Tối ưu điều kiện nuôi loài vi tảo lục Haematococcus Pluvialis trong hệ thống photobioreactor kín ở quy mô dung tích 20L

Từ những năm 1950, Proctor 1957 đã thử nghiệm nuôi loài vi tảo này trong điều kiện phòng thí nghiệm nhưng không thành công và ông đã nhận thấy hai yếu tố đã thay đổi so với điều kiện tự

VIỆN KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ VIỆT NAM VIỆN SINH THÁI VÀ TÀI NGUYÊN SINH VẬT

-*** -

NGUYỄN THỊ THU THỦY

TỐI ƯU ĐIỀU KIỆN NUÔI LOÀI VI TẢO LỤC

HAEMATOCOCCUS PLUVIALIS TRONG HỆ THỐNG

PHOTOBIOREACTOR KÍN Ở QUY MÔ DUNG TÍCH 20L

LUẬN VĂN THẠC SĨ SINH HỌC

Hà Nội, 2012

VIỆN KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ VIỆT NAM VIỆN SINH THÁI VÀ TÀI NGUYÊN SINH VẬT

-*** -

NGUYỄN THỊ THU THỦY

TỐI ƯU ĐIỀU KIỆN NUÔI LOÀI VI TẢO LỤC

HAEMATOCOCCUS PLUVIALIS TRONG HỆ THỐNG

PHOTOBIOREACTOR KÍN Ở QUY MÔ DUNG TÍCH 20L

Chuyên ngành: Khoa học sinh học thực nghiệm

Mã số: 60 42 30

LUẬN VĂN THẠC SĨ SINH HỌC

NGƯỜI HƯỚNG DẪN KHOA HỌC

PGS TS Đặng Diễm Hồng

Hà Nội, 2012

LỜI CẢM ƠN

Luận văn được tiến hành dưới sự hỗ trợ của đề tài: “Nghiên cứu công nghệ nuôi

trồng vi tảo Haematococcus pluvialis và công nghệ chiết xuất astaxanthin” do ThS

Ngô Thị Hoài Thu, phòng Công nghệ Tảo, Viện Công nghệ sinh học làm chủ nhiệm Đề tài cấp Nhà nước thuộc Chương trình Đề án phát triển Công nghệ sinh học trong nuôi trồng thủy sản do Bộ Nông nghiệp và Phát triển Nông thôn quản lý 2010-2012

Trước hết, tôi xin bày tỏ lòng cảm ơn sâu sắc tới PGS.TS Đặng Diễm Hồng, trưởng phòng Công nghệ Tảo, Viện Công nghệ sinh học đã hướng dẫn, giúp đỡ, tạo điều kiện và dạy bảo tận tình cho tôi trong suốt thời gian học tập và hoàn thành luận văn

Tôi xin gửi lời cảm ơn đến Ban Lãnh đạo Viện Công nghệ Sinh học, Ban lãnh đạo Viện Sinh thái và Tài nguyên sinh vật, Ban giám hiệu Trường Đại học Thái Nguyên, cùng các thầy cô giáo tham gia giảng dạy đã tạo mọi điều kiện giúp đỡ cho tôi trong suốt quá trình công tác, học tập và nghiên cứu

Bên cạnh đó, tôi cũng đã nhận được sự ủng hộ nhiệt tình và các ý kiến đóng góp của các anh chị, các bạn đồng nghiệp của phòng Công nghệ Tảo Nhân dịp này, tôi xin chân thành cảm ơn sự giúp đỡ quý báu đó

Tôi cũng xin gửi lời cảm ơn tới Bộ Nông nghiệp và Phát triển Nông thôn đã cấp kinh phí cho đề tài “Nghiên cứu công nghệ nuôi trồng vi tảo Haematococcus pluvialis và công nghệ chiết xuất astaxanthin” do ThS Ngô Thị Hoài Thu làm chủ nhiệm đã hỗ trợ cho tôi trong quá trình thực hiện luận văn Tôi cũng xin cảm ơn chủ nhiệm đề tài và các thành viên tham gia đã tạo điều kiện giúp tôi trong quá trình thu thập số liệu

Cuối cùng, tôi xin gửi lời cảm ơn đến gia đình, bạn bè và người thân đã luôn ở bên cạnh chia sẻ, động viên, giúp đỡ và tạo điều kiện tốt nhất cho tôi học tập, nghiên cứu và hoàn thành luận văn của mình

Mặc dù tôi đã có nhiều cố gắng hoàn thiện luận văn bằng sự nhiệt tình và năng lực của mình, tuy nhiên không thể tránh khỏi những thiếu sót, rất mong nhận được những đóng góp của quý thầy cô và các bạn để tôi có thể hoàn thành luận văn được tốt hơn

Tôi xin chân thành cảm ơn!

Hà Nội, tháng 11 năm 2012

Học viên

Nguyễn Thị Thu Thủy

LỜI CAM ĐOAN

Tôi xin cam đoan số liệu và kết quả nghiên cứu trong luận văn này là hoàn toàn trung thực và không trùng lặp với các đề tài khác Tôi cũng xin cam đoan rằng mọi sự giúp đỡ cho việc thực hiện luận văn này đã được cảm ơn và các thông tin trích dẫn trong luận văn đã được chỉ rõ nguồn gốc

Hà Nội, tháng 11 năm 2012

Học viên

Nguyễn Thị Thu Thủy

DANH MỤC CÁC BẢNG

Trang

Bảng 1 Các thành phần cơ bản của vi tảo lục H pluvialis 8 Bảng 2 Sinh trưởng của tảo H pluvialis trong hệ thống kín và hệ thống hở 43

Bảng 3 Hàm lượng Astaxanthin (Ast), Chlorophyll a (Chl a), tỷ lệ Ast/Chla,

sinh khối tươi (SKT), sinh khối khô (SK khô), protein và lipid của tảo H pluvialis nuôi trong hệ thống kín 20L 57 Bảng 4 Sinh trưởng của tảo H pluvalis trong hệ thống kín 20L 64

DANH MỤC CÁC HÌNH

Trang

Hình 1 Vòng đời của vi tảo H pluvialis 6

Hình 2 Một số mô hình hệ thống kín nuôi trồng tảo cơ bản 22 Hình 3 Sự phân bố ánh sáng trong lòng ống 28 Hình 4 Đồ thị biểu diễn mối tương quan giữa mật độ tế bào và giá trị OD680 44

Hình 5 Sự thay đổi mật độ tế bào của H pluvialis ở hệ thống kín và hở 45

Hình 6 Hiện tượng tảo bị bám thành ống của hệ thống kín sau 24 giờ 45

Hình 7 Tình trạng tảo H pluvialis trong hệ thống kín có tốc độ sục khí bề mặt

khác nhau sau 2 ngày vận hành 46

Hình 8 Sinh trưởng của H pluvialis trong hệ thống kín 20L với tốc độ sục khí

bề mặt 45 cm/s sau 2 ngày nuôi 47

Hình 9 Sinh trưởng của tảo H pluvialis trong hệ thống kín có bổ sung môi

trường khác nhau với mật độ ban đầu 0,10 – 0,15 x 106 tế bào/mL 48

Hình 10 Sinh trưởng của H pluvialis trong hệ thống kín 20L trong điều kiện bổ

sung môi trường và chế phẩm NA với mật độ tế bào ban đầu 0,30 x 106 tế bào/mL 49

Hình 11 Dịch nuôi tảo H pluvialis trong hệ thống kín 20L trong các ngày khác

nhau 50

Hình 12 Sinh trưởng của H pluvialis trong hệ thống kín sau 10 ngày nuôi với

môi trường 10RM-4X với mật độ ban đầu 0,5 x 106 tế bào/mL 51

Hình 13 Đồ thị tối ưu sinh trưởng của vi tảo H pluvialis trong hệ thống kín 20L

52

Hình 14 Tốc độ sinh trưởng đặc trưng (µ) của H pluvialis trong hệ thống kín

20L ở hai điều kiện nhiệt độ 27-29 và 33-350C 54

Hình 15 Sinh trưởng của tảo H pluvialis sau 16 ngày nuôi ở hệ thống kín 20L

56 Hình 16 Hàm lượng Astaxanthin (Ast), Chlorophyll a (Chl a), tỷ lệ Ast/Chl a và

protein của tảo H pluvialis nuôi trong hệ thống kín 20L 58 Hình 17 Hình thái tế bào của H pluvialis trong hệ thống kín 20L chụp dưới

kính hiển vi quang học và kính hiển vi huỳnh quang sau khi nhuộm Nile Red 60

Hình 18 Sinh trưởng của tảo H pluvialis trong hệ thống kín 20L với chế độ

chiếu sáng ASC + UV và quang chu kỳ sáng: tối là 16:8 giờ 62 Hình 19 Ảnh hưởng của các điều kiện chiếu sáng, mật độ ban đầu và chế độ bổ

sung môi trường lên sinh trưởng của H pluvialis trong hệ thống kín 20L 63

MỤC LỤC

Trang

MỞ ĐẦU 1

CHƯƠNG 1 3

TỔNG QUAN TÀI LIỆU 3

1.1 Đặc điểm sinh học và tình hình nghiên cứu, nuôi trồng loài vi tảo lục Haematococcus pluvialis 3

