Enzyme cố định. Enzyme mannanase. Lactobacillus plantarum WCF1. Nghiên cứu quá trình sản xuất enzyme mannanase cố định trên Lactobacillus plantarum WCF1 Biểu hiên enzyme mong muốn trên bề mặt tế bào vi sinh vật thông qua cơ chế phiên mã, dịch mã và tổng hợp protein tương ứng, thông qua một số cơ chế vận chuyển (hoặc cơ chế tiết) của tế bào để cố định protein hay enzyem mong muốn trên bề mặt của chúng, từ đó thực hiện các chức năng chuyển hóa cơ chất ở ngoại bào, cũng như tiền đề cho việc biểu hiện enzyme toàn tế bào
ĐẠI HỌC ĐÀ NẴNG TRƯỜNG ĐẠI HỌC BÁCH KHOA KHOA HĨA – BỘ MƠN CƠNG NGHỆ SINH HỌC ĐỒ ÁN CƠNG NGHỆ NGHIÊN CỨU QUY TRÌNH SẢN XUẤT MANNANASE CỐ ĐỊNH TRÊN Lactobacillus plantarum WCFS1 GVHD: TS NGUYỄN HOÀNG MINH SVTH: TRƯƠNG VĂN HUY HOÀNG LỚP: 18SH MSV: 107180318 ĐÀ NẴNG, THÁNG NĂM 2021 LỜI MỞ ĐẦU Endo–β–1,4–mannanase (Mannanase) enzyme có khả thủy phân liên kết 1,4-β-manopyranosid mạch mannan có chứa đường mannanose, glucomanna, glactomana Nhờ khả thủy phân này, mannanase ứng dụng rộng rãi nhiều lĩnh vực sản xuất giấy, sản xuất bia, chế tạo thuốc hạ đường huyết, hay bổ sung vào thức ăn gia cầm, v.v Nhu cầu ứng dụng mananase lớn đòi hỏi quy trình sản xuất mannanase quy mơ cơng nghiệp nhằm đáp ứng, phục vụ tối ưu cho trình sản xuất nghiên cứu với giá thành thấp Bài tổng quan hơm em xin trình bày đề tài nghiên cứu quy trình sản xuất mannanase cố định bề mặt tế bào chủng vi khuẩn Lactobacillus plantarum WCFS1 Thông qua em xin gởi lời cám ơn đến Ts Nguyễn Hoàng Minh tận tình hướng dẫn em suốt trình làm báo cáo này! Người viết Trương Văn Huy Hoàng Mục lục Phần 1: TỔNG QUAN TÀI LIỆU .5 1.1 Tổng qua enzyme cố định 1.1.1 Khái niệm enzyme cố định .5 1.1.2 Các phương pháp cố định enzyme 1.1.2.1 Phương pháp cố định vật lí 1.1.2.1.1 Hấp phụ enzyme lên bề mặt chất mang 1.1.2.1.2 Gói enzyme chất mang 1.1.2.1 Phương pháp cố định hóa học 1.1.2.1.1 Cố định enzyme liên kết cộng hóa trị 1.1.2.1.2 Phương pháp gắn enzyme với liên kết đồng hóa trị 11 1.1.3 Các trình cố định enzyme bề mặt tế bào 13 1.1.3.1 Protein mang (mơ-típ neo) 14 1.1.3.2 Protein mục tiêu (protein hay enzyme cần cố định hay cần biểu hiện) .15 1.1.3.3 Chủng tế bào chủ (Host strain) 16 1.1.3.4 Cố định enzyme vi khuẩn Gram-âm 16 1.1.3.5 Cố định enzyme vi khuẩn Gram-dương .22 1.2 Tổng qua enzyme mannanase 23 1.2.1 Cơ chế tác động mannanase 23 1.2.2 Nguồn gốc phân loại mannanase .24 1.2.3 Các yếu tố ảnh hưởng đến hoạt tính mannanase 26 1.2.4 Tình hình sản xuất enzyme mannanase nước 27 1.3 Tổng quan vi khuẩn Lactobacillus plantarum 28 1.3.1 Giới thiệu L.plantarum 28 1.3.2 Hệ thống biểu sử dụng mơ-típ neo L.plantarum [106] 29 Phần 2: NGHIÊN CỨU QUÁ TRÌNH SẢN XUẤT MANNANASE CỐ ĐỊNH TRÊN BẾ MẶT TẾ BÀO VI KHUẨN Lactobacillus plantarum WCFS1 30 2.1 Giới thiệu sơ lượt quát trình cố định enzyme mannanase L.plantarum WCFS1 [109] 31 2.2 Xử lí plasmid cần tạo dịng (và biểu hiện) 33 2.3 Xây dựng vector tái tổ hợp pSlpA_1261ManB .33 2.4 Sự biểu gen cấu trúc L.plantarum 33 2.5 Sự hiển thị mannanase bề mặt tế bào L.plantarum 34 2.6 Phân tích enzyme 35 2.6.1 Phân tích hoạt độ enzyme cố định 35 2.6.2 Phân tích tính ổn định mannanase cố định neo lipoprotein 36 3.7 Đề xuất phương pháp sản xuất enzyme mannanase cố định mơ-típ neo lipoprotein L.plantarum WCFS1 38 Tài liệu tham khảo .39 Phần 1: TỔNG QUAN TÀI LIỆU 1.1 Tổng qua enzyme cố định 1.1.1 Khái niệm enzyme cố định Enzyme cố định thuật ngữ dùng để enzyme giới giạn mặt vật lí khu trú vùng không gian định với việc trì hoạt động xúc tác chúng sử dụng nhiều lần liên tục [1]; điều giữ nguyên chất tế bào cố định [2] Sự cố định chất xúc tác sinh học thực chất chuyển đổi trạng thái chúng từ dạng hòa tan (hay enzyme tự do) sang dạng khơng hịa tan (hay enzyme cố định) cách gắn chúng vào vật liệu hay chất mang khơng hịa tan cách bao bọc chất xúc tác khn polyme có nguồn góc tổng hợp tự nhiên [2] Điều dẫn đến thay đổi đáng kể đặc tính vốn có chất xúc tác dạng hịa tan, khơng làm biến tính Enzyme cố định có nhiều ưu điểm cho thấy tính hiệu cao ứng dụng thực tiễn so với enzyme tự như: - Một lượng enzyme tái sử dụng nhiều lần [3] Các enzyme hòa tan sau xúc tác phản ứng dễ dàng lẫn vào sản phẩm sau trình xúc tác, việc thu hồi enzyme khỏi sản phẩm nhằm tái sử dụng tạo sản phẩm có độ tinh khiết cao sau xúc tác vốn coi thách thức mặt kỹ thuật, tốn chi phí sản xuất thời gian gây biến tính enzyme; enzyme cố định khơng vậy, chúng khơng hòa lẫn vào phẩm dẫn đến việc tái sử dụng enzyme nhiều lần, giúp tiết kiệm thời gian chi phí q trình sản xuất Như enzyme lyase hydroxynitrile từ Prunus amygdalus cố định lên Celite R-633 xúc tác thành cơng q trình chuyển đổi benzaldehyde thành R-mandelonitrile, enzyme cố định tái sử dụng đến 10 lần trước thối hóa [4] Hay tái sử dụng nhiều lần enzyme mannanase chitosanase cố định bề mặt Lactobacillus plantarum [5] - Không enzyme cố định cho thấy chúng hoạt động ổn định nhiều [6] Trong trình hoạt động mơi trường cơng nghiệp, enzyme liên tục làm việc điều kiện “khắc nghiệt” áp suất, nhiệt độ cao, pH kiềm hay acid, bị ức chế bồn phản ứng với nồng độ thành phần phản ứng cao khiến phần lớn enzyme trạng thái hịa tan hoạt động khơng ổn định chí bị thối hóa sau thời gian ngắn làm việc [7] Enzyme α-amylase cố định hạt composite giữ hoạt độ 93% thay đổi pH khoảng 5,8-8,0 α-amylase tự bị giảm