Chỉ tiêu Mẫu Ngày 0 Ngày 4 Ngày 8
Tổng vi sinh vật hiếu khí
(log cfu/g)
Đối chứng 3,54 5,90 6,15
LHA-1% 2,08 2,86 3,32
Vi sinh vật kị khí khử
Sulfite (log cfu/g)
Đối chứng < 10 < 10 < 10 LHA-1% < 10 < 10 < 10 Vi khuẩn Pseudomonas aeruginosa (cfu/g) Đối chứng 3,51 4,61 5,34 LHA-1% 2,04 2,70 3,13
Hàm lượng vi khuẩn Pseudomonas aeruginosa của mẫu đối chứng và mẫu LHA-1% được thể hiện trong Bảng 3.12 và Hình 3.5. Khi bắt đầu lưu trữ, lượng vi khuẩn Pseudomonas
aeruginosa giữa hai mẫu tương đồng nhau. Sự thay đổi của chỉ tiêu trên được nhận thấy vào
ngày 4, lượng vi khuẩn của LHA-1% thấp hơn mẫu đối chứng với kết quả ghi nhận lần lượt là 2,7 log cfu/g và 2,86 log cfu/g. Tại ngày 8, lượng vi khuẩn Pseudomonas aeruginosa ở cả hai mẫu đều tăng nhưng mức tăng của tơm được xử lí với dịch ngâm Lá Huỳnh Anh 1% vẫn thấp hơn mẫu đối chứng, giá trị này của LHA-1% là 3,13 log cfu/g trong khi của mẫu đối chứng là 3,32 log cfu/g. Điều này thể hiện LHA-1% có hiệu quả ngăn chặn sự phát triển vi khuẩn
Pseudomonas aeruginosa trên tôm thẻ. Xu hướng phát triển của Pseudomonas aeruginosa
cũng được trình bày trong nghiên cứu của Shiekh và Benjakul (2019). Nghiên cứu chỉ ra tôm thẻ khi bắt đầu lưu trữ có hàm lượng Pseudomonas trong khoảng 2,15 −2,18 log CFU/g và tăng suốt trong quá trình bảo quản. Kết quả trong bảng 3.1 có xu hướng phát triển tương tự với nghiên cứu trên.
Sự phát triển của vi sinh vật trên tơm trong q trình bảo quản đá bị tác động bởi nhiệt độ. Trong đó, nếu đá khơng đủ lạnh có thể làm vi sinh vật hoạt động tích cực hơn. Ngược lại, nhiệt độ thấp có thể ức chế sự phát triển của vi sinh vật ưa nhiệt. (Nirmal & Benjakul, 2009). Nghiên cứu ảnh hưởng của chất ức chế và áp suất cao để ngăn ngừa melanosis trên tôm he (Penaeus japonicus), kết quả cho thấy ascorbic acid và citric acid có hiệu quả làm giảm lượng vi sinh vật trên tơm trong q trình bảo quản đá (Montero, Lopez‐Caballero, & Pérez‐Mateos, 2001). Ngoài ra, sorbic acid và benzoic acid cũng được chứng minh là có hiệu quả ức chế sự phát triển của vi sinh vật trên tôm hồng (Parapenaeus longirostris) (Cadun et al., 2005).