1.1.1 Lịch sử nghiên cứu, đặc điểm phân loại, hình thái và phân bố của loài vi tảo H pluvialis 3

1.1.2 Thành phần dinh dưỡng và giá trị sử dụng 7

1.1.3 Các nhân tố ảnh hưởng đến sinh trưởng, phát triển của vi tảo H pluvialis 11

1.1.4 Tình hình nuôi trồng loài vi tảo H pluvialis ở trên thế giới và Việt Nam 16

1.2 Hệ thống kín 19

1.2.1 Tình hình nghiên cứu và ứng dụng hệ thống kín trong nuôi trồng vi tảo 19

1.2.2 Các hệ thống photobioreactor trong nuôi trồng vi tảo, ưu và nhược điểm 19

1.2.3 Các thông số đánh giá hệ thống kín 23

1.2.4 Các yếu tố ảnh hưởng (nhiệt độ, ánh sáng, nồng độ oxy hòa tan, chế độ sục khí…) 24

1.2.5 Triển vọng ứng dụng hệ thống kín trong nuôi trồng vi tảo 32

CHƯƠNG 2 34

VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 34

2.1 Vật liệu, địa điểm, thời gian nghiên cứu 34

2.2 Chuẩn bị giống ban đầu cho nuôi trong hệ thống kín 34

2.3 Tối ưu các điều kiện nuôi trồng H pluvialis trong hệ thống kín 20 lít 35

2.3.1 Đánh giá sinh trưởng của tảo H pluvialis trong hệ thống kín 20 lít 35

2.3.2 Ảnh hưởng của tốc độ sục khí bề mặt lên tính bám của tảo H pluvialis 35

2.3.3 Ảnh hưởng của mật độ ban đầu và chế độ bổ sung môi trường lên

sinh trưởng và trạng thái tế bào của H pluvialis trong hệ thống kín 20 lít 35

2.3.4 Ảnh hưởng của nhiệt độ lên sinh trưởng của tảo H pluvialis 36

2.3.5 Ảnh hưởng của chế độ chiếu sáng lên sinh trưởng của loài vi tảo H pluvialis trong hệ thống kín 20 lít 37

2.4 Phương pháp nghiên cứu 37

2.4.1 Phương pháp xác định sinh trưởng của tảo 37

2.4.2 Tách chiết lipid 38

2.4.3 Phương pháp nhuộm lipid bằng Nile Red (Doan và Obbard, 2011) 39

2.4.5 Phương pháp xác định hàm lượng protein nội bào 40

2.4.6 Phương pháp xác định tốc độ sục khí bề mặt 41

2.4.7 Phương pháp xử lý số liệu 41

CHƯƠNG 3 43

KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 43

3.1 Đánh giá sinh trưởng của tảo H pluvialis trong hệ thống kín 20 lít 43

3.2 Tối ưu các điều kiện nuôi trồng H pluvialis trong hệ thống kín 20 lít 45

3.2.1 Ảnh hưởng của tốc độ sục khí bề mặt lên tính bám của H pluvialis 45

3.2.3 Ảnh hưởng của nhiệt độ lên sinh trưởng của tảo H pluvialis 53

3.2.4 Ảnh hưởng của chế độ chiếu sáng lên sinh trưởng của H pluvialis trong hệ thống kín 20 lít 55

KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 66

KẾT LUẬN 66

KIẾN NGHỊ 66

DANH SÁCH CÁC CÔNG TRÌNH ĐÃ ĐƯỢC CÔNG BỐ 67

TÀI LIỆU THAM KHẢO 68

MỞ ĐẦU

Vi tảo đang ngày càng được ứng dụng trong nhiều lĩnh vực: nuôi trồng thủy sản, khai thác các chất chức năng sinh học, làm nguyên liệu cho dược phẩm, nhiên liệu sinh học, xử lý môi trường… Hàng năm, sản lượng sinh khối tảo ước tính khoảng 5000 tấn với giá khoảng 330 US$/kg Trong đó, khoảng 20% được

sử dụng trong ương nuôi các loài tôm cá và nhuyễn thể Các loài vi tảo thuộc các

chi như Nannochloropsis, Pavlova, Isochrysis, Tetraselmis, Thalassiosira, Dunaliella, Chaetoceros,… đã được sử dụng khá sớm trong ương nuôi ấu trùng

các loại cá, tôm, nhuyễn thể và làm giàu luân trùng, làm thức ăn cho các loại cá, tôm, động vật hai mảnh vỏ bố mẹ trong các trại sản xuất giống Gần đây, nhu cầu về thịt cá hồi trên thị trường phát triển, từ năm 1990 đến năm 2008, sản lượng cá hồi tăng 600%, nuôi trồng thủy sản nhiều quốc gia đã hướng tới nuôi thương mại cá hồi thịt, chiếm 60% tổng sản lượng cá hồi Tính đến năm 2009, sản lượng cá hồi hàng năm đạt 2 triệu tấn (The Marine Harvest Salmon Industry Handbook, 2010) Việt Nam bắt đầu triển khai nuôi cá nước lạnh (cá hồi và cá tầm) từ năm 2005 và theo định hướng phát triển đến 2020 của bộ Nông nghiệp

và Phát triển Nông thôn, đầu tư nghiên cứu và phát triển đối tượng này nhằm phục vụ du lịch và cung cấp cho thị trường nội địa (Tổng cục thủy sản) Từ những năm 2000 trở lại đây, các nghiên cứu cho thấy, astaxanthin có tác dụng làm tăng tỷ lệ sống và chất lượng thịt cá hồi Đại Tây Dương Sử dụng sinh khối

tảo H pluvialis làm thức ăn bổ sung cũng làm tăng hàm lượng astaxathin trong

thịt và da của loại cá này (Lorenz and Cysewski, 2000) do chúng có tác dụng làm tăng cường khả năng chống oxy hóa và một số chỉ số hóa lý ở cá hồi vân (Sheikhzadeh và cs., 2012)

Haematococcus pluvialis là một loài vi tảo lục có nhiều triển vọng, ứng

dụng làm thức ăn bổ sung trong nuôi trồng thủy sản, chăn nuôi gia cầm và thực phẩm chức năng cho con người Nuôi trồng vi tảo này theo quy mô thương mại

ở một số các công ty lớn như Algatec-Sweden, Norbio-Norway, Biotechna-UK, Aquasearch, Cyanotech, Maricultura, Danisco Biotechnology và Oceancolor-USA và cũng được sử dụng làm nguồn thức ăn bổ sung để tạo màu cho cá hồi ở Nhật Bản và Canada (Spolaore và cs., 2006) Tuy nhiên, các mô hình mang lại

hiệu quả kinh tế hầu hết chưa được công bố mà được giữ trong các bảo hộ sáng chế Do vậy, để nuôi trồng loài vi tảo này thành công và có hiệu quả cũng như quản lý được quy trình một cách nghiêm ngặt thì cần phải thiết lập mô hình nuôi phù hợp với điều kiện tự nhiên, kinh tế-xã hội của nước ta Vì vậy, chúng tôi

tiến hành đề tài “Tối ưu điều kiện nuôi loài vi tảo lục Haematococcus pluvialis

trong hệ thống photobioreactor kín ở quy mô dung tích 20 lít” Đây là đề tài nghiên cứu tiếp nối với những kết quả đã được công bố của phòng Công nghệ Tảo, Viện Công nghệ sinh học về tối ưu môi trường, điều kiện nuôi trồng tối ưu

ở các quy mô bình tam giác 250, 500 và 1000 mL và hệ thống nuôi 1,5 và 10 lít

Đề tài được tiến hành với mục tiêu đánh giá các yếu tố ảnh hưởng đến sinh

trưởng và năng suất vi tảo H pluvialis trong hệ thống kín 20 lít nhằm có được

những cơ sở khoa học để phát triển quy mô nuôi trồng loài vi tảo này thành công trong hệ thống photobioreactor kín ở quy mô dung tích 20 lít

Công việc được thực hiện tại phòng Công nghệ Tảo, Viện Công nghệ sinh học, Viện Khoa học và Công nghệ Việt Nam

CHƯƠNG 1 TỔNG QUAN TÀI LIỆU 1.1 Đặc điểm sinh học và tình hình nghiên cứu, nuôi trồng loài vi tảo lục

Haematococcus pluvialis

1.1.1 Lịch sử nghiên cứu, đặc điểm phân loại, hình thái và phân bố của loài

vi tảo H pluvialis

Haematococcus được Girod – Chantrans nghiên cứu đầu tiên vào năm 1797

và tiếp tục được các nhà khoa học như Agardh, Cohn, Braun, Rostafinski, Butschli và các nhà khoa học khác tiếp tục nghiên cứu cho đến nay Từ những thập kỷ cuối của thế kỷ XIX, người ta đã phát hiện ra các đặc điểm sinh học về vòng đời của loài vi tảo này Các tế bào ở trạng thái bất hoạt sau khi được ngâm trong nước trong thời gian dài mất đi khả năng sinh trưởng, thành tế bào quánh nhưng không có sự hình thành dạng động bào tử Nếu những tế bào này được phơi khô, thậm chí trong một thời gian ngắn sau đó được ngâm trở lại trong

nước thì lại có khả năng tăng trưởng rất nhanh Như vậy, Haematococcus có khả

năng thích nghi với điều kiện luân phiên của tình trạng ẩm ướt và khô hạn Trong thời gian đó, người ta đã nghĩ đến việc sử dụng các thiết bị hút ẩm để điều chỉnh quá trình này Đây là cơ sở khoa học đầu tiên của việc ứng dụng các đặc tính tự nhiên của loài vi tảo này và manh nha những ý tưởng khởi đầu cho các

tác động của con người nhằm can thiệp vào vòng đời tự nhiên của H pluvialis

(Dean, 1899) Sự biến đổi không chỉ diễn ra ở kích thước và hình dạng của các bào tử cũng như tế bào sinh dưỡng mà còn cả ở kích thước của tế bào sinh dưỡng có roi sinh ra trong cùng một bào tử Tuy nhiên, không có mối quan hệ nào giữa kích thước bào tử lớn nhất và bào tử nhỏ Các động bào tử hút nước sau khi được giải phóng và bắt đầu thay đổi (Dean, 1899) Tuy nhiên, trong thời gian này, người ta vẫn chưa phát hiện thấy sinh sản hữu tính cũng như chưa quan sát được sự tiếp hợp trong quá trình sinh sản của loài vi tảo này Một hiện tượng khác thường được quan sát thấy là trong giai đoạn tế bào có roi chuyển động là sự xuất hiện của dạng tế bào có hai hoặc bốn cặp roi nhưng không phải tất cả đều là kết quả của sự phân chia từ một tế bào mẹ Trong một số trường hợp, người ta đã quan sát thấy sự phân chia từ một tế bào mẹ với đặc điểm điển hình là tạo bốn tế bào chuyển động tự do trong màng bọc của tế bào mẹ sau đó