hoạt tính nhiều Tương tự, glucoamylase cố định hạt trì hoạt độ 74% khoảng nhiệt độ 15-85ᴼC với enzyme tự 18%, hai enzyme α-amylase glucoamylase sau cố định giữ hoạt độ ấn tượng nhiều điều kiện môi trường phản ứng thay đổi so với chúng dạng tự mặc cho việc trải qua 50 chu kì tái sử dụng - Bên cạnh việc xúc tác phản ứng enzyme cố định làm ngừng nhanh chóng cần thiết cách tách enzyme khỏi chất Tuy có nhiều thuận lợi bật trên, xong việc sử dụng enzyme cố định có hạn chế định như: - Làm giảm hoạt tính gây biến tính enzyme sau cố định [3] Điều lý giải thay đổi cấu hình enzyme tham gia liên kết với chất mang mà gây nên Chẳng hạn, hoạt độ enzyme laccase cố định màng nanocellulose vi khuẩn giảm xuống 24% sau 60 xúc tác phản ứng nhiệt độ 37ᴼC, laccase tự hoạt độ giữ 28% [8] Đây nhược điểm “chí mạng” enzyme cố định việc cố định gây hoạt độ trình cố định trở nên vô nghĩa - Không vài phương pháp cố định, khuyếch tán chất với enzyme bị hạn chế [3] Bởi lẻ, phương pháp gói enzyme khuồn gel, cấu trúc vốn có chất mang làm giảm đáng kể tiếp xúc chất với enzyme 1.1.2 Các phương pháp cố định enzyme Một phức hợp enzyme cố định hoạt chỉnh gồm phần là: enzyme cần cố định chất mang Dựa tương tác enzyme với chất hỗ trợ (hay chất mang), ta phân loại thành hai phương pháp phương pháp vật lí phương pháp hóa học [9] Hình 1: Các phương pháp cố định enzyme 1.1.2.1 Phương pháp cố định vật lí 1.1.2.1.1 Hấp phụ enzyme lên bề mặt chất mang Hấp phụ phương pháp đơn giản thuận tiện để cố định enzyme Sự hấp phụ bao gồm: hấp phụ vật lí, hấp phụ ion (Hình 2) hấp phụ lực (Hình 3) Các chất mang thường sử dụng phương pháp để cố định enzyme thường nhựa trao đổi cation anion, than hoạt tính, silica gel, thủy tinh có lỗ, alumin, gốm sứ [9] Enzyme hấp phụ bề mặt chất mang nhờ liên kết hidro, lực Van de Waals, tương tác tĩnh điện tương tác kỵ nước cố định lỗ sốp vật liệu trung tính Ví dụ, lipase cố định nhựa Phenyl-Sepharose CL-4B Octyl-Sepharose CL-4B cách hấp phụ kị nước [10] Hay laccase hấp phụ vào bên lỗ xốp khung Zr-MOFs (Zr-metal organic frameworks) [11] Hình 2: Liên kết ion Hình 3: Ái lực liên kết Việc hấp phụ enzyme lên vào bên chất mang thực dễ dàng với chi phí thấp cách trộn ủ chúng thời gian định Không thế, phương pháp không cần thực bước sử lý enzyme để cố định tái sử dụng chất mang phương pháp đơn giản để giải hấp phụ Có thể thấy loại liên kết sử dụng chất mang với enzyme liên kết yếu, điều có nghĩa enzyme sau cố định chất mang phù hợp loại trừ khả bị biến tính giữ phần lớn hoạt tính vốn có chúng Tuy nhiên, liên kết yếu mà hiệu hấp phụ enzyme bị ảnh hưởng nhiều pH môi trường, nhiệt độ, nồng độ ion hỗn hợp, dẫn đến ổn định Ngoài việc giảm hiệu cố định cịn làm enzyme bị rửa trơi vào mơi trường gây tạp nhiễm sản phẩm 1.1.2.1.2 Gói enzyme chất mang Các enzyme thường có xu hướng kết tụ lại với từ làm giảm hoạt tính xúc tác chúng Gói enzyme khn gel (chất mang) (Hình 4) phương thức hữu hiệu nhằm tránh kết tụ Nhiều loại chất khác sử dụng để cố định enzyme vào bên khuôn gel dạng sợi cellulose triaxetat, collagen, chitosan hay gel dạng hạt alginat, caraghehan bao vi thể Nghiên cứu M.Bilal cộng cố định thành công peroxidase vào bên lưới gel chitosan [12], bên hạt Ca-alginate [13] Cấu trúc chất mang có lỗ xốp với kích thước đủ nhỏ giúp hạn chế tối đa lượng enzyme khuyếch tán đủ để chất sản phẩm tạo thành sau xúc tác vào mạng lưới gel Hình 4: Cố định enzyme khn gel Hình 5: Cố định enzyme bao vi thể Việc cố định enzyme khuôn gel thực tương đổi dễ dàng với kỹ thuật đơn giản Đơn cử cố định urease vào khuôn collagen cách cho enzyme vào dung dịch phân tán sợi collagen khuấy từ, sau thực q trình điện hóa ta thu mạng collagen có “nhốt” urease bên catot [14] Trong phương pháp này, khơng địi hỏi chất mang nhóm phản ứng protein nên thích hợp với nhiều enzyme khơng có liên kết cộng hóa trị enzyme cố định với chất mang nên cấu trúc enzyme trì, điều giúp tăng tính ổn định cải thiện hoạt độ xúc tác enzyme, ngăn ngừa tình trạng biến tính, đồng thời cố định nhiều enzyme khuôn hay bao vi thể (các enzyme phải có điều kiện hoạt động tối ưu gần nhau) Tuy nhiên, rào cảng khuyếch tán nhỏ tạo enzyme chất bị ngăn cách lớp gel bao vi thể (Hình 5), điều ảnh hưởng nhiều đến hiệu suất q trình xúc tác phản ứng; Khơng việc tiến hành polyme hóa để tạo thành chất mang hỗ trợ, đặc biệt tạo gốc tự do, thường làm biến tính enzyme 1.1.2.1 Phương pháp cố định hóa học 1.1.2.1.1 Cố định enzyme liên kết cộng hóa trị Là phương pháp đạt cách gắn trực tiếp với enzyme chất mang thông qua liên kết cộng hóa trị (Hình 6) Đây liên kết mạnh, khả liên kết ổn với vật liệu mang hỗ trợ bao gồm vật liệu hữu dextran (sephadex), agarose (sepharose); dẫn xuất cellulose dietylaminoetyl (DEAE-cellulose), DEAE-sephadex, carboxylmethylsephadex (CM-sephadex), CM-cellulose, aminohexyl-sepharose (AHSepharose); hay đến chất vô silicagel, betonit, nhôm hydroxyt; sợi tổng hợp polyacryamide, polyvinyl; Và chí cố định tế bào vi sinh vật Một vài nghiên cứu việc gắn enzyme vật liệu liên kết cộng hóa trị là: cố định cholesterol oxidase từ Brevibaterium sp hạt sepharose [15], đến cố định enzyme thủy phân chất béo lipase agarose [16]; Đến thí nghiệm gắn cộng hóa trình enzyme dẫn xuất như: cố định α-amylase từ giống lúa mì Triticium aestivum lên vật liệu DEAE-cellulose [17] loại enzyme sử