57
3.4.5. Chỉ số nito bazo bay hơi (TVBN)
Bảng 3.13. Hàm lượng TVBN trong quá trình bảo quản (phụ lục) Ngày 0 Ngày 4 Ngày 8 Đối chứng (mgN/100g) 21,63 28,43 42,56
LHA-1% (mgN/100g) 20,21 23,49 34,06
Hình 3.3. Giá trị TVBN của các mẫu trong thời gian bảo quản
Sự thay đổi nito base bay hơi của cá mẫu trong ngày 0,4 và 8 được trình bày trong
Bảng 3.13 và Hình 3.6. Nhìn chung, TVBN của các mẫu có xu hướng tăng trong q trình bảo
quản và phù hợp với các nghiên cứu trước đây (Fang, Sun, Huang, & Yuan, 2013), (Okpala, Choo, Dykes, & Technology, 2014). Tại ngày 0, giá trị TVBN của mẫu đối chứng (21,63 mg N/100g) khơng có sự khác biệt đáng kể với mẫu LHA-1% (20,21 mg N/100g). Tại ngày 4, giá trị TVBN của LHA-1% là 23,49 mg N/100g thấp hơn 25 mg N/100g cho thấy các hợp chất phenol trong lá Huỳnh Anh có tác dụng chống vi sinh vật gây hư hỏng tơm trong q trình bảo quản. Tại ngày 8, giá trị TVBN của mẫu tôm LHA-1% (34,06 mg N/100g) thấp hơn mẫu đối chứng (42,56 mg N/100g). Tuy nhiên, TVBN cả hai mẫu đều vượt mức 25mg N/100g cho thấy tôm đã bị phân hủy (Lannelongue, Finne, Hanna, Nickelson, & Vanderzant, 1982).
Nghiên cứu của của Basiri và cộng sự năm 2015 chỉ ra rằng sự gia tăng TVBN có liên quan đến sự hư hỏng vi sinh vật và hoạt động của enzyme nội bào. Theo Sae-Leaw & Benjakul (2019) cho thấy hàm lượng TVBN ban đầu của tôm thẻ 3,22 – 4,96 mg N/100g. Sự khác biệt
58
về giá trị TVBN ban đầu này có thể là do mơi trường ni, thức ăn và thành phần cơ thể khác nhau của động vật (Nirmal et al., 2012)
59
CHƯƠNG 4: KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ
4.1. Kết luận
Hoạt tính kháng oxy hóa, khả năng ức chế enzyme tyrosinase của 4 loại cao trích từ các bộ phận thân, lá, hoa, rễ Huỳnh Anh được phân tích trong nghiên cứu này. Kết quả từ các phương pháp đánh giá tổng hàm lượng polyphenol, khả năng khử gốc tự do, khả năng khử sắt và khả năng ức chế tyrosinase đã thể hiện sự khác nhau của hoạt tính chống oxy hóa giữa các loại cao trích. Trong đó, cao trích từ lá Huỳnh Anh cho kết quả tối ưu trong các phương pháp đánh giá trên. Từ kết quả trên, cao lá Huỳnh Anh được thực hiện phân tích thành phần hóa học nhằm xác định sự có mặt các hợp chất phenolic và ứng dụng vào q trình bảo quản tơm. Mặt khác, lá Huỳnh Anh có lợi thế là loại nguyên liệu phổ biến và dễ tìm kiếm, thuận lợi cho quá trình thu hái so với các bộ phận khác của cây.
Tôm khảo sát được ngâm trong dãy nồng độ 0,1 – 0,5 – 1% trong thời gian 15 phút và so sánh với mẫu tôm ngâm trong nước cất (mẫu đối chứng). Kết quả được đánh giá dựa vào sự thay đổi vật lý, hóa học, vi sinh và cảm quan cho thấy cao trích lá Huỳnh Anh có khả năng bảo quản tơm thẻ chân trắng. Cụ thể, sự hình thành melanosis trên tơm LHA-1% bị ức chế đáng kể khi so với LHA-0,5%, LHA-0,5% và mẫu đối chứng. Tơm được xử lí trong dịch lá Huỳnh Anh 1% có sự gia tăng giá trị pH, hàm lượng TVBN, hàm lượng TBARS và hàm lượng vi sinh vật gây hư hỏng thấp nhất. Thêm vào đó, các hợp chất sinh học được tìm thấy trong lá Huỳnh Anh là những hợp chất tự nhiên an tồn. Tóm lại, dịch trích lá Huỳnh Anh với nồng độ 1% thể hiện khả năng bảo quản tôm và tiềm năng cho các nghiên cứu sử dụng nguyên liệu tự nhiên thay thế phụ gia tổng hợp bảo quản tôm.