đươc giải phóng ra khỏi màng bọc chung Khi tế bào dạng chuyển động chuyển

sang pha nghỉ, một cấu trúc hình cầu được hình thành với màng riêng phân biệt

và ngày càng tiến gần tới thành tế bào của tế bào chuyển động ban đầu Roi

cũng bị tiêu biến ở vị trí của thành tế bào Quá trình hình thành động bào tử, tính

thấm của thành tế bào thể hiện rất mạnh và áp suất thẩm thấu của màng cũng trở

nên bất thường, thành tế bào dày lên (Dean, 1899) Từ những năm cuối của thập

kỷ 20 của thế kỷ XX, người ta đã phát hiện thấy khả năng tồn tại trong điều kiện

bất lợi đối với dạng bào tử của loài vi tảo này thật đáng ngạc nhiên Khi ở trạng

thái bào tử, chúng có thể khô và phân tán theo chiều gió và khi gặp nước sẽ nảy

mầm thành dạng tế bào có roi chuyển động Nhờ có sự chuyển trạng thái bào tử

mà chúng có thể tồn tại trong đất trữ trong bình khoảng thời gian hàng năm trời

thậm chí có những trường hợp có thể tồn tại tới 70 năm trong điều kiện độ ẩm

thấp 3-5% hoặc có thể lên tới 10% (Otis, 1928) Trong một số trường hợp có sự

hình thành tế bào ở trạng thái nghỉ từ những tế bào đang ở trạng thái nghỉ Điều

này giống với quá trình hình thành bào tử từ tế bào chuyển động mà ở đó, quá

trình phân chia đã hoàn thành (Dean, 1899)

Năm 1950, Haematococcus pluvialis đã được xác định trong hệ thống phân

loại ở vị trí như sau (Smith, 1950):

Giới: Eukaryota Ngành: Chlorophyta

Lớp: Chlorophyceae

Bộ: Volvocales Họ: Chlamydomonaceae

Chi: Haematococcus Loài: Haematococcus pluvialis

Trong hệ thống phân loại mới, chi Haematococcus được xếp thành một họ

Haematococcaceae riêng (Garofalo, 2009; Đặng Thị Sy, 2005; Bold và Wynne, 1985) vì chúng có đặc trưng là nguyên sinh chất được giữ bằng các sợi tế bào chất nối với vách tế bào xếp theo kiểu phóng xạ (Đặng Thị Sy, 2005)

Tảo đơn bào nước ngọt Heamatococcus pluvialis (H pluvialis) thuộc nhóm

tảo lục hai roi và có khả năng chuyển động ở giai đoạn sinh dưỡng Sinh sản vô tính bằng cách nhân đôi hoặc hữu tính bằng con đường tiếp hợp (Đặng Thị Sy, 2005)

Tế bào của H pluvialis có hai dạng, tương ứng với đặc điểm sinh trưởng:

Tế bào sinh dưỡng và nang bào tử (Cyst) Trong đó:

Tế bào sinh dưỡng: dưới điều kiện thuận lợi, phần lớn tế bào ở dạng sinh dưỡng, có hàm lượng chlorophyll a, b và tiền carotenoit, đặc biệt là β-carotene

và lutein cao Tế bào có màu lục, dạng cầu hoặc elip với đường kính khoảng

10-20 µm Thành tế bào mỏng và có thể di động nhờ hai roi

Nang bào tử: khi điều kiện sống không thuận lợi (stress) như thiếu dinh dưỡng (thiếu nitơ, photpho, …), cường độ ánh sáng cao… tế bào sẽ chuyển sang dạng nang bào tử, có hình cầu Chúng mất đi roi và không còn khả năng di động, thành tế bào dầy lên Đường kính của tế bào tăng lên đột ngột từ 10-20 µm lên 40-50 µm

Ngoài ra, những tế bào nang này có hàm lượng carotenoit thứ cấp (secondary carotenoids) như echinenone, canthaxanthin và astaxanthin cao trong khi đó hàm lượng chlorophyll và tiền carotenoits lại giảm Tốc độ sinh trưởng

của H pluvialis ở giai đoạn này giảm, tế bào tích luỹ một lượng lớn astaxanthin

Ban đầu, astaxanthin chủ yếu được hình thành tập trung quanh nhân tế bào và quá trình được tiếp diễn cho đến khi toàn bộ tế bào có màu đỏ Các tế bào nang trưởng thành chứa astaxanthin chiếm khoảng 5% sinh khối khô (Guerin và cs 2003; Kang và Sim, 2008)

Vòng đời của H Pluvialis

- Vòng đời của Haematococcus cũng đã được Kobayashi và cs., (1992; 1993), Đinh Đức Hoàng và cs., (1011) công bố Nhìn chung, vòng đời của H pluvialis được chia làm bốn giai đoạn chính như sau:

(i) Giai đoạn tế bào sinh dưỡng: Giai đoạn này, tế bào ở dạng sinh dưỡng

có hình dạng elip màu xanh, có hai roi chuyển động, phân chia tế bào để gia tăng số lượng, kích thước tế bào dao động từ 10 – 20 µm Các tế bào này chứa hàm lượng chlorophyll và protein cao nhưng hàm lượng carotenoit lại thấp

(ii) Giai đoạn tạo bào nang: Ở giai đoạn này, các tế bào sinh dưỡng chuyển sang dạng tế bào nang non có màu nâu, hình cầu, mất roi, không có khả năng chuyển động, kích thước tế bào tăng lên đáng kể, khoảng 40 µm Trong suốt giai đoạn nang bào, hàm lượng chlorophyll và protein giảm đi, trong khi đó, mức độ sinh tổng hợp carotenoit tăng lên

(iii) Giai đoạn tế bào nang hoàn chỉnh: Ở giai đoạn này, tế bào nang đã hoàn chỉnh, bất động, có màu đỏ đậm, dây là giai đoạn tích lũy astaxanthin cao nhất Trong suốt giai đoạn chín này, quá trình tổng hợp carotenoit, chlorophyll

và protein chậm lại

(iv) Giai đoạn nảy mầm: Ở giai đoạn này, tế bào sinh dưỡng được nảy mầm trực tiếp từ tế bào nang hoàn chỉnh hoặc gián tiếp thông qua dạng pamella, bắt đầu quá trình tổng hợp chlorophyll và protein, xuất hiện sự phân giải carotenoit

Hình 1 Vòng đời của vi tảo H pluvialis (Đinh Đức Hoàng và cs., 2011)

Trong vòng đời của tảo (Hình 1), tế bào sinh dưỡng chứa hàm lượng chlorophyll và protein cao nhưng hàm lượng carotenoit rất thấp Quá trình bào nang xẩy ra sẽ kèm theo hàm lượng cholophyll và protein giảm Ở tế bào trưởng thành, quá trình trao đổi chất diễn ra theo xu hướng thúc đẩy quá trình sinh tổng hợp carotenoit đồng thời giảm hàm lượng protein Sự nảy mầm diễn ra cùng với

sự gia tăng của quá trình tổng hợp chlorophyll và protein, và giảm carotenoit Các giai đoạn bào nang, trưởng thành, và chín thường được quan sát và nhận biết dễ dàng dưới kính hiển vi Tỷ lệ về hàm lượng carotenoit/chlorophyll được thể hiện như là một thông số quan trọng cho phép phân biệt 4 giai đoạn khác

nhau của tế bào H pluvialis như các tế bào sinh dưỡng (có màu lục), các tế bào

còn non (màu nâu), và tế bào chín (màu đỏ) Tỷ lệ này vào khoảng 0,5; 1,0 và 7,0 (Kobayashi và cs., 1993) hay 0,3; 0,9 và 2,4 (Đinh Đức Hoàng và cs., 2011) tương ứng với tế bào sinh dưỡng, nang non và chín

1.1.2 Thành phần dinh dưỡng và giá trị sử dụng

Các thành phần dinh dưỡng trong tảo H pluvialis bao gồm carotenoit, các

axit béo, protein, carbonhydrate và các chất khoáng được thể hiện ở bảng 1

Bảng 1 Các thành phần cơ bản của vi tảo lục H pluvialis

do, còn 15% là hỗn hợp của β carotenoit, cathaxanthin, lutein và các carotenoit khác

Astaxanthin là loại carotenoit có tác dụng kích thích tăng trưởng, kháng một số bệnh, tạo màu sắc hấp dẫn nên chúng được ứng dụng tương đối rộng rãi trong nông nghiệp, thực phẩm, y học và đặc biệt là trong kỹ thuật nuôi cá hồi

Nguồn astaxanthin có thể từ nguồn tổng hợp hóa học hoặc có nguồn gốc tự nhiên Trước đây, trong chăn nuôi và nuôi trồng thủy sản, người ta có thể sử dụng astaxanthin tổng hợp nhân tạo để tạo màu cho các loại thịt và tăng màu sắc của cá cảnh Tuy nhiên, thời gian gần đây, tác dụng vượt trội của astaxanthin có nguồn gốc tự nhiên đã được chứng minh là không có tác dụng phụ đến sức khỏe của con người cũng như cho chất lượng màu sắc của cá cảnh sặc sỡ hơn Từ đó,

xu hướng sử dụng astaxanthin có nguồn gốc tự nhiên đã ngày càng trở nên phổ

biến Trong thực tế, các nguồn giàu astaxanthin nhất hiện nay là vi tảo H pluvialis, chứa astaxanthin 4 – 5% sinh khối khô tiếp đó là nấm men Phaffia rhodozyma với hàm lượng carotenoit tổng số 500 – 2000 µg/g sinh khối khô

trong đó, 45 – 95% là astaxanthin (Johnson, 2003), vi khuẩn,… Một số loài thực

vật cũng tích lũy astaxanthin nhưng chiếm số lượng rất khiêm tốn như Adonis annua, gần đây là cây thuốc lá chuyển gen CrtW và CrtZ từ Brevundimonas sp