dụng phổ biến sản xuất bia, hay cố định β-xylosidase tinh chế từ Aspergillus niger AHsepharose [18]; Với chất mang vật liệu tổng hợp ta có cố định enzyme pectinase polyacrymide, liên kết hóa trị alcohol dehydrogenase sợi polyvinyl alcohol [19]; Với chất mang có nguồn gốc vơ ta có nghiên cứu cố định enzyme cellulase silica gel [20] sau chất mang hoạt hóa; Hơn cịn thí nghiệm cố định enzyme chitosanase bề mặt L.plantarum [5] Việc gắn enzyme lên chất mang liên kết đồng hóa trị có hai phương pháp: gắn giai đoạn gắn hai giai đoạn Q trình kết hợp enzyme xảy qua giai đoạn chất mang có chứa nhóm chức có khả tham gia liên kết trực tiếp với nhóm amin protein enzyme Ví dụ, chất đồng trùng hợp andehyl maleic etylen để liên kết cộng hóa trị nhóm amin lysine phân tử protein fibronectin với gốc anhydrit maleic [21] Còn với phương pháp gắn hai gia đoạn, ta cần trải qua hai Hình 6: Cố định enzyme chất mang liên kết cộng hóa trị bước: cần hoạt hóa chất mang cách đưa vào nhóm có khả phản ứng hơn, sau đến gia đoạn kết hợp enzyme với chất mang liên kết cộng hóa trị Các chất mang có chứa nhóm amin aminobenzoyl-cellulose, polyaminostirol, copolyme amino phenylalanin hoạt hóa phản ứng diazo Ví dụ, kết hợp dễ dàng enzyme với polyaminostirol điều kiện nhiệt độ thường mơi trường trung tính sau chất mang diazol hóa natri nitrit mơi tường axit thành muối diazo; Hoặc hoạt hóa chất mang có chứa nhóm amin cách cho tác dụng với phosgen tiophosgen để tạo thành dẫn xuất isonianat hay isotioxianat, dẫn pH trung liên kết dễ dàng với gốc N cuối nhóm Ԑ-amin enzyme Bằng phương pháp người ta điều chế dẫn xuất enzyme không tan trypsine [22], 10 Tế bào hiển thị hiển thị enzyme thu nhận sau nuôi cấy 4h cách ly tâm 4000 x g phút 4ᴼC Các tế bào thu từ 50 ml từ dịch nuôi cấy rửa hai lần PBS tái lơ lửng 100 µl PBS Các tế bào cố định mannanase ủ 900 µl dung dịch galactomannan 37ᴼC trộn với tốc độ 600 vịng/phút phút Sau tế bào loại bỏ ly tâm (5000 x g phút 4ᴼC) lượng đường khử giải phóng phần phía phản ứng phân tích kỹ thuật DNS Q trình thực sau: 100 µl phần trộn với 100 µl DNS (acid dinitrosalicylic), sau đun nóng 99ᴼC 10 phút, làm lạnh đá phút Sau pha lỗng với 800 µl nước khử ion, trước đo độ hấp phụ bước sóng 540 nm, sử dụng 1-5 µmol/ml D-mannose làm chất chuẩn 2.6.2 Phân tích tính ổn định mannanase cố định neo lipoprotein Để xác định độ ổn định xúc tác tế bào hiển thị β-mannanase 37°C, tế bào thu thập từ mẫu cấy sau cấy tái lơ lửng 100 µl PBS trước ủ 37°C Tại khoảng thời gian định, hoạt tính enzym tế bào hiển thị ManB đo cách sử dụng LBG 0,5% làm chất Tế bào thu sau ủ với chất rửa 500 µl PBS thu thập cách ly tâm 5000 × g, nhiệt độ 4°C phút Sau đó, tế bào đình lại 100 µl PBS hoạt động mannanase đo mơ tả (Hình 24) Quy trình lặp lại số chu kỳ để đánh giá số chu kỳ sử dụng bề mặt hiển thị β-mannanase 36 Hình 24: Tỉ lệ mannanase cố định lại màng tế bào sau chu kì Từ kết thu cho thấy enzyme β-mannanase biểu nhờ plasmid pSlpA_1261ManB giảm đến gần (51%) so với ban đầu.Tuy nhiên hoạt động mannanase hiển thị L.plantarum chứa plasmid chu kì khác PBS 37ᴼC cho thấy ổn định đáng kể (Hình 25) Hình 25: Sự ổn định enzyme qua khoảng thời gian ủ PBS 37 3.7 Đề xuất phương pháp sản xuất enzyme mannanase cố định mơ-típ neo lipoprotein L.plantarum WCFS1 Thứ tự bước Xử lý vector cần tạo dòng biểu pSIP409 Mở vòng vector pSIP409 để chèn đoạn DNA tái tổ hợp SlpA - lp1261- manB - myc Xây dựng tạo plasmid tái tổ hợp pSlpA_1261ManB Xây dựng DNA tái tổ hợp SlpA - lp1261- manB - myc chèn vào vector pSIP409 mở vòng Chuyển vector tái tổ hợp vào L.plantarum WCFS1 Biến nạp plasmid tái tổ hợp pSlpA_1261ManB vào L.plantarum WCFS1 Phân tích Wester blot Cụ thể Tên bước Phát dòng mang pSlpA_1261ManB Phân lập bảo quản giống Tiến hành ni chiềm Phân tích enzyme Phát tạo thành enzyme mannanase từ plasmid pSlpA_1261ManB Xác định hoạt độ enzyme cố định độ bền liên kết mannanase với neo lipoprotein Sau tìm chủng biểu mong muốn, tiến hành phân lập để tạo giống Sau có giống tiến hành nuôi chiềm thùng nuôi cấy Cô đặc Sấy thăng hoa Bảo quản chủng L.plantarum WCFS1 mang enzyme cố định manananase 38 Cần lưu ý điều kiện pH, nồng độ chất tan, mật độ L.plantarum, thời gian ni cấy yếu tố ảnh hưởng đên hoạt độ ổn định enzyme mannanase cố định neo lipoprotein Tài liệu tham khảo B M Brena and F Batista-Viera, “Immobilization of Enzymes,” Humana Press, 2006, pp 15–30 [2] P Grunwald, “Immobilized biocatalysts,” Catalysts, vol 8, no MDPI AG, p 386, Sep 09, 2018, doi: 10.3390/catal8090386 [3] B Brena, P González-Pombo, and F Batista-Viera, “Immobilization of enzymes: A literature survey,” Methods in Molecular Biology, vol 1051 Humana Press Inc., pp 15–31, 2013, doi: 10.1007/978-1-62703-550-7_2 [4] P Bracco, G Torrelo, S Noordam, G de Jong, and U Hanefeld, “Immobilization of Prunus amygdalus hydroxynitrile lyase on celite,” Catalysts, vol 8, no 7, p 287, Jul 2018, doi: 10.3390/catal8070287 [5] H M Nguyen et al., “Display of a β-mannanase and a chitosanase on the cell surface of Lactobacillus plantarum towards the development of whole-cell biocatalysts,” Microb Cell Fact., vol 15, no 1, pp 1–14, Oct 2016, doi: 10.1186/s12934-016-0570-z [6] C Mateo, J M Palomo, G Fernandez-Lorente, J M Guisan, and R FernandezLafuente, “Improvement of enzyme activity, stability and selectivity via