4.2. Kiến nghị
- Tối ưu thông số nồng độ, thời gian ngâm dầm để nâng cao chất lượng và khối lượng cao trích.
- Tối ưu nồng độ và tỉ lệ dịch ngâm tôm để giảm chỉ số vi sinh, hóa học và vật lí khơng mong muốn.
- Thực hiện khảo sát ảnh hưởng độc tố của mẫu cao để đảm bảo tính an tồn cho con người.
60
TÀI LIỆU THAM KHẢO
A.A. Gonỗalves, A.R.M. de Oliveira / LWT - Melanosis in crustaceans: A review. Food Science and Technology 65 (2016) 791 - 799
Abdullah O, Ayse O, Mevlut A, Gozde G, Jelena M (2009). A comparative study on proximate, mineral and fatty acid compositions of deep seawater rose shrimp (Parapenaeus longirostris, Lucas, 1846) and red shrimp (Plesionika martia, A. Milne- Edwards, 1883). J. Anim. Vet. Adv. 8(1):183-189
Agbo, M. O., Uzor, P. F., Nneji, U. N. A., Odurukwe, C. U. E., Ogbatue, U. B., & Mbaoji, E. C. (2015). Antioxidant, total phenolic and flavonoid content of selected Nigerian medicinal plants. Dhaka University Journal of Pharmaceutical Sciences, 14(1), 35-41. Antolovich, M., Prenzler, P. D., Patsalides, E., McDonald, S., & Robards, K. (2002). Methods
for testing antioxidant activity. Analyst, 127(1), 183-198.
Ramsden, P. A. Riley. (2014). Bioorganic & Medicinal Chemistry. Tyrosinase: The four oxidation states of the active site and their relevance to enzymatic activation, oxidation and inactivation (2014) 2388–2395
Ashie, I. N. A., Smith, J. P., Simpson, B. K., & Haard, N. F. 1996. Spoilage and shelf‐life extension of fresh fish and shellfish. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 36(1-2), 87–121.
Badria F. A. and El Gayyar M. A. (2001) A new type of tyrosinase inhibitors from natural products as potential treatments for hyperpigmentation. Boll. Chim. Farma. 140: 267– 271
Bailey, M., Fieger, E., & Novak, A. J. J. o. F. S. (1956). Objective tests applicable to quality studies of ice stored shrimp. 21(6), 611-620.
Basiri, S., Shekarforoush, S. S., Aminlari, M., Akbari, S. J. L.-F. S., & Technology. (2015). The effect of pomegranate peel extract (PPE) on the polyphenol oxidase (PPO) and quality of Pacific white shrimp (Litopenaeus vannamei) during refrigerated storage. 60(2), 1025-1033.
61
Beermann, F., Ganß, R., & Schütz, G. (1994). Regulation of pigmentation during mammalian development. In Advances in Developmental Biochemistry (Vol. 3, pp. 149-177): Elsevier.
Benjakul, S., Visessanguan, W., Phongkanpai, V., & Tanaka, M. J. F. C. (2005). Antioxidative activity of caramelisation products and their preventive effect on lipid oxidation in fish mince. 90(1-2), 231-239.
Benjakul, S. S. (1997). Physiochemical changes in Pacific whiting muscle proteins during iced storage. Journal Food Science, 62: 729-733.
Benjakul, S., Visessanguan, W., & Tanaka, M. (2005). Properties of phenoloxidase isolated from the cephalothorax of kuruma prawn (Penaeus japonicus). Journal of Food Biochemistry, 29, 470 - 485
Bono, G., Badalucco, C. V., Cusumano, S., & Palmegiano, G. B. (2012). Toward shrimp without chemical additives: a combined freezing-MAP approach. LWTeFood Science and Technology, 46(1), 274 - 279
Brauer, J. M. E.; Leyva, J. A. S.; Alvarado, L. B.; Sandez, O. R.Effect of dietary protein on muscle collagen, collagenase and shear force of farmed white shrimp (Liptopenaeus Vennamei). Eur. Food Res. Technol. 2003, 217, 277–280.