SD212 chứa hàm lượng astaxanthin 5 mg/g lá khô và cây cà rốt chuyển gen

β-carotene ketolase từ vi tảo H pluvialis, chuyển 70% carotenoit sang dạng

Ketocarotenoit và 38% số đó là astaxathin, chiếm khoảng 90 µg/g củ tươi Ngoài

ra, với kỹ thuật hiện đại, một số giống khoai tây chuyển gen cũng chứa astaxanthin cũng đã được công bố (Schmidt và cs., 2011)

* Trong kỹ thuật nuôi cá hồi: Ứng dụng lớn nhất của astaxanthin tự nhiên sản xuất từ Haematococcus là sử dụng làm thức ăn cho cá hồi Cá hồi không tự

tổng hợp được astaxanthin trong cơ thể mà phải được cung cấp từ thức ăn nhân tạo Hiện nay, sản lượng cá hồi đánh bắt tự nhiên bị suy giảm đáng kể nhưng ngược lại ngành nuôi cá hồi lại phát triển Một nghiên cứu gần đây ở Na Uy đã chứng minh rằng cá hồi Đại Tây Dương ở giai đoạn còn non sẽ phát triển tốt khi được cung cấp đầy đủ astaxanthin trong khẩu phần ăn Astaxanthin được xem như một loại dinh dưỡng thiết yếu với hàm lượng cần thiết tối thiểu là 5,1 ppm Tuy nhiên, nếu hàm lượng astaxanthin trong khẩu phần ăn đạt 13,7 ppm thì hàm

lượng lipid trong thịt cá sẽ tăng lên 20% và sự phát triển của cơ thể sẽ đầy đủ hơn so với mức 5,3 ppm astaxanthin (Lorenz và Cysewski, 2000)

* Trong nuôi cá cảnh: Cá cảnh không tự tổng hợp được carotenoit mà lấy

từ nguồn thức ăn như vi tảo, san hô hoặc con mồi có chứa loại chất màu này Astaxanthin và tunaxathin là những loại carotenoit phổ biến được tìm thấy ở tất

cả các động vật biển Một trong những thách thức lớn nhất của ngành công nghiệp nuôi cá cảnh là phải tạo được màu sắc giống như màu tự nhiên của cá

Astaxanthin tự nhiên từ Haematococcus đã được chứng minh là cho hiệu quả

cao nhất và ổn định nhất về màu sắc của cá (Gao và Cui, 2004) Do astaxanthin không phải là hoóc môn nên chúng không gây hại đến khả năng sinh sản của cá

Cá sẽ chuyển hóa astaxanthin có trong thức ăn thành tuaxanthin và tích lũy chúng trong da và làm cho cá có màu sắc rực rỡ Các kết quả thực nghiệm đã cho thấy cá khi được bổ sung astaxanthin vào khẩu phần ăn liên tục từ 7 đến 10 ngày sẽ có màu sắc rất rực rỡ (Vĩnh Khang, 2007)

* Trong việc phòng bệnh đốm xanh ở tôm: Sự thiếu hụt astaxanthin trong khẩu phần ăn của Penacus monodon là nguyên nhân gây ra bệnh đốm xanh Sau

4 tuần cho ăn thức ăn chứa 50 ppm astaxanthin, P monodon lại có màu sắc

xanh-nâu như bình thường Các phân tích carotenoit ở mô đã cho thấy hàm

lượng của chúng đã tăng lên >300% so với 14% carotenoit ở P monodon chỉ

được cung cấp loại thức ăn thương mại không chứa astaxanthin Hàm lượng carotenoit tổng số trong vỏ tôm được cung cấp đầy đủ astaxanthin đạt đến 26,3 ppm Ngược lại, nếu tôm bị bệnh đốm xanh thì hàm lượng carotenoit trong vỏ chỉ đạt 4-7 ppm Khi được nấu chín, tôm bị bệnh đốm xanh có màu vàng xám, không đạt yêu cầu về mặt thẩm mỹ, ngược lại tôm bình thường có màu đỏ tươi (Lorenz và Cysewski, 2003)

Một số nghiên cứu cũng cho thấy, việc sử dụng các este của astaxanthin có tác dụng điều trị các bệnh về cơ, ví dụ như bệnh teo cơ vân ở ngựa và làm tăng năng xuất và khả năng sinh sản của động vật có vú (lợn, trâu, bò, cừu) (Ciapara

và cs., 2006) Nếu trong thức ăn chứa astaxanthin thì trong mô của động vật nuôi sẽ có hàm lượng astaxanthin cao nhất (16,5 mg/ kg cơ thể) Kết quả này

cao hơn 23% so với việc cho ăn thức ăn có canthaxanthin và 43% β-carotene là một bằng chứng chúng minh rõ ràng rằng astaxanthin là nguồn carotenoit hiệu quả nhất để tạo màu (Lorenz và Cysewski, 2000)

* Trong nuôi gia cầm: Astaxanthin đã được dùng làm phụ gia trong chế

biến thức ăn nuôi gia súc, gia cầm, làm tăng màu vàng cam cho lòng đỏ trứng,

tăng tỷ lệ nở con, giảm khả năng nhiễm khuẩn Salmonella (Lorenz và

Cysewski, 2000)

* Trong y học: Astaxanthin là dẫn xuất của β-caroten Nhưng nó có thể

dùng với hàm lượng tương đối cao, thay thế cho vitamin A mà không gây nguy hiểm như vitamin A Khi thừa β-caroten chúng sẽ được tích lũy tại gan của cơ thể Astaxanthin có khả năng bảo vệ võng mạc của mắt, góp phần chống lại các tác nhân oxy hóa, chống lại sự thiếu hụt các tế bào cảm thụ quang, tham gia bảo

vệ nơron não và tủy sống, ngăn chặn đáng kể tác hại do các gốc tự do được hình thành gây ra, làm giảm nguy cơ thoái hóa điểm vàng Hiện nay, astaxanthin là một trong những thành phần quan trọng của nhiều loại dược phẩm được dùng

trong điều trị các chứng viêm ruột, viêm dạ dày do nhiễm khuẩn Helicobacter

gây ra và được bổ sung vào thành phần của một số chế phẩm vitamin đang được lưu hành trên thị trường trong vài năm gần đây, nhằm bổ sung chế độ dinh dưỡng hàng ngày cho con người (Guerin và cs., 2003)

1.1.3 Các nhân tố ảnh hưởng đến sinh trưởng, phát triển của vi tảo H pluvialis

Nhiệt độ

Nhiệt độ là yếu tố đầu tiên, tác động đến sinh trưởng của các loài tảo nước

ngọt nói chung Đối với Haematococcus, nhiệt độ không gây chết đối với tế bào

nhưng tác động rất điển hình đến sinh trưởng của loài vi tảo này Nhìn chung, các công bố đều cho thấy, sinh trưởng tối ưu của loài vi tảo này vào khoảng 25 –

280C (Fan và cs., 1994), một số công bố cho thấy, nhiệt độ tối thích nằm ở vùng nhiệt độ thấp hơn Nhiệt độ cũng có tác động rất khác nhau với từng giai đoạn sinh trưởng của tế bào, ở trạng thái sinh dưỡng, nhiệt độ trên 300C, kích thích tế

bào chuyển sang giai đoạn nang bào Nhiệt độ ở 25 0C thích hợp cho sinh trưởng nhưng nhiệt độ lên tới 35 0C thích hợp cho quá trình tích lũy astaxanthin trong điều kiện nuôi dị dưỡng (Tripathi và cs., 2002) Khi tế bào ở giai đoạn bào tử chín, chúng có thể chịu được nhiệt độ lên tới 700C trong điều kiện độ ẩm thấp nhưng không chịu được nhiệt độ cao trong điều kiện độ ẩm cao (Otis, 1928)

Ánh sáng

Cũng như các loài vi tảo quang tự dưỡng khác, sinh trưởng của

Haematococcus cũng chịu tác động rất lớn của điều kiện chiếu sáng Từ những

năm 1950, Proctor (1957) đã thử nghiệm nuôi loài vi tảo này trong điều kiện phòng thí nghiệm nhưng không thành công và ông đã nhận thấy hai yếu tố đã thay đổi so với điều kiện tự nhiên là ánh sáng và nhiệt độ và ông cũng đã đề xuất giả thuyết về khuynh hướng sinh sản vô tính có thể xảy ra bất cứ lúc nào trong vòng đời của loài vi tảo này

Cường độ ánh sáng

Khi nghiên cứu ảnh hưởng của cường độ ánh sáng lên sinh trưởng của loài

vi tảo này, Park và Lee (2001) đã chỉ ra rằng, sinh khối tảo thu được cao nhất (2,7 g/L) khi nuôi trong điều kiện ánh sáng cao (75 µE/m2/s) và trong điều kiện ánh sáng yếu (15 – 30 µE/m2/s), sinh khối đạt được thấp hơn rất nhiều (< 1,0 g/L) Ánh sáng cao kết hợp với chiếu ánh sáng có bước sóng 470 nm cũng kích thích tổng hợp astaxanthin và cường độ ánh sáng 160 µE/m2/s cho hàm lượng astaxanthin cao nhất Tuy nhiên, khi nghiên cứu ảnh hưởng của cường độ ánh sáng lên sinh trưởng của loài vi tảo này, Garcia-Malea và cs., (2006) lại kết luận rằng, hầu như không thấy xuất hiện sự tích lũy astaxanthin với cường độ chiếu sáng 1000 – 2000 µE/m2/s ở hệ thống kín 1,8L

Thời gian chiếu sáng

Từ năm 1957, Proctor đã phát hiện ra các bào tử nghỉ có khả năng nảy mầm một cách nhanh chóng khi gặp điều kiện môi trường thích hợp và chế độ chiếu sáng 24 giờ là một điều kiện rất phù hợp cho quá trình này

