc chỉnh sửa promoter OsSWEET14
TBR225 (Oryza sativa L.) thông qua vi khuẩn A. tumefaciens (thực hiện bởi nhóm nghiên cứu của “Dự án chọn tạo giống lúa TBR225 kháng bệnh bạc lá bằng công nghệ chỉnh sửa hệ gen”), cấu trúc chuyển gen đã được xác định có mặt trong một số dòng lúa tái sinh bằng PCR. Tuy nhiên, tỉ lệ dịng lúa tái sinh mang đầy đủ các gen đích chưa cao (2/7 mẫu kiểm tra). Khả năng xuất hiện đột biến sau quá trình sửa DNA đứt gãy theo cơ chế NHEJ của tế bào có tính ngẫu nhiên. Chính vì vậy, để tăng khả năng thu được đột biến mong muốn, quy trình chuyển gen vào giống lúa TBR225 cần được cải tiến nhằm thu được nhiều dòng lúa mang cấu trúc biểu hiện gen đích. Trong khn khổ của luận văn này, chúng tôi bước đầu chứng minh được giống lúa TBR225 có khả năng tiếp nhận cấu trúc biểu hiện phức hệ protein/RNA CRISPR/Cas9 chỉnh sửa promoter SW14–TBR.
Việc chỉnh sửa vị trí bám trên promoter “gen mẫn cảm” cho các protein TAL của Xanthomonas oryzae pv. oryzae là một chiến lược kiểm soát biểu hiện gen. Một số cơng nghệ trước đây cũng cho phép kiểm sốt biểu hiện gen của cây chủ như bất hoạt gen bằng virus (virus–induced gene silencing) hay RNAi (RNA interference) nhưng theo cơ chế tương tác mRNA của gen đích. Mặc dù được áp dụng rộng rãi cho các nghiên cứu chức năng gen ở thực vật, nhưng sự kiểm sốt biểu hiện gen thơng qua mRNA xảy ra là gián tiếp và tác dụng chỉ đạt một phần. Vì thế, chiến lược kiểm sốt trực tiếp biểu hiện gen đích thơng qua việc tạo đột biến trên hệ gen được cho là có hiệu quả hơn cả. Hiện nay việc sử dụng hệ thống CRISPR/Cas9 đã cho phép gây đột biến mục tiêu và chỉnh sửa gen chính xác, có khả năng điều chỉnh biểu hiện gen và đặc biệt là kiểm tra chức năng của các thành viên trong họ gen [10, 43]. Dòng lúa TBR225 được chuyển cấu trúc biểu hiện CRISPR/Cas9 chỉnh sửa promoter
OsSWEET14 thu được trong nghiên cứu này được dự đoán sẽ mang đột biến trên
vùng promoter SW14–TBR và có khả năng kháng bệnh bạc lá (ít nhất là đối với 5 chủng vi khuẩn Xoo đại diện). Việc đánh giá khả năng hoạt động của cấu trúc chuyển gen trong cây chủ cũng như khả năng kháng bệnh bạc lá ở dòng lúa này cần phải được tiếp tục trong các nghiên cứu sau.
KẾT LUẬN
Từ những kết quả thu được, chúng tơi đưa ra các kết luận chính như sau:
1. Đã đánh giá tính mẫn cảm của lúa TBR225 và Kitaake với các chủng vi khuẩn
Xoo được phân lập tại miền bắc Việt Nam (chiều dài vết bệnh lần lượt từ 17 –
35 cm và 16 – 25 cm). Dòng lúa Kitaake mang đột biến promoter OsSWEET14 thể hiện tính kháng với 5/6 chủng vi khuẩn Xoo đại diện (VXO_52, VXO_54, VXO_59, VXO_60 VXO_61 và VXO_62), chiều dài vết bệnh < 8 cm.
2. Đã nhân dịng và giải trình tự đầy đủ promoter của gen OsSWEET14 liên quan đến quá trình xâm nhiễm của vi khuẩn gây bệnh bạc lá Xoo trên giống lúa
TBR225. Vùng trình tự đã phân lập dài 1392 bp, bao gồm đoạn promoter dài 1341 bp và đoạn Exon I dài 51 bp, có độ tương đồng lần lượt 99% và 100% so với OsSWEET14 của giống lúa Niponbare (mã số AP014967.1) và Shuhui498, (mã số CP018167.1). Promoter OsSWEET14 của lúa TBR225 chứa hộp TATA và 4 vị trí nhận biết của vi khuẩn Xoo, bao gồm TalC, Tal5, PthXa3 và AvrXa7. 3. Đã thiết kế 3 cấu trúc crRNA (20 Nu) phục vụ nghiên cứu chỉnh sửa promoter
OsSWEET14 của giống lúa TBR225 bằng công nghệ CRISPR/Cas9. Vector
chuyển gen thực vật mang cấu trúc biểu hiện phức hệ protein/RNA chỉnh sửa đồng thời hai vị trí Tal5 và TalC trên promoter OsSWEET14 của giống lúa
TBR225 đã được thiết kế thành công. Vector tái tổ hợp đã được kiểm tra bằng PCR, cắt enzyme giới hạn và giải trình tự Nu.