immobilization techniques,” Enzyme and Microbial Technology, vol 40, no Elsevier, pp 1451–1463, May 02, 2007, doi: 10.1016/j.enzmictec.2007.01.018 [7] M Y Chang and R S Juang, “Activities, stabilities, and reaction kinetics of three free and chitosan-clay composite immobilized enzymes,” Enzyme Microb Technol., vol 36, no 1, pp 75–82, Jan 2005, doi: 10.1016/j.enzmictec.2004.06.013 [8] L M P Sampaio et al., “Laccase immobilization on bacterial nanocellulose membranes: Antimicrobial, kinetic and stability properties,” Carbohydr Polym., vol 145, pp 1–12, Jul 2016, doi: 10.1016/j.carbpol.2016.03.009 [9] D M Liu, J Chen, and Y P Shi, “Advances on methods and easy separated support materials for enzymes immobilization,” TrAC - Trends in Analytical Chemistry, vol 102 Elsevier B.V., pp 332–342, May 01, 2018, doi: 10.1016/j.trac.2018.03.011 [10] “A single step purification, immobilization, and hyperactivation of lipases via interfacial adsorption on strongly hydrophobic supports - Bastida - 1998 Biotechnology and Bioengineering Wiley Online Library.” https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/(SICI)1097[1] 39 [11] [12] [13] [14] [15] [16] [17] [18] [19] [20] [21] [22] [23] 0290(19980605)58:5%3C486::AID-BIT4%3E3.0.CO;2-9 (accessed Jun 02, 2021) S Pang, Y Wu, X Zhang, B Li, J Ouyang, and M Ding, “Immobilization of laccase via adsorption onto bimodal mesoporous Zr-MOF,” Process Biochem., vol 51, no 2, pp 229–239, Feb 2016, doi: 10.1016/j.procbio.2015.11.033 M Bilal, H M N Iqbal, H Hu, W Wang, and X Zhang, “Enhanced bio-catalytic performance and dye degradation potential of chitosan-encapsulated horseradish peroxidase in a packed bed reactor system,” Sci Total Environ., vol 575, pp 1352–1360, Jan 2017, doi: 10.1016/j.scitotenv.2016.09.215 M Bilal, M Iqbal, H Hu, and X Zhang, “Mutagenicity and cytotoxicity assessment of biodegraded textile effluent by Ca-alginate encapsulated manganese peroxidase,” Biochem Eng J., vol 109, pp 153–161, May 2016, doi: 10.1016/j.bej.2016.01.020 I Karube and S Suzuki, “Electrochemical preparation of urease-collagen membrane,” Biochem Biophys Res Commun., vol 47, no 1, pp 51–54, Apr 1972, doi: 10.1016/S0006-291X(72)80008-1 Y Chen et al., “Immobilization and stabilization of cholesterol oxidase on modified sepharose particles,” Int J Biol Macromol., vol 56, pp 6–13, May 2013, doi: 10.1016/j.ijbiomac.2013.01.026 D S Rodrigues, A A Mendes, W S Adriano, L R B Gonỗalves, and R L C Giordano, “Multipoint covalent immobilization of microbial lipase on chitosan and agarose activated by different methods,” J Mol Catal B Enzym., vol 51, no 3–4, pp 100–109, Apr 2008, doi: 10.1016/j.molcatb.2007.11.016 K Singh and A M Kayastha, “Optimal immobilization of α-amylase from wheat (Triticum aestivum) onto DEAE-cellulose using response surface methodology and its characterization,” J Mol Catal B Enzym., vol 104, pp 75–81, Jun 2014, doi: 10.1016/j.molcatb.2014.03.014 M A Abdel-Naby, “Immobilization of Aspergillus niger NRC 107 xylanase and β-xylosidase, and properties of the immobilized enzymes,” Appl Biochem Biotechnol., vol 38, no 1–2, pp 69–81, Jan 1993, doi: 10.1007/BF02916413 P Shinde, M Musameh, Y Gao, A J Robinson, and I (Louis) Kyratzis, “Immobilization and stabilization of alcohol dehydrogenase on polyvinyl alcohol fibre,” Biotechnol Reports, vol 19, p e00260, Sep 2018, doi: 10.1016/j.btre.2018.e00260 D Zhang, H E Hegab, Y Lvov, L Dale Snow, and J Palmer, “Immobilization of cellulase on a silica gel substrate modified using a 3-APTES self-assembled monolayer,” Springerplus, vol 5, no 1, pp 1–20, Jan 2016, doi: 10.1186/s40064016-1682-y T Pompe et al., “Maleic anhydride copolymers - A versatile platform for molecular biosurface engineering,” Biomacromolecules, vol 4, no 4, pp 1072– 1079, Jul 2003, doi: 10.1021/bm034071c T Lipatova, L Chupryna, … G P.-U kyi, and undefined 1975, “Immobilization of trypsin on polyurethane matrix,” europepmc.org, Accessed: Jun 02, 2021 [Online] Available: https://europepmc.org/article/med/1209783 Z C Hu, R A Korus, and K E Stormo, “Characterization of immobilized enzymes in polyurethane foams in a dynamic bed reactor,” Appl Microbiol 40 [24] [25] [26] [27] [28] [29] [30] [31] [32] [33] [34] [35] [36] Biotechnol., vol 39, no 3, pp 289–295, Jun 1993, doi: 10.1007/BF00192080 M G Slade, “A-amylase immobilized on plastic supports: Stabilities, ph and temperature profiles and kinetic parameters,” Biomater Artif Cells Immobil Biotechnol., vol 21, no 4, pp 487–525, 1993, doi: 10.3109/10731199309117654 M G Roig, J F Kennedy, and M G Garaita, “Immobilization of carbohydrases on epoxide-, isocyanate-, acid chloride-, and carboxylic acid-activated plastic supports,” J Biomater Sci Polym Ed., vol 6, no 7, pp 661–673, 1995, doi: 10.1163/156856294X00608 H S Liu, “Immobilization of isoamylase on carboxymethyl-cellulose and chitin,” Appl Biochem Biotechnol - Part A Enzym Eng Biotechnol., vol 66, no 1, pp 57–67, 1997, doi: 10.1007/BF02788807 M Kobayashi, S Yanagihara, and E Ichishima, “Preparation and Characterization of Taka-Amylase a Attached to Carboxymethyl Dextran by Water-Soluble Carbodiimide,” Agric Biol Chem., vol 53, no 12, pp 3133–3138, 1989, doi: 10.1080/00021369.1989.10869823 M T Neves-Petersen, “Photonic activation of disulfide