Tính đến hiệu quả sử dụng năng lượng trong chiếu sáng nhân tạo để nuôi trồng loài vi tảo này, người ta đã hướng tới việc sử dụng đèn LED tạo ánh sáng nhấp nháy có ánh sáng xanh thúc đẩy tổng hợp astaxanthin Khi đó, sử dụng đèn LED ánh sáng xanh lam có cường độ thấp 8 µmol/m2/s cũng thúc đẩy tạo astaxanthin tương đương như chiếu đèn 12 µmol/m2/s liên tục trong khi đó, năng lượng sử dụng đã giảm đi 1/3 (Katsuda và cs., 2006)

Chất lượng ánh sáng

Khi nghiên cứu ảnh hưởng của các phổ ánh sáng khác nhau từ đỏ đến tím lên sinh trưởng và tích lũy astaxanthin của loài vi tảo này, Katsuda và cs., (2004) đã chỉ rằng ánh sáng có bước sóng ngắn (380 – 470 nm) tương ứng với ánh sáng lam – tím có tác dụng thúc đẩy tích lũy astaxanthin lên tới 5 -6% sinh khối khô nhưng lại ức chế sự sinh trưởng của tế bào Còn ở ánh sáng đỏ (625nm), sinh trưởng của loài vi tảo này đạt cao nhất Như vậy, ánh sáng có bước sóng đỏ xa có tác dụng kích thích sinh trưởng và ánh sáng có bước sóng ngắn (380 – 470 nm) có tác dụng thúc đẩy tích lũy astaxathin ở loài tảo này

Dinh dưỡng

Từ năm 1970, các nhà khoa học đã phát hiện thấy, một số nguyên tố hóa học vô cơ và một số tác nhân hữu cơ như các phức chất, hoóc môn và vitamin có tác dụng kích thích sự thay đổi về kích thước và hình dạng của tế bào, sự hình

thành bào tử và bào tử động của Haematococcus cũng như Chlamydomonas và

điều này cũng có thể thấy ở các loài tảo khác (Fedrick, 1970)

Với phương thức nuôi cấy trong điều kiện quang tự dưỡng, sinh trưởng của Haematococcus chịu ảnh hưởng của hàm lượng nitơ trong môi trường Khi nồng

độ NO3- từ 5,7 – 20,7 mM, mật độ tế bào và khối lượng sinh khối khô hầu như không thay đổi nhưng khi giảm nồng độ NO3- xuống 1,7 mM, mật độ tế bào và khối lượng sinh khối khô đều giảm rõ rệt từ 1,3 xuống 0,7 g/L và mật độ tế bào giảm từ 2 – 0,8 x 106 tế bào/mL (Del Rio, 2005)

Photpho là một trong những yếu tố dinh dưỡng quan trọng đối với sự tổng hợp astaxanthin Sự tích luỹ astaxanthin có thể được cảm ứng bởi sự thay đổi

hàm lượng photpho Trong điều kiện thiếu hụt photpho, H pluvialis có thể tích

luỹ một lượng lớn astaxanthin

Trong nuôi cấy dưới điều kiện quang tự dưỡng, ảnh hưởng của môi trường

có các thành phần dinh dưỡng khác nhau lên sinh trưởng và tích lũy astaxanthin của loài vi tảo này cũng đã được công bố Nghiên cứu ảnh hưởng của các loại môi trường nuôi có thành phần dinh dưỡng khác nhau bao gồm môi trường BG11 Mod., BG11, OHM, Basal và RM lên sinh trưởng của loài vi tảo này ở thể tích bình 250 mL, mật độ tế bào thu được cao nhất khi nuôi trong môi trường

RM (Imamoglu và cs., 2007) Đặng Diễm Hồng và cs., (2010) đã công bố lựa chọn được môi trường tối ưu để nuôi loài vi tảo này ở các cấp độ khác nhau từ bình tam giác 250; 500 mL đến quy mô bình 1,5 và 10 lít là môi trường RM đã đạt được mật độ tế bào 0,38 – 1,449 x 106 tế bào/mL, tốc độ sinh trưởng đặc trưng 0,062 – 0,321/ngày, khối lượng sinh khối khô 1,86 – 4,92 g/L, hàm lượng chlorophyll a 246,21 – 2010 µg/L, hàm lượng astaxanthin 212,10 – 743,82 µg/L sau 30 ngày nuôi cấy

Trong nuôi cấy ở điều kiện dị dưỡng, sinh trưởng của loài vi tảo này chịu

ảnh hưởng của nguồn carbon là acetate Tuy nhiên, trong môi trường nuôi bình thường, hình thái của loài vi tảo này biến đổi từ trạng thái sinh dưỡng sang trạng thái cyst một cách nhanh chóng khi bổ sung thêm acetate kết hợp với Fe2+(Kobayashi và cs., 1993)

H pluvialis là một trong số các loài vi tảo có khả năng sinh sống với nhiều

hình thức đa dạng, từ quang tự dưỡng đến dị dưỡng và tạp dưỡng Trong điều kiên nuôi cấy tạp dưỡng, nguồn carbon được sử dụng thường là acetate Trong điều kiện nuôi này, bổ sung acetate có tác dụng làm tăng hàm lượng astaxanthin trong sinh khối tảo Bên cạnh đó, việc bổ sung acetate cùng với tình trạng đói nitơ có tác dụng rất hiệu quả đối với tăng hàm lượng astaxanthin và khối lượng sinh khối khô của loài vi tảo này (Choi và cs., 2002)

Bổ sung riêng sắt vào môi trường nuôi cấy theo phương thức quang tự dưỡng có tác dụng ức chế sinh tổng hợp astaxanthin trong tế bào nhưng khi bổ sung kết hợp sắt với acetate, hàm lượng astaxanthin tăng lên rõ rệt (Choi và cs., 2002)

Chế độ sục khí

Trong nuôi trồng vi tảo nói chung, sục khí đóng vai trò quan trọng, không chỉ có tác dụng khuấy đảo môi trường nuôi và sinh khối mà còn có tác dụng chống bám lắng, cung cấp đầy đủ khí CO2 cho quang hợp và O2 cho hô hấp cũng như giúp điều chỉnh tỷ lệ CO2/O2 thích hợp cho sinh trưởng của tảo nói chung

Cũng như các loài vi tảo khác, H pluvialis cũng cần có chế độ sục khí thích hợp

với điều kiện sinh trưởng Tuy nhiên, với loài này, tùy từng điều kiện nuôi khác nhau mà yêu cầu về chế độ sục khí cũng rất khác nhau Trong nuôi trồng quy mô nhỏ, trong photobioreactor kín dạng trụ đứng, tốc độ sục khí ảnh hưởng rất lớn đến trạng thái và sinh trưởng của loài tảo này Thông thường, chế độ sục đảm bảo cho tốc độ khí bề mặt vào khoảng 0,2 – 0,4 cm/s là thích hợp cho sinh trưởng và với tốc độ sục khí cao hơn khoảng này gây tổn hại đến tế bào (Kaewpintong, 2004)

Chế độ bổ sung môi trường

Chế độ bổ sung môi trường trong nuôi H pluvialis cũng được các nhà

nghiên cứu quan tâm trong đó, mức độ pha loãng đã được Garcia-Malea và cs., (2006) công bố là 0,04/giờ và chỉ bổ sung môi trường trong 12 giờ chiếu sáng Trong giai đoạn nuôi liên tục trong hệ thống kín 8000 lít, mức độ bổ sung môi

trường mới là 25% cũng đã được ứng dụng trong nuôi trồng loài vi tảo này (Li

và cs., 2011)

Sự nhiễm tạp

Haematococcus sinh trưởng chậm và dễ bị các loài vi tảo lục khác lấn át

Tuy nhiên, không phải tất cả các loài tảo đều gây độc đến loài vi tảo này Khi

nuôi lẫn Haematococcus và Chlamydomonas, sự lấn át sinh trưởng xảy ra rất điển hình nhưng nuôi kết hợp Haematoccus và Scenedesmus thì sinh trưởng của

cả hai loài đều bị ức chế nhất định (Proctor, 1957) Oncel và cs., (2010) cũng

nghiên cứu trong nuôi riêng rẽ và kết hợp H pluvialis và C zofingensis và cũng

cho kết quả tương tự, sinh trưởng của cả hai loài đều bị ức chế khi nuôi chung so

với khi nuôi chúng riêng rẽ Tuy nhiên khi nuôi với tỷ lệ ban đầu 60% H pluvialis và 40% C zofingensis thì sinh trưởng của hai loài ít bị ảnh hưởng đến

nhau

1.1.4 Tình hình nuôi trồng loài vi tảo H pluvialis ở trên thế giới và Việt Nam

Trên thế giới

Từ đầu những năm 90 của thế kỷ trước, H pluvialis đã được nuôi thương

mại hóa trong hệ thống bể hở dung tích 30000 – 1000000 lit (Johnson và An, 1991) Bubrick cũng đã thiết kế hệ thống bể nuôi theo tiêu chuẩn của bể raceway

có guồng trên diện tích 38 000 m2 để nuôi thương mại loài vi tảo này Tuy nhiên, chúng rất dễ bị nhiễm tạp và bị lấn át do sinh trưởng nhanh chóng của các

loài tảo nhiễm khác như Chlorella và các loài ăn tảo khác Bên cạnh đó, trong

điều kiện nuôi này, loài vi tảo này lại giữ nguyên trạng thái sinh dưỡng cho đến khi thu hoạch (Gong, 1997) Đây là những hạn chế rất lớn của việc nuôi loài vi tảo này trong hệ thống bể hở để thu astaxanthin

Các mô hình nuôi loài vi tảo này đã được các nhóm tác giả ở Tây Ban Nha

và Nhật Bản nghiên cứu từ khá lâu và đã được thương mại hóa, nhất là từ năm

2000 trở lại đây Haematococcus đã được nuôi trồng ở quy mô thương mại để

làm thực phẩm chức năng ở Cyanotec corperation USA, Mera pharmaceuticals

Inc USA Theo nguồn FAO (2010), hàng năm, khối lượng sinh khối khô của H pluvialis đạt khoảng 300 tấn, chủ yếu từ Hoa Kỳ, Ấn Độ và Israel cung cấp cho

nuôi trồng thủy sản là 50 €/L và cho sản xuất astaxanthin là 7150 €/kg Các sản phẩm chứa astaxanthin được sản xuất từ loài vi tảo này của các công ty Parry Pharmaceuticals (India), AlgaTechnologies (Israel) có giá 10000 USD/kg Ở Trung Quốc, loài vi tảo này được dùng để sản xuất astaxanthin lớn nhất ở Giang Châu, tỉnh Hồ Bắc (Lovatelli và Chen, 2009)