4. Đã xác định được hai dịng lúa TBR225 tái sinh (D1.1 và D1.5) có mang cấu trúc chỉnh sửa promoter OsSWEET14 bằng phương pháp PCR.
KIẾN NGHỊ
Trên cơ sở những kết luận thu được, chúng tôi đưa ra một số kiến nghị như sau: 1. Đánh giá khả năng hoạt động của cấu trúc chuyển gen trong cây chủ cũng
như khả năng kháng bệnh bạc lá ở dòng lúa TBR225 tái sinh.
2. Tiếp tục nghiên cứu vai trò của OsSWEET14 trong cơ chế xâm nhiễm của vi khuẩn Xoo thu thập tại Việt Nam.
TÀI LIỆU THAM KHẢO Tiếng Việt
1. Trần Mạnh Báo, Trần Thị Hơp, Trần Thị Tiệc, Nguyễn Thị Nhung, Nguyễn Văn Hoan (2016), “Kết quả chọn tạo giống lúa TBR225”, Tạp chí Khoa học Nơng nghiệp
Việt Nam, 14(9), tr. 1360–1367.
2. Nguyễn Thị Liên, Trần Thị Xuân Mai và Nguyễn Thị Pha (2012), “Phân lập và nhận diện vi khuẩn gây bệnh bạc lá lúa (Xanthomonas oryzae pv. oryzae) bằng kỹ thuật
PCR đa thành phần”. Tạp chí Khoa học, 23(a), tr. 155–164.
3. Nguyễn Duy Phương, Trần Tuấn Tú, Phạm Xuân Hội (2012), “Thiết kế thư viện ADNc chịu hạn ở lúa và phân lập gen NLI–IF1 bằng kĩ thuật sàng lọc phép lai đơn trong tế bào nấm men”, Tạp chí Sinh học, 34(1), tr. 114–122.
4. Bùi Trọng Thủy, Phan Hữu Tôn (2004), “ Khả năng kháng bệnh bạc lá của các dòng lúa chỉ thị (Tester) chứa đa gen kháng với một số chủng vi khuẩn Xanthomonas oryzae pv. oryzae gây bệnh bạc lá lúa phổ biến ở miền bắc Việt Nam”, Tạp chí Khoa học Kỹ thuật Nông nghiệp, 2, tr. 1–6.
5. Phan Hữu Tôn (2016), “Khảo sát khả năng kháng bệnh bạc lá, đạo ôn, rầy nâu của 4 giống lúa phục tráng: nếp đèo đàng, tẻ pude, blechâu và khẩu dao”, Tạp chí Khoa học Nông nghiệp Việt Nam, 14(4), tr. 551–559
6. Phan Hữu Tôn, Trịnh Thanh, Nguyễn Văn Giang, Nguyễn Văn Hùng, Tống Văn Hải
(2013), “Khảo sát nguồn gen lúa nếp kháng bệnh bạc lá”, Tạp chí Khoa học và Phát
triển, 11(6), tr. 886–891.
Tiếng Anh
7. Adachi N., Oku T. (2000), “PCR–mediated detection of Xanthomonas oryzae pv. oryzae by amplification of the 16S–23S rDNA spacer region sequence”, Journal of General Plant Pathology, 66(4), pp. 303–309.
8. Adhikari T. B., Basnyat R. C. (1999), “Virulence of Xanthomonas oryzae pv. oryzae on rice lines containing single resistance genes and gene combinations”, Plant Disease, 83, pp. 46–50.
9. Akhtar M. A., Rafi A., Hameed A. (2008), “Comparison of methods of inoculation of Xanthomonas oryzae pv.oryzae in rice cultivars”, Pakistan Journal of Botany,
40(5), pp. 2171–2175.
10. Arora L., Narula A. (2017), “Gene editing and crop improvement using CRISPR– Cas9 system”, Frontiers in Plant Science, 8, pp. 1932.
11. Bharathkumar S., David P. R. S., Brindha P. V., Kavitha S., Gnanamanickam S. S. (2008), “ Improvement of bacterial blight resistance in rice cultivars Jyothi and IR50 via markerassisted backcross breeding”, Journal of Crop Improvement, 21, pp. 101–116. 12. Bhat S. R., Srinivasan S. (2002), “Molecular and genetic analyses of transgenic
plants: Considerations and approaches”, Plant Science, 163(4), pp. 673–681.
13. Blanvillain–Baufumé S., Reschke M., Solé M., Auguy F., Doucoure H., Szurek B., Meynard D., Portefaix M., Cunnac S., Guiderdoni E., Boch J., Koebnik R. (2017), “Targeted promoter editing for rice resistance to Xanthomonas oryzae pv. oryzae
reveals differential activities for SWEET14–inducing TAL effectors”, Plant Biotechnology Journal, 15(3), pp. 306–317.