bridges achieves oriented protein immobilization on biosensor surfaces,” Protein Sci., vol 15, no 2, pp 343–351, Feb 2006, doi: 10.1110/ps.051885306 M Bilal, H M N Iqbal, H Hu, W Wang, and X Zhang, “Development of horseradish peroxidase-based cross-linked enzyme aggregates and their environmental exploitation for bioremediation purposes,” J Environ Manage., vol 188, pp 137–143, Mar 2017, doi: 10.1016/j.jenvman.2016.12.015 P S Daugherty, “Protein engineering with bacterial display,” Current Opinion in Structural Biology, vol 17, no Elsevier Current Trends, pp 474–480, Aug 01, 2007, doi: 10.1016/j.sbi.2007.07.004 G Georgiou, C Stathopoulos, P S Daugherty, A R Nayak, B L Iverson, and R Curtiss, “Display of heterologous proteins on the surface of microorganisms: From the screening of combinatorial libraries to live recombinant vaccines,” Nature Biotechnology, vol 15, no Nature Publishing Group, pp 29–34, 1997, doi: 10.1038/nbt0197-29 P Martineau, A Charbit, C Leclerc, C Werts, D O’Callaghan, and M Hofnung, “A genetic system to elicit and monitor anti-peptide antibodies without peptide synthesis,” Nat Biotechnol., vol 9, no 2, pp 170–172, 1991, doi: 10.1038/nbt0291-170 R D Richins, I Kaneva, A Mulchandani, and W Chen, “Biodegradation of Organophosphorus Pesticides by Surface-Expressed Organophosphorus Hydrolase,” Nat Biotechnol., vol 15, no 10, pp 984–987, 1997, doi: 10.1038/nbt1097-984 J K Dhillon, P D Drew, and A J R Porter, “Bacterial surface display of an anti-pollutant antibody fragment,” Lett Appl Microbiol., vol 28, no 5, pp 350– 354, May 1999, doi: 10.1046/j.1365-2672.1999.00552.x S Shibasaki et al., “Creation of cell surface-engineered yeast that display different fluorescent proteins in response to the glucose concentration,” Appl Microbiol Biotechnol., vol 57, no 4, pp 528–533, 2001, doi: 10.1007/s002530100767 W Tischer and F Wedekind, “Immobilized Enzymes: Methods and Applications,” 1999, pp 95–126 41 [37] H Chang, S L.-J of biotechnology, and undefined 2000, “Modification with a phosphorylation tag of PKA in the TraT-based display vector of Escherichia coli,” Elsevier, Accessed: Jun 03, 2021 [Online] Available: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0168165699002278 [38] H H Chang, S Y Sheu, and S J Lo, “Expression of foreign antigens on the surface of Escherichia coli by fusion to the outer membrane protein traT,” J Biomed Sci., vol 6, no 1, pp 64–70, 1999, doi: 10.1007/bf02256425 [39] J Lee, K Shin, J Pan, C K.-N biotechnology, and undefined 2000, “Surfacedisplayed viral antigens on Salmonella carrier vaccine,” nature.com, Accessed: Jun 03, 2021 [Online] Available: https://www.nature.com/articles/nbt0600_645 [40] B Stentebjerg-Olesen, L Pallesen, L B Jensen, G Christiansen, and P Klemm, “Authentic display of a cholera toxin epitope by chimeric type fimbriae: Effects of insert position and host background,” Microbiology, vol 143, no 6, pp 2027– 2038, Jun 1997, doi: 10.1099/00221287-143-6-2027 [41] W H Bingle, J F Nomellini, and J Smit, “Cell-surface display of a Pseudomonas aeruginosa strain K pilin peptide within the paracrystalline S-layer of Caulobacter crescentus,” Mol Microbiol., vol 26, no 2, pp 277–288, Oct 1997, doi: 10.1046/j.1365-2958.1997.5711932.x [42] J Maurer, J Jose, and T F Meyer, “Autodisplay: One-component system for efficient surface display and release of soluble recombinant proteins from Escherichia coli,” J Bacteriol., vol 179, no 3, pp 794–804, 1997, doi: 10.1128/jb.179.3.794-804.1997 [43] T Ngoc Nguyen et al., “Hydrophobicity engineering to facilitate surface display of heterologous gene products on Staphylococcus xylosus,” J Biotechnol., vol 42, no 3, pp 207–219, Oct 1995, doi: 10.1016/0168-1656(95)00081-Z [44] I Benhar et al., “Highly efficient selection of phage antibodies mediated by display of antigen as Lpp-OmpA’ fusions on live bacteria,” J Mol Biol., vol 301, no 4, pp 893–904, Aug 2000, doi: 10.1006/jmbi.2000.4021 [45] H Gỹl, S ệzỗelik, O Sagdiỗ, and M Certel, Sourdough bread production with lactobacilli and S cerevisiae isolated from sourdoughs,” Process Biochem., vol 40, no 2, pp 691–697, Feb 2005, doi: 10.1016/j.procbio.2004.01.044 [46] E F Vieira and C Delerue-Matos, “Exploitation of Saccharomyces cerevisiae Enzymes in Food Processing and Preparation of Nutraceuticals and Pharmaceuticals,” Springer, Singapore, 2020, pp 41–62 [47] H Nikaido, M V.-M reviews, and undefined 1985, “Molecular basis of bacterial outer membrane permeability.,” ncbi.nlm.nih.gov, Accessed: Jun 03, 2021 [Online] Available: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/pmc373015/ [48] S Lory, “Determinants of extracellular protein secretion in gram-negative bacteria,” Journal of Bacteriology, vol 174, no 11 American Society for Microbiology (ASM), pp 3423–3428, 1992, doi: 10.1128/jb.174.11.34233428.1992 [49] C Hoischen, C Fritsche, J Gumpert, M Westermann, K Gura, and B Fahnert, “Novel bacterial membrane surface display system using cell wall-less L-forms of Proteus mirabilis and Escherichia coli,” Appl Environ Microbiol., vol 68, no 2, pp 525–531, 2002, doi: 10.1128/AEM.68.2.525-531.2002 42 [50] R Godlewska, K Wiśniewska, Z Pietras, and E K Jagusztyn-Krynicka, “Peptidoglycan-associated lipoprotein (Pal) of Gram-negative bacteria: Function, structure, role in pathogenesis and potential application in immunoprophylaxis: Minireview,” FEMS Microbiology Letters, vol 298, no Oxford Academic, pp 1–11, Sep 01, 2009, doi: 10.1111/j.1574-6968.2009.01659.x [51] T Clavel, P Germon, A Vianney, R Portalier, and J C Lazzaroni, “TolB protein of Escherichia coli K-12 interacts with the outer membrane peptidoglycanassociated proteins Pal, Lpp and OmpA,” Mol Microbiol., vol 29, no 1, pp 359– 367, Jul 1998, doi: 10.1046/j.1365-2958.1998.00945.x [52] J ‐C Lazzaroni and R Portalier, “The excC gene of Escherichia coli K‐12 required for cell envelope integrity encodes the peptidoglycan‐associated lipoprotein (PAL),” Mol Microbiol., vol 6, no 6, pp 735–742, Mar 1992, doi: 10.1111/j.1365-2958.1992.tb01523.x [53] J Jose, J Krämer, T Klauser, J Pohlner, and T F Meyer, “Absence of periplasmic DsbA oxidoreductase facilitates export of cysteine-containing passenger proteins to the Escherichia coli cell surface via the Iga(β) autotransporter pathway,” Gene, vol 178, no 1–2, pp 107–110, Oct 1996, doi: 10.1016/0378-1119(96)00343-5 [54] J Jose, R Bernhardt, and F Hannemann, “Cellular surface display of dimeric Adx and whole cell P450-mediated steroid synthesis on E coli,” J Biotechnol., vol 95, no 3, pp 257–268, May 2002, doi: 10.1016/S0168-1656(02)00030-5 [55] “Enhanced bioaccumulation of heavy metals by bacterial cells displaying synthetic phytochelatins - Bae - 2000 - Biotechnology and Bioengineering - Wiley Online Library.” https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/10970290(20001205)70:5%3C518::AID-BIT6%3E3.0.CO;2-5 (accessed Jun 04, 2021) [56] H C Jung, J M Lebeault, and J G Pan, “Surface display of Zymomonas mobilis levansucrase by using the ice- nucleation protein of Pseudomonas syringae,” Nat Biotechnol., vol 16, no 6, pp 576–580, Jun 1998, doi: 10.1038/nbt0698-576 [57] H C Jung, J H Park, S H Park, J M Lebeault, and J G Pan, “Expression of carboxymethylcellulase on the surface of Escherichia coli using Pseudomonas syringae ice nucleation protein,” Enzyme Microb Technol., vol 22, no 5, pp 348–354, Apr 1998, doi: 10.1016/S0141-0229(97)00224-X [58] M G Kornacker and A P Pugsley, “The normally periplasmic enzyme β‐ lactamase is specifically and efficiently translocated through the Escherichia coli outer membrane when it is fused to the cell‐surface enzyme pullulanase,” Mol Microbiol., vol 4, no 7, pp 1101–1109, Jul 1990, doi: 10.1111/j.13652958.1990.tb00684.x [59] Z Xu, S L.-A and E Microbiology, and undefined 1999, “Display of polyhistidine peptides on the Escherichia coli cell surface by using outer membrane protein C as an anchoring motif,” ncbi.nlm.nih.gov, Accessed: Jun 04, 2021 [Online] Available: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/pmc91692/ [60] C Sousa, P Kotrba, T Ruml, A Cebolla, and V De Lorenzo, “Metalloadsorption by Escherichia coli cells displaying yeast and mammalian metallothioneins anchored to the outer membrane protein LamB,” J Bacteriol., vol 180, no 9, pp 43 [61] [62] [63] [64] [65] [66] [67] [68] [69] [70] [71] [72] [73] 2280–2284, 1998, doi: 10.1128/jb.180.9.2280-2284.1998 I M Taylor, J L Harrison, K N Timmis, and C D O’Connor, “The TraT lipoprotein as a vehicle for the transport of foreign antigenic determinants to the cell surface of Escherichia coli K12: structure–function relationships in the TraT protein,” Mol Microbiol., vol 4, no 8, pp 1259–1268, Aug 1990, doi: 10.1111/j.1365-2958.1990.tb00705.x H H Chang, S Y Sheu, and S J Lo, “Expression of foreign antigens on the surface of Escherichia coli by fusion to the outer membrane protein traT,” J Biomed Sci., vol 6, no 1, pp 64–70, 1999, doi: 10.1007/bf02256425 B Westerlund-Wikström et al., “Functional expression of adhesive peptides as fusions to Escherichia coli flagellin,” Protein Eng., vol 10, no 11, pp 1319– 1326, Nov 1997, doi: 10.1093/protein/10.11.1319 W H Bingle, J F Nomellini, and J Smit, “Linker mutagenesis of the Caulobacter crescentus S-layer protein: Toward a definition of an N-terminal anchoring region and a C-terminal secretion signal and the potential for heterologous protein secretion,” J Bacteriol., vol 179, no 3, pp 601–611, 1997, doi: 10.1128/jb.179.3.601-611.1997 W H Bingle, J F Nomellini, and J Smit, “Cell-surface display of a Pseudomonas aeruginosa strain K pilin peptide within the paracrystalline S-layer of Caulobacter crescentus,” Mol Microbiol., vol 26, no 2, pp 277–288, 1997, doi: 10.1046/j.1365-2958.1997.5711932.x O Schneewind, D Mihaylova-Petkov, and P Model, “Cell wall sorting signals in surface proteins of Gram-positive bacteria,” EMBO J., vol 12, no 12, pp 4803–4811, 1993, doi: 10.1002/j.1460-2075.1993.tb06169.x S Mesnage, M Weber-Levy, … M H.