Olaizola (2000) đã công bố kết quả của 9 tháng vận hành hệ thống kín nuôi loài vi tảo này có tên là Aquasearch Growth Module (AGM) dung tích 25 000 lít, có sử dụng hệ thống máy tính để điều khiển các quá trình, diện tích bề mặt là

100 m2, sử dụng ánh sáng tự nhiên Hệ thống AGM được cấu tạo từ hệ thống ống lắp song song, đường kính 18 – 41 cm, nhiệt độ dao động 20 – 250C, năng suất sinh khối 50 – 90 g/m2 (0,2 - 0,36 g/L; 4 – 19 g/m2/ngày)

Khi nghiên cứu sinh trưởng của loài vi tảo này trong hệ thống photobioreactor dạng ống và dạng trụ đứng có cùng dung tích 55L ở điều kiện ngoài trời sau 16 ngày nuôi, loài vi tảo này sinh trưởng trong hệ thống dạng ống tốt hơn ở hệ thống trụ đứng với khối lượng sinh khối tương ứng là 7,0 g/L và 1,4 g/L và hàm lượng carotenoit tương ứng là 2,0 và 0,5% khối lượng sinh khối khô (Lopez và cs., 2006)

Năm 2011, Issarapayup và cs., công bố các điều kiện nuôi trồng tối ưu cho

H pluvialis trong hệ thống kín dạng phiến phẳng có tốc độ sinh trưởng và mật

độ tế bào tương ứng là 0,52/ngày và 41 x 104 tế bào/mL Cũng trong hệ thống nuôi dạng này ở quy mô 17 – 200L, tốc độ sinh trưởng đạt 0,45 – 0,53/ ngày với mật độ tế bào đạt cực đại 1,10 – 2,90 x 106 tế bào/mL (Issarapayup và cs., 2011)

Gần đây, Li và cs., (2011) cũng đã đánh giá hiệu quả kinh tế của việc sản

xuất astaxanthin từ nuôi trồng Haematococcus ở quy mô lớn tại Trung Quốc với

một mô hình nuôi trồng hai giai đoạn loài vi tảo này Trong đó, giai đoạn đầu nuôi theo kiểu bán liên tục trong hệ thống photobioreactor kín dung tích 8000

lít, giai đoạn sau chuyển ra bể 100 m2 cho quá trình chuyển giai đoạn Nguồn giống ban đầu được nuôi trong hệ thống photobioreactor kín 20 lít, chuyển dần lên hệ thống 1000 lít và 8000 lít Mật độ tế bào trong hệ thống kín đạt cao nhất lên tới khoảng 106 tế bào/mL và thường duy trì ở mật độ 0,5 x 106 tế bào/mL Với mô hình này, giá thành của sinh khối tảo khô và astaxanthin giảm đi đáng

kể

Tuy nhiên, mật độ tế bào ở các hệ thống kín dạng ống với quy mô nhỏ hơn thường có mật độ tế bào cao hơn và duy trì trạng thái sinh dưỡng tốt hơn các hệ thống có quy mô lớn Ở các hệ thống dung tích 2 lít, mật độ tế bào có thể đạt được lên tới 1,1- 2 x 106 tế bào/mL (Vega-Estrada và cs., 2005; Riso, 2005); và lên tới 5-7 x 106 tế bào/mL trong hệ thống 1 lít (Ranjbar, 2008a, b) Nhưng đối với hệ thống dạng này khi nâng quy mô lên 55 lít, sinh khối đạt được thấp hơn 5 lần so với dạng hệ thống dạng ống tròn có cùng dung tích và điều kiện nuôi (Lopez và cs., 2006)

Trong nước

Hiện nay ở trong nước, loài vi tảo này mới đang được nghiên cứu và từng bước tối ưu các điều kiện nuôi trồng cũng như các điều kiện để tích lũy astaxanthin cao nhất Trường đại học Khoa học tự nhiên, đại học Quốc gia Hà Nội cũng đã nghiên cứu phân lập được 5 chủng khác nhau và tuyển chọn được một chủng có hàm lượng astaxanthin cao nhất là 0,143% (Nguyễn Thị Hường và cs., 2008) Phòng Công nghệ Tảo, Viện công nghệ sinh học, Viện khoa học và công nghệ Việt Nam cũng đã từng bước tối ưu các điều kiện nuôi trồng trong quy mô từ bình tam giác lên hệ thống kín 1,5 và 10 lít Đinh Đức Hoàng và cs., (2011) cũng đã nghiên cứu vòng đời tự nhiên của loài vi tảo này ở bình tam giác

250 và 500 mL trong môi trường RM và C đã xác định được thời gian và biến đổi hình thái tế bào cũng như sự thay đổi về thành phần sắc tố và hàm lượng protein nội bào của các giai đoạn phát triển khác nhau Thời gian duy trì trạng thái sinh dưỡng và nang non 10 – 20 ngày, thời gian nảy mầm 1-2 ngày và phát hiện sự nảy mầm trực tiếp và gián tiếp là cơ sở cho nghiên cứu nuôi trồng loài vi tảo này ở các quy mô khác nhau Các mô hình cao hơn vẫn đang tiếp tục được

nghiên cứu và từng bước hoàn thiện quy trình nuôi cấy Đặng Diễm Hồng và cs., (2012) đã công bố nuôi được loài vi tảo này với mật độ 3,2 x 106 tế bào/mL ở quy mô bình 10 lít trong điều kiện môi trường RM có nồng độ NaNO31,2 g/L với điều kiện chiếu ánh sáng kết hợp ánh sáng trắng (cường độ 4,3 klux) và UV (cường độ 1,4 klux), quang chu kỳ sáng: tối là 16:8 giờ trong đó thời gian chiếu ánh sáng trắng là 10 giờ và thời gian chiếu ánh sáng trắng kết hợp UV là 6 giờ Tuy nhiên, các mô hình nuôi với quy mô lớn hơn đến nay vẫn chưa được công

bố

1.2 Hệ thống kín

1.2.1 Tình hình nghiên cứu và ứng dụng hệ thống kín trong nuôi trồng vi tảo

Các hệ thống nuôi trồng tảo được nghiên cứu từ rất sớm Nuôi tảo trong các

bể hở và các hệ thống khác đã được nghiên cứu và ứng dụng trong công nghiệp sản xuất sinh khối tảo từ những năm 1950 Năm 1951, với nghiên cứu tại Arthur

D Little Inc ở Massachusset cho thấy, hệ thống nuôi bể hở dễ thiết lập và tiến hành còn hệ thống kín lại đòi hỏi chi phí cao hơn do cần các hệ thống làm mát (Fisher, 1956) Có lẽ vì vậy mà hai hệ thống này ra đời gần như cùng một lúc nhưng hệ thống nuôi bể hở vẫn được phát triển nhiều hơn nhất là cho sản xuất thương mại cho đến nay

Tuy nhiên, trong quản lý bể nuôi ngoài trời, chống nhiễm tạp các loài tảo khác là vấn đề khó giải quyết nhất Chỉ có một số loài có thể nuôi ở quy mô sản

xuất công nghiệp như Spirulina, Dunaliella salina, Porphyridium cruentum và mới đây là H pluvialis (Chaumont, 1993) Ngoài ra, một số loài như Chlorella, Scenedesmus, Coelastrum, Tetraselmis và một số loài tảo khác có nhiệt độ tối

thích thấp hơn 30 0C (Tredici và Materassi, 1992)

Năm 1992 Tredici and Materassi đã công bố về sử dụng hệ thống kín được thiết lập nhằm giải quyết vấn đề về nhiệt độ về mùa đông của Ý, nhiệt độ ngoài trời thấp không thích hợp cho các loài tảo phát triển

1.2.2 Các hệ thống photobioreactor trong nuôi trồng vi tảo, ưu và nhược

khúc có hệ thống đẩy khí và hệ thống ống nghiêng Các hệ thống nuôi có nguồn sáng nhân tạo bao gồm: hệ thống có sục khí (bubble column), hệ thống nuôi cuộn khí (airlift), bể khuấy, ống nằm ngang, ống cuộn hình nón, và ống cuộn hình xuyến Còn Posten (2009) lại phân chia theo dạng hình học, chia hệ thống kín thành ba dạng khác nhau Đầu tiên là dạng hình phiến phẳng theo mô tả của Issarapayup và cs., (2011), Sierra và cs., (2008), Zhang và cs., (2001) và các dạng biến thể như dạng mặt trụ hoặc khối cầu nhằm tận dụng ánh sáng và sự tuần hoàn bên trong được thực hiện nhờ dòng vận chuyển khí như mô tả của Sato và cs., (2006) Tiếp theo là hệ thống hình trụ có sục khí như mô tả của Lopez và cs., (2006), Ranjbar và cs., (2008), một dạng biến đổi của loại hình này là hệ thống ống hình vành khuyên (Zittelli và cs., 2006) Cuối cùng là các hệ thống ống, bao gồm cả các ống xếp song song, xếp sole (Molina, 2001) và ống cuộn (Hall và cs., 2003; Watanabe và Hall, 1996)

Lọc

Dòng xuống Dòng xuống Dòng lên

Mỗi hệ thống này đều có ưu và nhược điểm khác nhau, tùy thuộc vào điều kiện và mục đích, đối tượng nuôi để thiết kế dạng nhất định Khi nuôi ở thể tích nhỏ, hệ thống nuôi dạng trụ đứng (Hình 2A, B) được cho là đơn giản, dễ làm và tiện dụng cũng như dễ làm sạch, thích nghi được với nhiều loài tảo khác nhau,