Bray, W.A. and A.L. Lawrence, 1992. Repolume of Penaeus species in captivity. In: A.W., Fast, Lester, L.J., editors. Marine shrimp culture: principles and practices. Amsterdam, Elsevier Science I.H. (Eds.). Publisher, 23: 93-170.
Brenner M, Hearing VJ (2008). "The protective role of melanin against UV damage in human skin". Photochemistry and Photobiology. 84 (3): 539–549
Cadun, A., Cakli, S., & Kisla, D. J. F. C. (2005). A study of marination of deepwater pink shrimp (Parapenaeus longirostris, Lucas, 1846) and its shelf life. 90(1-2), 53-59. Chao, G. K.-J., & Suatoni, J. C. J. J. o. C. S. (1982). Determination of phenolic compounds by
HPLC. 20(9), 436-440.
Conner WE, Neuringer M, Reisbick S (1992). Essential fatty acids: The importance of n-3 fatty acids in the retina and brain. Nutr. Rev. 50:21- 29.
62
Conway, E. J., & Byrne, A. (1933). An absorption apparatus for the micro-determination of certain volatile substances: The micro-determination of ammonia. Biochemical Journal, 27(2), 419.
Coppen, J.J.W.; Cobb, A.L. The occurrence of iridoids in Plumeria and Allamanda. Phytochemistry 1983, 22, 125–128.
Dalsgaard, A., Huss, A. H., Kittikun, A. and Larson, J. A. 1995. Prevalence of Vibrio cholerae and Salmonella in a major shrimp production area in Thailand. Food Microbiology 28: 101-213
Đặng Xuân Cường, Vũ Ngọc Bội,Trần Thị Thanh Vân và Ngơ Đăng Nghĩ. Sàng lọc hoạt tính kháng oxy hóa của một số lồi rong nâu Sargassum ở Khánh Hịa, Việt Nam. Nông nghiệp, Thủy sản và Công nghệ Sinh học: 25 (2013): 36-42
Đồn Thị Quỳnh Trâm (2018). Khảo sát hoạt tính chống oxy hóa, ức chế enzyme tyrosinase và khả năng bảo quản tôm thẻ chân trắng của các giống bơ ở Việt Nam. Trường Đại học Sư Phạm Kỹ Thuật. 77 trang.
Donghyun Kim, Jiyeoun Park, Jinhee Kim, Cheolkyu Han, Jeonghyeoky Yoon, Namdoo Kim, Jinho Seo and Choonghwan Lee (2006). Flavonoids as Mushroom Tyrosinase Inhibitors: A Fluorescence Quenching Study. J. Agric. Food Chem., 54: 935-941. Encarnacion, A. B., Fagutao, F., Jintasataporn, O., Worawattanamateekul, W., Hirono, I., &
Ohshima, T. J. F. R. I. (2012). Application of ergothioneine-rich extract from an edible mushroom Flammulina velutipes for melanosis prevention in shrimp, Penaeus monodon and Litopenaeus vannamei. 45(1), 232-237.
Erickson, M. C., Bulgarelli, M. A., Resurreccion, A. V. A., Vendetti, R. A., & Gates, K. (2007). Sensory differentiation of shrimp using a trained descriptive analysis panel. LWT - Food Science and Technology, 40(10), 1774–1783
Essiett, A., & Udo, E. S. (2015). Comparative phytochemical screening and nutritional potentials of the stems, leaves and flowers of Allamanda Cathartica (Apocynaceae). Int. Sci. Technol, 4, 248-253.
Fang, X.-B., Sun, H.-Y., Huang, B.-Y., & Yuan, G.-F. J. J. F. A. E. (2013). Effect of pomegranate peel extract on the melanosis of Pacific white shrimp (Litopenaeus vannamei) during iced storage. 11(11), 105-109.