-I and, and undefined 1999, “Cell surfaceexposed tetanus toxin fragment C produced by recombinant Bacillus anthracis protects against tetanus toxin,” ncbi.nlm.nih.gov, Accessed: Jun 04, 2021 [Online] Available: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC96818/ B V McCleary, “β-d-Mannanase,” Methods Enzymol., vol 160, no C, pp 596– 610, Jan 1988, doi: 10.1016/0076-6879(88)60174-1 M Hrmova, R A Burton, P Biely, J Lahnstein, and G B Fincher, “Hydrolysis of (1,4)-β-D-mannans in barley (Hordeum vulgare L.) is mediated by the concerted action of (1,4)-β-D-mannan endohydrolase and β-D-mannosidase,” Biochem J., vol 399, no 1, pp 77–90, Oct 2006, doi: 10.1042/BJ20060170 B V McCleary, “β-d-Mannanase,” Methods Enzymol., vol 160, no C, pp 596– 610, 1988, doi: 10.1016/0076-6879(88)60174-1 P Von Freiesleben, N Spodsberg, A Stenbæk, H Stålbrand, K B R M Krogh, and A S Meyer, “Boosting of enzymatic softwood saccharification by fungal GH5 and GH26 endomannanases,” Biotechnol Biofuels, vol 11, no 1, pp 1–14, Jul 2018, doi: 10.1186/s13068-018-1184-y Y Song, G Fu, H Dong, J Li, Y Du, and D Zhang, “High-efficiency secretion of β-mannanase in Bacillus subtilis through protein synthesis and secretion optimization,” J Agric Food Chem., vol 65, no 12, pp 2540–2548, Mar 2017, doi: 10.1021/acs.jafc.6b05528 T Akino, N Nakamura, and K Horikoshi, “Production of β-mannosidase and βmannanase by an alkalophilic Bacillus sp.,” Appl Microbiol Biotechnol., vol 26, 44 [74] [75] [76] [77] [78] [79] [80] [81] [82] [83] [84] [85] no 4, pp 323–327, Jul 1987, doi: 10.1007/BF00256662 D Stoll, A Boraston, … H S.-F microbiology, and undefined 2000, “Mannanase Man26A from Cellulomonas fimi has a mannan-binding module,” academic.oup.com, Accessed: Jun 05, 2021 [Online] Available: https://academic.oup.com/femsle/article-abstract/183/2/265/510714 Y Oda, T Komaki, and K Tonomura, “Production of β-mannanase and βmannosidase by Enterococcus casseliflavus FL2121 isolated from decayed Konjac,” Food Microbiol., vol 10, no 4, pp 353–358, Aug 1993, doi: 10.1006/fmic.1993.1041 K L Braithwaite, G W Black, G P Hazlewood, B R S Ali, and H J Gilbert, “A non-modular endo-β-1,4-mannanase from Pseudomonas fluorescens subspecies cellulosa,” Biochem J., vol 305, no 3, pp 1005–1010, Feb 1995, doi: 10.1042/bj3051005 N Arcand, D Kluepfel, F W Paradis, R Morosoli, and F Shareck, “/Mannanase of Streptomyces lividans 66: cloning and DNA sequence of the manA gene and characterization of the enzyme,” 1993 Accessed: Jun 05, 2021 [Online] Available: https://portlandpress.com/biochemj/article/290/3/857/28418 학술대회 G P.-추계총회 및 and undefined 2014, “An Extracellular Alkaline Mannanase from Streptomyces sp CS147,” scholar.dkyobobook.co.kr, Accessed: Jun 05, 2021 [Online] Available: http://scholar.dkyobobook.co.kr/searchDetail.laf?barcode=4010024566631 N V Kote, A G G Patil, and V H Mulimani, “Optimization of the production of thermostable endo-β-1,4 mannanases from a newly isolated Aspergillus niger gr and Aspergillus flavus gr,” Appl Biochem Biotechnol., vol 152, no 2, pp 213–223, Feb 2009, doi: 10.1007/s12010-008-8250-z S Ismail, O K Khattab, S Nour, A Abo-Elnasr, M El-refai, and A Hashem, “Improved mannanase production from Penicillium humicola and application for hydrolysis property,” Egypt Pharm J., vol 13, no 2, p 160, 2014, doi: 10.4103/1687-4315.147102 A Sachslehner, B Nidetzky, K D Kulbe, and D Haltrich, “Induction of mannanase, xylanase, and endoglucanase activities in Sclerotium rolfsii,” Appl Environ Microbiol., vol 64, no 2, pp 594–600, 1998, doi: 10.1128/aem.64.2.594-600.1998 O O Olaniyi, F O Igbe, and T C Ekundayo, “Optimization studies on mannanase production by Trichosporonoides oedocephalis in submerged state fermentation,” E3 J Biotechnol Pharm Res., vol 4, no 7, pp 110–116, 2013, Accessed: Jun 05, 2021 [Online] Available: http://www.e3journals.org/JBPR A Araujo and O P Ward, “Purification and some properties of the mannanases from Thielavia terrestris,” J Ind Microbiol., vol 6, no 4, pp 269–274, Dec 1990, doi: 10.1007/BF01575872 L Kremnický and P Biely, “β-Mannanolytic system of Aureobasidium pullulans,” Arch Microbiol., vol 167, no 6, pp 350–355, 1997, doi: 10.1007/s002030050454 T Akino, C Kato, and K Horikoshi, “The cloned β-mannanase gene from alkalophilic Bacillus sp AM-001 produces two β-mannanases in Escherichia 45 [86] [87] [88] [89] [90] [91] [92] [93] [94] [95] [96] [97] coli,” Arch Microbiol., vol 152, no 1, pp 10–15, Jun 1989, doi: 10.1007/BF00447004 H Stalbrand, A Saloheimo, J Vehmaanpera, B Henrissat, and M Penttila, “Cloning and expression in Saccharomyces cerevisiae of a Trichoderma reesei βmannanase gene containing a cellulose binding domain,” Appl Environ Microbiol., vol 61, no 3, pp 1090–1097, 1995, doi: 10.1128/aem.61.3.10901097.1995 X Chen, Y Cao, Y Ding, W Lu, and D Li, “Cloning, functional expression and characterization of Aspergillus sulphureus β-mannanase in Pichia pastoris,” J Biotechnol., vol 128, no 3, pp 452–461, Feb 2007, doi: 10.1016/j.jbiotec.2006.11.003 N S Mendoza, M Arai, K Sugimoto, M Ueda, T Kawaguchi, and L M Joson, “Cloning and sequencing of β-mannanase gene from Bacillus subtilis NM-39,” BBA - Gen Subj., vol 1243, no 3, pp 552–554, Apr 1995, doi: 10.1016/03044165(95)00011-Y N Arcand, D Kluepfel, F W Paradis, R Morosoli, and F Shareck, “βMannanase of Streptomyces lividans 66: Cloning and DNA sequence of the manA gene and characterization of the enzyme,” Biochem J., vol 290, no 3, pp 857– 863, Mar 1993, doi: 10.1042/bj2900857 P Marraccini et al., “Molecular and biochemical characterization of endo-βmannanases from germinating coffee (Coffea arabica) grains,” Planta, vol 213, no 2, pp 296–308, Feb 2001, doi: 10.1007/s004250100541 B Mo and J D Bewley, “The relationship between β-mannosidase and endo-βmannanase activities in tomato