đặc biệt là các loài có roi như Dunnaliella, Tetraselmis Tuy nhiên, khi nâng lên

G.(Wantanabe và Hall,

J (Molina và cs., 2001)

Hình 2 Một số mô hình hệ thống kín nuôi trồng tảo cơ bản

A: airlift column B: bubble column C: dạng vành khuyên D: dạng phiến phẳng E: dạng bán cầu F: dạng α

G: dạng xoáy ốc H: dạng ống cuộn đồng tâm I: dạng ống nằm ngang song song J: dạng ống nằm ngang 2 lớp

bổ sung

Thu hoạch

Vị trí lấy mẫu

Khí thoát

Van thu hoạch

Hệ thống đẩy khí

Hệ thống ống nuôi

Bổ sung môi trường

Hệ thống làm mát Không khí

Ống phản ứng

quy mô lớn, thì lại gặp phải giới hạn về ánh sáng Hiện nay, hệ thống này đang được áp dụng trong nuôi ở quy mô lớn với tên gọi là ống dạng vành khuyên (Hình 2C) để giải quyết vấn đề về ánh sáng Dạng ống trụ tròn đặt nằm ngang có

hệ thống đẩy khí với một hoặc hai lớp (Hình 2I, J) đã được ứng dụng rất rộng rãi

từ đầu những năm 1990 trở lại đây, thành công với nhiều loài tảo khác nhau

thuộc các chi Spirulina, Chlorella, và cả Haematococcus với quy mô thương

mại, có thể tích nuôi 8000 – 25000L (Olaizola, 2000) Đây là hệ thống dễ vận hành, dễ thiết kế, có thể ứng dụng cả ở quy mô pilot và sản xuất thương mại, sử dụng hệ thống chiếu sáng tự nhiên hoặc nhân tạo; có thể áp dụng hệ thống làm mát nhờ đặt trong bể nước chảy, khả năng tận dụng ánh sáng tốt Tuy nhiên, khi thiết kế, vận hành và mở rộng quy mô lại dễ gặp phải các khó khăn về chế độ nhiệt, chế độ dòng chảy, oxy hòa tan và hiện tượng phản ứng bề mặt Các hệ thống ống cuộn dạng xoắn ốc hoặc vòng đồng tâm (Hình 2G, H) và các biến thể

có hệ thống đẩy khí cũng đã được ứng dụng rất rộng rãi trong nuôi tảo Spirulina, Nannochloropsis, Chlorella và Haematococcus Hệ thống này có ưu điểm là có

thể tận dụng tối đa diện tích bề mặt, hiệu quả sử dụng ánh sáng cao, dễ thiết kế, vận hành Tuy nhiên, khi áp dụng hệ thống này cần phải chú ý về chế độ dòng chảy, nhiệt, oxy hòa tan và chọn bơm cho phù hợp…

Trong nuôi trồng Haematococcus thương mại hiện nay, hai mô hình đã rất

thành công ở Hawaii và Israel là nuôi trong hệ thống ống tròn Tuy nhiên, hai hệ thống này cũng có một số khác biệt, ở Hawaii, hệ thống ống tròn được đặt song song nằm ngang trên mặt đất, nối với nhau bằng các đoạn ống hình chữ U tùy theo quy mô thiết kế mà có thể có một hoặc nhiều hệ thống đẩy khí Mô hình này được ứng dụng để nuôi loài này trong pha đầu của quá trình nuôi hai pha

Còn ở Israel, Haematococcus được nuôi trong hệ thống kín dạng ống (Del

Campo và cs., 2007), các đoạn ống cũng được nối với nhau bằng hệ các đoạn ống nối hình chữ U xếp dần lên cao trong hệ thống nuôi khép kín một quá trình

1.2.3 Các thông số đánh giá hệ thống kín

Hiệu quả sử dụng hệ thống kín được đánh giá dựa trên những lợi thế của hệ thống này so với các hệ thống nuôi trồng khác Tuy nhiên, tiêu chí để đánh giá lại rất khác nhau Theo mục tiêu nghiên cứu khoa học, người ta đánh giá hệ thống thông qua mức độ sinh trưởng của vi tảo được nuôi trong hệ thống đó, so

sánh với các hệ thống nuôi trồng khác, khi đó, các thông số được đánh giá là các thông số liên quan đến sinh trưởng, phát triển của vi tảo, bao gồm: mật độ tế bào, khối lượng sinh khối/đơn vị thể tích (diện tích), năng suất sinh khối (g/m2/ngày, g/L,…), tốc độ sinh trưởng đặc trưng (µ); các thông số liên quan đến mức độ sử dụng diện tích bề mặt (Av/Ar)

Đánh giá theo hiệu quả kinh tế, các thông số được tính dựa trên mức độ sử dụng năng lượng và quy ra giá thành sản phẩm, thông số cuối cùng được tính ra chi phí đầu tư cho một đơn vị sinh khối hoặc các hoạt chất đích được tách chiết

từ sinh khối tảo

1.2.4 Các yếu tố ảnh hưởng (nhiệt độ, ánh sáng, nồng độ oxy hòa tan, chế độ sục khí…)

Nhiệt độ

Nhiệt độ là yếu tố quan trọng trong nuôi trồng vi tảo, ảnh hưởng trực tiếp đến khả năng sinh trưởng tạo sinh khối và sản xuất các hoạt chất có tác dụng sinh lý Nhiệt độ tối thích tùy thuộc vào từng loài và mục đích nuôi cấy Trong nuôi tảo quang tự dưỡng ở các hệ thống kín, nhiệt độ là yếu tố giới hạn quan trọng Nguồn nhiệt tạo ra trong hệ thống chủ yếu là do máy bơm và hệ thống đèn chiếu sáng trong đó, nhiệt độ máy bơm cơ học sản sinh ra là chủ yếu do đây

là hệ thống bơm tuần hoàn khép kín Chính vì vậy, trong các hệ thống kín ở quy

mô nhỏ thường là tích hợp thiết bị làm mát chuyên dụng hoặc hệ thống làm mát bằng nước thông qua hệ thống bể nông, phun mù hoặc qua hệ thống ống nhỏ ngâm trong bể nước (Hall và cs., 2003; Watanabe và Hall, 1996, Briassoulis và cs., 2010) Còn các hệ thống nuôi trồng ngoài trời, việc làm mát hệ thống rất khó khăn, hiện nay, hệ thống nuôi này mới thành công với các loài tảo chịu nhiệt

như Spirulina, Chlorella,… và ở các nước có nhiệt độ trung bình và thấp như Hawaii với Haematococcus,… Một xu hướng mới để giải quyết vấn đề này là

hướng tới các loại bơm tuần hoàn ít gây tác động nhiệt đến dịch nuôi

Loại bơm

Chọn bơm là một khâu quan trọng trong thiết kế hệ thông kín Từ những năm 1990, một số nhà nghiên cứu đã nhận thấy vai trò quan trọng trong việc chọn bơm vận hành hệ thống Trong đó, bơm ly tâm, bơm nhu động, bơm màng

và bơm đẩy khí nén được cho là các loại bơm thông dụng, có thể sử dụng được Tuy nhiên, tùy từng loài tảo mà có thể sử dụng các loại bơm khác nhau Đối với các loài tảo có roi, bơm nhu động và bơm màng được cho là ít gây ra áp lực nhất

do vậy, có thể sử dụng được (Catawatcharakul, 1994) Khi nghiên cứu ảnh

hưởng của các loại bơm đến sinh trưởng của tảo Tetraselmis suecica, Jaouen và

cs., (1999) cũng đã chỉ ra rằng, bơm trục vít lệch tâm và bơm nhu động không gây ảnh hưởng đến tế bào tảo Sau đó, bơm đẩy khí nén cũng được cho là thích hợp với nuôi trồng nhiều loài tảo trong hệ thống này, tuy nhiên, người ta cũng ít quan tâm đến loại bơm này do tính không ổn định của dòng chảy Mặc dù vậy, loại bơm này vẫn được ứng dụng khá phổ biến nhờ khả năng ít gây tác động nhiệt đến hệ thống nuôi

Tốc độ dòng chảy

Tốc độ dòng chảy là chỉ tiêu được các nhà thiết kế đặc biệt quan tâm đối với

hệ thống kín dạng ống, liên quan trực tiếp đến sinh trưởng của tảo Một thông số quan trọng, đặc trưng cho tốc độ dòng chảy là số Reynolds (Re) Đây là đại lượng không thứ nguyên, đặc trưng cho trạng thái của dòng chảy tầng hay chảy rối Số Re được biểu thị bằng công thức (Hoàng Văn Quý và Nguyễn Cảnh Cầm, 2009)

Trong đó, v: vận tốc dòng chảy (m/s) d: đường kính ống (m) ν: hệ số nhớt động học (m2 /s) Các nghiên cứu đều cho rằng, để tảo sinh trưởng tốt thì cần tạo ra chế độ dòng chảy có sự đảo trộn tốt để hạn chế hiện tượng bám thành, hiệu ứng phản ứng bề mặt và giúp phân tán nhiệt tốt Tuy nhiên, để phân định dòng chảy rối

hay chảy tầng, còn có rất nhiều quan điểm khác nhau Trước đây, nhiều tác giả khi đề cập đến số Re cho rằng, cần thiết lập chế độ dòng chảy sao cho số Re lớn

2 x 103– 2 x 105 (Olaizola, 2000) trong các hệ thống ống tròn có đường kính

18-41 cm để nuôi Haematococcus Tuy nhiên, với các nghiên cứu đối với Chlorella

(Grobbelaar, 1994), số Re chỉ khoảng 5000 – 6000 Và khi nuôi ở hệ thống ống đường kính nhỏ, số Re cũng thấp Điều này phù hợp với việc đánh giá chế độ chảy theo Red trơn và Red nhám, phụ thuộc đường kính ống (Hoàng Văn Quý và Nguyễn Cảnh Cầm, 2009) Với các nghiên cứu khác nhau cũng cho thấy, tốc độ dòng chảy tối ưu không giống nhau Như vậy, chế độ dòng chảy phù hợp cho nuôi tảo không chỉ liên quan đến tốc độ dòng chảy hay số Re mà còn có thể phụ thuộc vào các yếu tố khác