14. Boch J., Bonas U. (2010), “Xanthomonas AvrBs3 family–type III effectors: discovery and function”, Annual Review of Phytopathology, 48, pp. 419–36.
15. Borkar S. G., Yumlembam R. A. (2016), Bacterial diseases of crop plants, CRC
Press, Florida.
16. Bortesi L., Fischer R. (2015), “The CRISPR/Cas9 system for plant genome editing and beyond”, Biotechnology Advances, 33(1), pp. 41–52.
17. CABI/EPPO (2016), Xanthomonas oryzae pv. oryzae, Centre for Agriculture and
Bioscience International, Oxford.
18. Cernadas R. A., Doyle E. L., Niño–Liu D. O., Wilkins K. E., Bancroft T., Wang L., Schmidt C. L., Caldo R., Yang B., White F. F., Nettleton D., Wise R. P., Bogdanove A. J. (2014), “Code–assisted discovery of TAL effector targets in bacterial leaf streak of rice reveals contrast with bacterial blight and a novel susceptibility gene”, Public
Library of Science Pathogens, 10(4), pp. e1004126.
19. Chen H., Lin Y. J., Zhang Q. F. (2011), “Review and prospect of transgenic rice research”, Chinese Science Bulletin, 54(22), pp. 4049–4068.
20. Chen L. Q., Hou B. H., Lalonde S., Takanaga H., Hartung M. L., Qu X. Q., Guo W. J., Kim J G., Underwood W., Chaudhuri B., Chermak D., Antony G., White F. F., Somerville S. C., Mudgett M. B., Frommer W. B. (2010), “Sugar transporters for intercellular exchange and nutrition of pathogens”, Nature, 468(7323), pp. 527–532. 21. Chen L. Q., Qu X. Q., Hou B. H., Sosso D., Osorio S., Fernie A. R., Frommer W. B. (2012), “Sucrose efflux mediated by SWEET proteins as a key step for phloem transport”, Science, 335(6065), pp. 207–211.
22. Chu Z., Yuan M., Yao J., Ge X., Yuan B., Xu C., Li X., Fu B., Li Z., Bennetzen J. L., Zhang Q., Wang S. (2006), “Promoter mutations of an essential gene for pollen development result in disease resistance in rice”, Genes & Development, 20(10),
pp. 1250–1255.
23. Chylinski K., Le Rhun A., Charpentier E. (2013), “The tracrRNA and Cas9 families of type II CRISPR–Cas immunity systems”, RNA Biology, 10(5), pp. 726–37. 24. Denny T. P. (1995), “Involvement of bacterial polysaccharides in plant
pathogenesis”, Annual Review of Phytopathology, 33(1), pp. 173–197.
25. Doyle J. J., Doyle J. L. (1990), “Isolation of plant DNA from fresh tissue”, Focus,
12, pp. 13–15.
26. Farasat I., Salis H. M. (2016), “A biophysical model of CRISPR/Cas9 activity for rational design of genome editing and gene regulation”, PLoS Computational Biology, 12(1), pp. e1004724.
27. Gao Z., Herrera–Carrillo E., Berkhout B. (2018), “Improvement of the CRISPR–Cpf1 system with ribozyme–processed crRNA”, RNA Biology, 15(12), pp. 1458–1467. 28. Hu Y., Zhang J., Jia H., Sosso D., Li, T., Frommer W. B., Yang B., White F. F.,
Wang N., Jones J. B. (2014), “Lateral organ boundaries 1 is a disease susceptibility gene for citrus bacterial canker disease”, Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 111, pp. 521–529.
29. Huang S., Antony G., Li T., Liu B., Obasa K., Yang B., White F. F. (2016), “The broadly effective recessive resistance gene xa5 of rice is a virulence effector–dependent
30. Hutin M., Sabot F., Ghesquière A., Koebnik R., Szurek B. (2015), “A knowledge– based molecular screen uncovers a broad spectrum OsSWEET14 resistance allele to bacterial blight from wild rice”, The Plant Journal, 84(4), pp. 694–703.
31. Ikeda R., Abien R. E. T., Ogawa T. (1995), “Linkage analyses of resistance genes to bacterial blight in rice”, Japan Agricultural Research Quarterly, 29, pp. 137–142. 32. International Rice Research Institute, International Network for Genetic Evaluation
of Rice (1996), Standard evaluation system for rice, International Rice Research
Institute, Manila.
33. Ji G. H., Wei L. F., Wu Y. P., Bai X. H. (2008), “Biological control of rice bacterial blight by Lysobacter antibioticus strain 13–1”, Biological Control, 45, pp. 288–296. 34. Jones J. D. G., Dangl J. L. (2006), “The plant immune system”, Nature, 444, pp.
323–329.
35. Koch M., Parlevliet J. E., Mew T. W. (1991), “Assessment of quantitative resistance of rice cultivars to Xanthomonas campestris pv. oryzae: A comparison of inoculation