seeds during and following germination: A comparison of seed populations and individual seeds,” J Exp Bot., vol 54, no 392, pp 2503–2510, Nov 2003, doi: 10.1093/jxb/erg274 A M Larsson et al., “Three-dimensional crystal structure and enzymic characterization of β-mannanase Man5A from blue mussel Mytilus edulis,” J Mol Biol., vol 357, no 5, pp 1500–1510, Apr 2006, doi: 10.1016/j.jmb.2006.01.044 N Ethier, G Talbot, and J Sygusch, “Gene cloning, DNA sequencing, and expression of thermostable β- mannanase from Bacillus stearothermophilus,” Appl Environ Microbiol., vol 64, no 11, pp 4428–4432, 1998, doi: 10.1128/aem.64.11.4428-4432.1998 H M Nguyen et al., “Display of a β-mannanase and a chitosanase on the cell surface of Lactobacillus plantarum towards the development of whole-cell biocatalysts,” Microb Cell Fact., vol 15, no 1, p 169, Oct 2016, doi: 10.1186/s12934-016-0570-z V Lombard, H Golaconda Ramulu, E Drula, P M Coutinho, and B Henrissat, “The carbohydrate-active enzymes database (CAZy) in 2013,” Nucleic Acids Res., vol 42, no D1, pp D490–D495, Jan 2014, doi: 10.1093/nar/gkt1178 M L Sinnott, “Catalytic mechanism of enzymic glycosyl transfer,” 2002, doi: 10.1021/CR00105A006 L E Tailford et al., “Understanding how diverse β-mannanases recognize heterogeneous substrates,” Biochemistry, vol 48, no 29, pp 7009–7018, Jul 2009, doi: 10.1021/bi900515d 46 [98] X Zhang et al., “Understanding how the complex molecular architecture of mannan-degrading hydrolases contributes to plant cell wall degradation,” J Biol Chem., vol 289, no 4, pp 2002–2012, Jan 2014, doi: 10.1074/jbc.M113.527770 [99] I K O Cann, S Kocherginskaya, M R King, B A White, and R I Mackie, “Molecular cloning, sequencing, and expression of a novel multidomain mannanase gene from Thermoanaerobacterium polysaccharolyticum,” J Bacteriol., vol 181, no 5, pp 1643–1651, 1999, doi: 10.1128/jb.181.5.16431651.1999 [100] J R Halstead, P E Vercoe, H J Gilbert, K Davidson, and G P Hazlewood, “A family 26 mannanase produced by Clostridium thermocellum as a component of the cellulosome contains a domain which is conserved in mannanases from anaerobic fungi,” Microbiology, vol 145, no 11, pp 3101–3108, Nov 1999, doi: 10.1099/00221287-145-11-3101 [101] A L Kansoh and Z A Nagieb, “Xylanase and mannanase enzymes from Streptomyces galbus NR and their use in biobleaching of softwood kraft pulp,” Antonie van Leeuwenhoek, Int J Gen Mol Microbiol., vol 85, no 2, pp 103– 114, Feb 2004, doi: 10.1023/B:ANTO.0000020281.73208.62 [102] G Wu, M M Bryant, R A Voitle, and D A Roland, “Effects of β-mannanase in corn-soy diets on commercial leghorns in second-cycle hens,” Poult Sci., vol 84, no 6, pp 894–897, Jun 2005, doi: 10.1093/ps/84.6.894 [103] M E Stiles and W H Holzapfel, “Lactic acid bacteria of foods and their current taxonomy,” International Journal of Food Microbiology, vol 36, no Elsevier, pp 1–29, Apr 29, 1997, doi: 10.1016/S0168-1605(96)01233-0 [104] S Ahrné, S Nobaek, B Jeppsson, I Adlerberth, A E Wold, and G Molin, “The normal Lactobacillus flora of healthy human rectal and oral mucosa,” J Appl Microbiol., vol 85, no 1, pp 88–94, Jul 1998, doi: 10.1046/j.13652672.1998.00480.x [105] B Chevallier and J Hubert, “Xác định kích thước nhiễm sắc thể số lượng locus rrn Lactobacillus plantarum điện di gel trường xung,” vi sinh học FEMS, 1994, Accessed: Jun 08, 2021 [Online] Available: https://academic.oup.com/femsle/article-abstract/120/1-2/51/505863 [106] G Mathiesen, L Øverland, K Kuczkowska, and V G H Eijsink, “Anchoring of heterologous proteins in multiple Lactobacillus species using anchors derived from Lactobacillus plantarum,” Sci Rep., vol 10, no 1, p 9640, Jun 2020, doi: 10.1038/s41598-020-66531-7 [107] F Bringel, L Frey, J H.- Plasmid, and undefined 1989, “Characterization, cloning, curing, and distribution in lactic acid bacteria of pLP1, a plasmid from Lactobacillus plantarum CCM 1904 and its use in shuttle vector,” Elsevier, Accessed: Jun 08, 2021 [Online] Available: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0147619X89900024 [108] “Lactic acid bacteria as antigen delivery vehicles for oral immunization purposes,” Elsevier, Accessed: Jun 08, 2021 [Online] Available: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0168160598000488 [109] H M Nguyen et al., “Constitutive expression and cell-surface display of a bacterial β-mannanase in Lactobacillus plantarum,” Microb Cell Fact., vol 18, no 1, pp 1–12, Apr 2019, doi: 10.1186/s12934-019-1124-y 47 [110] M Kleerebezem et al., “Complete genome sequence of Lactobacillus plantarum WCFS1,” Proc Natl Acad Sci U S A., vol 100, no 4, pp 1990–1995, Feb 2003, doi: 10.1073/pnas.0337704100 48 49 50 ... vi huỳnh quang miễn dịch gián tiếp ml dịch nuôi cấy 34 tế bào (OD600 ~ 0,5) thu hoạch sau 4h ủ tế bào lưu lại 50 µl PBS chứa 1% BSA (PBS-B) 0,4 µl kháng thể đơn dịng kháng Myc (pha loãng với tỉ... ngừa tình trạng biến tính, đồng thời cố định nhiều enzyme khuôn hay bao vi thể (các enzyme phải có điều kiện hoạt động tối ưu gần nhau) Tuy nhiên, rào cảng khuyếch tán nhỏ tạo enzyme chất bị ngăn... [28] Trong phương pháp cố định enzyme lên chất mang liên kết đồng hóa trị này, việc tạo liên kết có độ bền cao protein-cơ chất, nên tránh mát enzyme q trình phản ứng,do phương pháp thích hợp lị