63
FAO. 2016. FAO Statistical Yearbook: Fishery and Aquaculture Statistics. The organization of Food and Agriculture of the United Nations, Rome.
FAO. 2018. Fishery Statistical Collections. FIGIS. FAO. Rome.
Farhoosh, R., Golmovahhed, G. A., & Khodaparast, M. H. H. (2007). Antioxidant activity of various extracts of old leaves and black tea wastes (Camellia sinensis L.). Food Chemistry, 100, 231-236.
Ferrer, O. K. (1989). Phenoloxidase from the cuticle of Florida spiny lobster (Panulirus argus): mode of activation and characterization. J. Food Sci., 54, 63-67.
Finne, G. (1979) Enzymatic Ammonia Production in Penaied Shrimp Held on Ice. Abstracts of Papers of the American Chemical Society (SEP), 25-25.
G. Prota, (1988). Progress in the chemistry of melanins and related metabolites, Med. Res.Rev, 8(4), 525–556.
Gómez‐Guillén, M. C., Martínez‐Alvarez, Ĩ., Llamas, A., & Montero, P. (2005). Melanosis inhibition and SO2 residual levels in shrimps (Parapenaeus longirostris) after different sulfite‐based treatments. Journal of the Science of Food and Agriculture, 85(7), 1143- 1148.
Ghosh, C., Hazra, L., Nag, S. K., Sil, S., Dutta, A., Biswas, S., . . . Chatterjee, S. J. w. (2019). Allamanda cathartica Linn. Apocynaceae: A mini. 16, 17.
Gunalan B, Nina Tabitha S, Soundarapandian P and T. Anand (2013). Nutritive value of cultured white leg shrimp Litopenaeus vannamei. Vol. 5(7), pp. 166-171
Haining R. L, Achat-Mendes C (2017) Neuromelanin, one of the most overlooked molecules in modern medicine, is not a spectator. Neural Regen Res 12(3):372-375
Hameed, A., Nawaz, G., & Gulzar, T. (2014). Chemical composition, antioxidant activities and protein profiling of different parts of Allamanda cathartica. Natural product research, 28(22), 2066-2071.
Harborne J. B. and Williams C. A. (2000) Advances in flavonoid research since 1992. Phytochemistry 55: 481–504
Huang CH, Chang RJ, Huang SL and Chen W, Dietary vitamin E supplementation affects tissue lipid peroxidation of hybrid tilapia, Oreochromis niloticus × O. aureus. Comp Biochem Physiol Part B 134:265–270 (2003)
64
Ismaya, W. T., Rozeboom, H. J., Weijn, A., Mes, J. J., Fusetti, F., Wichers, H. J., & Dijkstra, B. W. J. B. (2011). Crystal structure of Agaricus bisporus mushroom tyrosinase: identity of the tetramer subunits and interaction with tropolone. 50(24), 5477-5486. Jaenicke E, Decker H (Apr 2003). "Tyrosinases from crustaceans form hexamers". The
Biochemical Journal. 371 (Pt 2): 515–523
Kim, J., Marshall, M. R., & Wei, C. (2000). Polyphenoloxidase. In N. F. Haard, & B. K. Simpson (Eds.), Seafood enzymes: Utilization and influence on postharvest seafood quality (pp. 271 - 315)
Lannelongue, M., Finne, G., Hanna, M., Nickelson, R., & Vanderzant, G. J. J. o. F. S. (1982). Storage characteristics of brown shrimp (Penaeus aztecus) stored in retail packages containing CO2‐enriched atmospheres. 47(3), 911-913.