Khi nghiên cứu về tốc độ dòng chảy trong hệ thống kín dạng ống, người ta thường đề cập đến một thông số liên quan đến áp lực thành (Cf) và được xác định bằng công thức (Molina và cs., 2000) như sau:

Trong đó, Fg: Lưu lượng khí theo thể tích (m 3 /s ) r: Bán kính ống khí đẩy (m)

d i : đường kính lỗ khí vào n: số lỗ khí vào

ρ: khối lượng riêng (kg/m3); η: độ nhớt động học (kg/sm) Ảnh hưởng của các thông số trên cũng được đánh giá thông qua tỷ lệ số tế bào chết/số tế bào sống hoặc qua tỷ lệ tế bào mất roi, thay đổi đặc điểm hình thái

ở H pluvialis (Vega-Estrada và cs., 2005)

Ánh sáng

Ánh sáng là yếu tố đặc biệt quan trọng trong vận hành hệ thống kín do yêu cầu về hiệu quả ánh sáng cao Trong hệ thống kín, các nhà nghiên cứu thường tập trung vào chất lượng ánh sáng, cường độ ánh sáng và chu kỳ sáng tối (tc) Trong đó, chu kỳ sáng tối được quan tâm một cách đặc biệt Do trong hệ thống kín dạng ống, ánh sáng thường được chiếu từ một phía của hệ thống do vậy, sẽ hình thành nên vùng được phơi sáng gọi là vùng sáng và vùng bị khuất gọi là vùng tối (hình 3) Sở dĩ có hiện tượng này là do sự truyền ánh sáng qua ống tuân theo định luật Beer-Lambert, được xác định theo công thức tính (Lopez và cs., 2006)

Iav = Io (1- exp (-KapCb))/KapCb

Trong đó, Iav, Io là cường độ ánh sáng bên trong và ở bề mặt ống

K a : Hệ số tắt ( K a = 0,1 m 2 /g) P: đường kính ống

C b : sinh khối tảo (g/L)

Chu kỳ sáng tối được chia làm ba loại, chu kỳ cực ngắn (cỡ µs đến 1s), chu

kỳ ngắn (khoảng hàng chục s) và chu kỳ dài (tương ứng với chu kỳ ngày đêm) (Grobbelaar, 1991) Trong đó, chu kỳ cực ngắn chính là thời gian tế bào tảo qua vùng sáng và vùng tối của ống Khi nghiên cứu vai trò của chu kỳ này, các nhà nghiên cứu cho rằng, sự chuyển đổi rất nhanh từ vùng ánh sáng có cường độ cao đến vùng tối có khả năng thúc đẩy hiệu quả của quang hợp Chu kỳ cực ngắn này được cho là kết quả của việc giảm tốc độ vận chuyển điện tử QA đến QB ở

hệ quang hóa II theo đó là hô hấp tối Điều này dẫn đến khả năng nhận ánh sáng tốt nhất của hệ quang hóa II trong thời gian chớp sáng (Janssen, 2002) Trong nghiên cứu sinh trưởng của vi tảo ở các hệ thống kín dạng ống, thông số này đặc trưng cho mức độ khuấy trộn bên trong dòng môi trường chứa tảo Ở các hệ thống ống có đường kính lớn, chỉ tiêu này khá quan trọng, và có thể đây chính là nguyên nhân để điều chỉnh tốc độ dòng chảy trong ống và giải thích được nguyên nhân của việc tăng số Re khi đường kính ống lớn như đã tóm lược ở trên Tuy nhiên, chu kỳ này lại ít có ý nghĩa và không phù hợp khi nghiên cứu các hệ thống nuôi trồng tảo ở quy mô lớn Khi nuôi trồng tảo ở quy mô lớn,

Hình 3 Sự phân bố ánh sáng trong lòng ống

người ta thường hay đề cập đến chu kỳ chiếu sáng trung bình, với thời gian hàng chục giây

Từ năm 1978, nghiên cứu của Richmond và Vonshak đã công bố rằng, tốc

độ sinh trưởng của tảo Spirulina tăng khi tốc độ khuấy tăng lên gấp đôi Điều

này được cho là do đã tạo nên chu kỳ sáng/tối thích hợp mà ở đó, khoảng thời gian được phơi sáng ngắn hơn khi tăng mức độ chảy rối Và chu kỳ từ vài giây đến vài phút có tác dụng làm tăng sinh khối tảo Tuy nhiên, chu kỳ sáng: tối này còn phụ thuộc vào tốc độ quang hợp của vi tảo Do vậy, đây là nhân tố quan

trọng trong thiết kế và quản lý các hệ thống nuôi trồng (Grobbelaar, 1991) Tuy

nhiên, khi nghiên cứu đối với tảo Chlorella và Senedesmus với chu kỳ cực ngắn

thì lại thấy sự thay đổi về sinh lý trong thời gian ngắn lại ảnh hưởng nghiêm

trọng đến năng suất sinh khối tảo (Grobbelaar, 1991) Nhìn chung, chu kỳ ngắn

dưới 1 Hz thường được khuyến cáo là nên tránh (Posten, 2009)

Ánh sáng có vai trò quan trọng trong sản xuất sinh khối tảo Cường độ ánh sáng cao thường dẫn đến hiện tượng quang hô hấp và quang ức chế nhưng cường độ ánh sáng thấp lại ức chế sinh trưởng của tảo và trở thành yếu tố giới hạn Để giải quyết vấn đề ánh sáng cao, hiện nay người ta thường đi đến hai hướng giải quyết là nâng cao hiệu quả sử dụng ánh sáng thông qua ứng dụng công nghệ gen nhằm giảm kích thước của các phân tử chlorophyll ăngten hoặc tăng cường khả năng chống chịu với ánh sáng (Carvalho và cs., 2011) Các hệ thống kín dạng ống được cho là loại hình nuôi tảo có khả năng sử dụng ánh sáng hiệu quả nhất Đây cũng là ưu điểm quan trọng của hệ thống kín mà người ta có thể sử dụng các loại hình này nuôi sinh khối tảo sạch với năng suất cao Từ đầu những năm 1990, các nhà nghiên cứu đã chỉ ra rằng ánh sáng có liên quan tới lượng sinh khối mất đi trong thời gian không được chiếu sáng (Torzillo và cs.,

1991) Khi nghiên cứu chu kỳ sáng: tối với tảo Scenedesmus obliquus,

Grobbelaar và cs., (1996) đã phát hiện thấy, trong điều kiện cường độ ánh sáng thấp thì yêu cầu về tần số sáng: tối thấp và ngược lại, khi chiếu sáng với cường

độ cao thì tần số sáng: tối này cũng cao Điều này cũng phù hợp với các quan điểm cho rằng, trong điều kiện chiếu sáng với cường độ thấp, yêu cầu về tốc độ dòng chảy trong ống chậm hơn trong điều kiện chiếu sáng với cường độ cao

Ngoài ra, chiếu sáng với cường độ ánh sáng phù hợp theo từng điều kiện sinh trưởng của tảo cũng đã được đề cập đến Khi nghiên cứu trên đối tượng tảo

H pluvialis, cường độ ánh sáng 4,5 x 10-8 µE/s/tế bào cho sinh khối bằng 250%

so với điều kiện chiếu sáng ổn định (Choi và cs., 2003)

Oxy và CO 2 hòa tan

Nồng độ oxy hòa tan (DO) là thông số quan trọng trong quản lý vận hành

hệ thống kín Tùy từng loài vi tảo khác nhau mà yêu cầu về nồng độ DO khác nhau Khi nghiên cứu trên bốn loài tảo lam, hai loài tảo lục và một loài tảo đáy, Birmingham và cs., (1982) đã chỉ ra rằng, cường độ quang hô hấp bằng 10-28% cường độ quang hợp thực trong không khí có chứa oxy Khi giảm nồng độ oxy xuống khoảng 2%, cường độ quang hô hấp giảm 52-90% Trong nâng cấp quy

mô của hệ thống kín, nồng độ oxy hòa tan đóng vai trò vô cùng quan trọng Thông thường, trong các hệ thống ống lớn thường đi kèm một hay nhiều hệ thống đẩy khí để hạn chế sự tác động của oxy lên quá trình quang hợp (Rubio và cs., 1999) Các nghiên cứu trước đây cũng đã cho thấy khi nồng độ oxy hòa tan cao kết hợp với ánh sáng cao sẽ gây đến hiện tượng quang hô hấp (Richmond, 1991) làm tiêu hao sản phẩm quang hợp Trong lịch sử, một công ty trách nhiệm hữu hạn sản xuất photobioreactor ở Cartagena, Tây Ban Nha đã xây dựng hệ thống trên quy mô công nghiệp, dựa trên nghiên cứu chi tiết đầu tiên của Pirt và cs., công bố năm 1983 nhưng đã không đề cập đến nồng độ oxy hòa tan Tuy nhiên, thất bại này lại chỉ ra một vấn đề quan trong khi mở rộng quy mô bằng cách kéo dài hệ thống ống đã bị giới hạn bởi sự tích lũy oxy hòa tan (Rubio và cs., 1999; Markl và Mather, 1985; Torzillo và cs., 1986) Khi nghiên cứu trên

đối tượng là tảo C vulgaris, Markl và Mather (1985) đã nhận thấy, cường độ

quang hợp tăng 14% khi không có oxy hòa tan trong môi trường Trong điều kiện môi trường có oxy hòa tan bào hòa, cường độ quang hợp giảm đến 35% Trong thực nghiệm, thông thường, nồng độ oxy hòa tan phù hợp thấp nhất là khi nồng độ oxy trong không khí chiếm khoảng 21%, tương ứng với nồng độ oxy trong không khí, có khả năng ứng dụng rộng rãi đối với các hệ thống đẩy khí thông thường (Rubio và cs., 1999)