Lê Nhất Tâm, Đoàn Như Khuê, Huỳnh Nguyễn Quế Anh , Trương Huỳnh Anh Vũ , Chu Vân Hải. 2019. Đánh giá sự biến đổi chất lượng của tôm sú nhằm xác định hạn sử dụng bằng các phương pháp bảo quản khác nhau. Tạp chí Khoa học Cơng nghệ Việt Nam. Vol 61(5)
Liu, F.F, Ang, C.Y.W., and Springer, D. (2000), Optimization of extraction conditions for active components in Hypericumperforatum using surfacemethodology, Journal of Agriculture and Food Chemistry, 48, pp. 3364-3371
Lone Gram and Paw Dalgaard. (2002). Fish spoilage bacteria – problems and solutions. Current Opinion in Biotechnology. 13:262–266
López‐Caballero, M. E., Martínez‐Alvarez, O., Gómez‐Guillén, M. d. C., & Montero, P. (2007). Quality of thawed deepwater pink shrimp (Parapenaeus longirostris) treated with melanosis‐inhibiting formulations during chilled storage. International journal of food science & technology, 42(9), 1029-1038.
L.S. Bak, A.B. Andersen, E.M. Andersen, G. Bertelsen. (1999). Effect of modified atmosphere packaging on oxidative changes in frozen stored cold water shrimp (Pandalus borealis). FoodChemistry 64:169 – 175
Mannan, M. A., Alam, M. S., Mustari, F., Kudrat-E-Zahan, M., Ali, R., Haque, A. H., . . . Talukder, D. (2017). In vitro Antioxidant, Antimicrobial, Insecticidal and Cytotoxic
65
Activities of the Medicinal Plants: Allamanda cathartica and Mimusops elengi. European Journal of Medicinal Plants, 1-12.
Maeda & Fukuda, 1991. Heterocyclic Compounds Against the Enzyme Tyrosinase Essential for Melanin Production: Biochemical Features of Inhibition. J.Soc. Cosmet. Chem.43, 361
Maier, C. M., & Chan, P. H. (2002). Book review: role of superoxide dismutases in oxidative damage and neurodegenerative disorders. The Neuroscientist, 8(4), 323-334.
Martinez, M. V.; Whitaker, J. R. (1995). The biochemistry and control of enzymatic browning. Trends Food Sci. Technol. 6, 195-200
McEvily A. J., Iyengar R., Otwell S. (1991). Sulfite alternative prevents shrimp melanosis. Food Technol 45(9):80-86.
Montero, P. M.-A.-G. (2004). Effectiveness of onboard application of 4-hexylresocinol in inhibiting melanosis in shrimp (Parapenaeus longirostris. J. Food Sci, 69, 643-647 Montero, P., Avalos, A., & Perez-Mateos, M. (2001). Characterization of polyphenoloxidase of
prawns (Penaeus japonicus). Alternatives to inhibition: additives and high-pressure treatment. Food Chemistry, 75(3), 317-324
Montero, P., Lopez‐Caballero, M., & Pérez‐Mateos, M. (2001). The effect of inhibitors and high pressure treatment to prevent melanosis and microbial growth on chilled prawns (Penaeus japonicus). Journal of Food Science, 66(8), 1201-1206.
Nalan Gokoglu, Pinar Yerlikaya. Inhibition effects of grape seed extracts on melanosis formation in shrimp (Parapenaeus longirostris).International Journal of Food Science and Technology 2008, 43, 1004–1008
Nguyễn Khắc Hường. 2007. Sổ tay kỹ thuật nuôi trồng hải sản. Nhà xuất bản khoa học Kỹ thuật Hà Nội. trang 84
Nguyễn Xuân Duy và Nguyễn Anh Tuấn. Sàng lọc thực vật có hoạt tính chống oxi hóa và áp dụng trong chế biến thủy sản. Nông nghiệp, Thủy sản và Công nghệ Sinh học: 28 (2013): 59-68
Nilesh Prakash Nirmal and Soottawat Benjakul (2011) Inhibitory Effect of Mimosine on Polyphenoloxidase from Cephalothoraxes of Pacific White Shrimp (Litopenaeus vannamei). J. Agric. Food Chem. 2011, 59, 10256–10260