Liên kết ngang hình thành với sự hiện diện của hệ xúc tác và H2O2

Hình 3.24 thể hiện thời gian gel hoá của hệ xúc tác Ge–His–He 1:0,75 ứng với hàm lượng xúc tác khác nhau. Tiến hành cố định hàm lượng H2O2 ở hàm lượng 0,04 % (tương đương với nồng độ 11,76 mM) và thay đổi hàm lượng xúc tác của hệ 1:0,75 từ 0,04–0,01 % thì nhận thấy rằng, khi càng tăng hàm lượng xúc tác thì thời gian gel hoá giảm dần. Cụ thể ở các hàm lượng 0,04 %, 0,06 %, 0,08 %, 0,1 % tương ứng với thời gian gel hoá lần lượt là 121 s, 37 s, 25 s, 20 s. Điều này có thể giải thích là do khi giảm hàm lượng xúc tác có nghĩa hợp chất (Por·+FeIV=O) có trạng thái oxy hóa cao giúp thúc đẩy quá trình tạo liên kết ngang giảm đi nên quá trình gel hóa diễn ra chậm hơn nên thời gian gel hóa tăng. Vì thế, khi giảm hàm lượng xúc tác thì thời gian

gel hóa càng tăng. Nhận thấy hàm lượng xúc tác ở 0,1 % có thời gian gel hoá thấp nhất nên đây là hàm lượng xúc tác tối ưu để tiến hành khảo sát thêm các yếu tố tiếp theo.

Hình 3.23. Thời gian gel hoá của hệ xúc tác Ge–His–He 1:0,75 ứng với hàm lượng

H2O2 khác nhau

Hình 3.24. Thời gian gel hoá của hệ xúc tác Ge–His–He 1:0,75 ứng với hàm lượng

Hình 3.25 thể hiện thời gian gel hoá của ba hệ xúc tác Ge–His–He 1:0,75; HRP và He–Na ứng với điều kiện tạo gel tối ưu. Nhận thấy có sự chênh lệch thời gian gel hoá giữa các xúc tác. Hệ xúc tác Ge–His–He 1: 0,75 và HRP có thời gian gel hoá lần lượt là 20 s và 17 s (sự chênh lệch không đáng kể). Trạng thái trước và sau khi hình thành hydrogel được mô tả ở Hình 3.26.

Hình 3.25. Thời gian gel hoá của ba hệ xúc tác Ge–His–He 1:0,75; HRP và He–Na

ứng với điều kiện tạo gel tối ưu

Điều này cho thấy, trên phương diện hình thành hydrogel thì hệ xúc tác giả enzyme HRP đã tổng hợp hoàn toàn có tiềm năng thay thế cho enzyme HRP trong phản ứng tạo liên kết ngang của hydrogel với sự hiện diện của H2O2. Đối với He–Na thì thời gian gel hoá cao vào khoảng 70s, chênh lệch rất lớn so với hệ xúc tác 1:0,75. Điều này góp phần chứng tỏ rằng việc biến tính He bằng cách gắn thêm chất mang Ge đã cải thiện được không chỉ là ái lực mà còn thời gian gel hoá tạo hydrogel (tức khả năng tạo liên kết ngang) so với He chỉ hoạt hoá trong môi trường kiềm.

KẾT LUẬN

Đề tài với nội dung là “Tổng hợp và đánh giá các đặc tính xúc tác giả enzyme

Horseradish Peroxidase của hệ Hemin biến tính bằng Gelatin” sau thời gian thực hiện thu được các kết quả sau:

1/ Bằng các phương pháp phân tích hiện đại (1H–NMR, FT–IR và Raman) đã chứng minh tổng hợp thành công hệ xúc tác Ge–His–He ở các tỉ lệ (w/w) khác nhau. Trong đó, giá trị C (%) tăng dần khi tăng hàm lượng He đưa vào hệ Ge–His, trong khi đó H (%) lại thể hiện xu hướng ngược lại. Giá trị C (%) và H (%) lần lượt của các hệ xúc tác Ge–His–He 1:0,25; 1:0,5; 1:0,75 và 1:1 tương ứng là 12,6; 19,44; 24,5; 25,91 % và 62,98; 58,31; 57,16; 51,82 %.

2/ Đối với giá trị hoạt lực xúc tác, hệ xúc tác Ge–His–He ở tỷ lệ 1:0,75 có hoạt lực cao nhất đạt giá trị 19,678 (sau khi đã quy về tâm xúc tác so với cơ chất) gấp 4 lần so với He chỉ hoạt hoá trong môi trường kiềm (4,747) và thấp hơn HRP 1,28 lần (25,296).

3/ Đối với giá trị hoạt tính xúc tác, hệ xúc tác Ge–His–He ở tỷ lệ 1:0,75 có khả năng xúc tác ổn định trong môi trường nồng độ H2O2 cao, còn HRP lại không ổn định và bị mất hoạt tính khi tăng nồng độ H2O2, cụ thể là tại H2O2 nồng độ 10 mM.

4/ Thời gian gel hoá trên nền polymer Ge–Tyr của hệ xúc tác Ge–His–He 1:0,75 và HRP lần lượt là 20 s và 17 s – chênh lệch không đáng kể, còn He hoạt hoá trong môi trường kiềm có thời gian gel hoá lớn vào khoảng 70 s.

TÀI LIỆU THAM KHẢO

[1] Enrica C., Vitaliy V. (2015). “Biomedical applications of hydrogels: A review of patents and commercial products”. Eur. Polym. J. 65, pp. 252–267.

[2] Huaping T. and Kacey G. (2010). “Injectable, biodegradable hydrogels for tissue engineering applications”. Materials. 3 (3), pp. 1746–1767.

[3] Nigel C. (2004). “Horseradish peroxidase: a modern view of a classic enzyme”. Phytochem. 65 (3), pp. 249–259.

[4] Guido R., Diana C. and Artur M. (2014). “Horseradish peroxidase (HRP) as a tool in green chemistry”. Rsc Advances. 4 (70), pp. 37244–37265.

[5] Selene M., Eliane F., Antonio A. (2007). “Toxicity of textile dyes and their degradation by the enzyme horseradish peroxidase (HRP)”. J. Hazard. Mater. 147

(3), pp. 1073–1078.

[6] Urszula G., Katarzyna H. and Danuta W. (2014). “Immobilization as a strategy for improving enzyme properties–application to oxidoreductases”. Mol. 19 (7), pp. 8995–9018.

[7] Buchanan I. D., Nicell J. A. (1997). “Model development for horseradish peroxidase catalyzed removal of aqueous phenol”. Biotechnol. Bioeng. 54 (3), pp.

251-261.

[8] Isamu I., Masayuki I. and Takeo A. (1989). “Solubilization of hemin in neutral and acidic aqueous solutions by forming complexes with water–soluble macromolecules”. Bull. Chem. Soc. Jpn. 62 (7), pp. 2413–2415.

[9] Tetsuro M., Yasuyuki S., Kentaro Y., Aki Y. (2014). “A novel, visible light– induced, rapidly cross–linkable gelatin scaffold for osteochondral tissue engineering”. Sci. Rep. 4 (1), pp. 1–10.

[10] Abdalbasit A., Hadia F. (2013). “Gelatin, source, extraction and industrial applications”. Acta Sci. Pol., Technol. Aliment. 12 (2), pp. 135–147.

[11] Susheel K., Luc A. (2011), “Biopolymers: biomedical and environmental applications”, Scrivener (Canada), pp. 592–593

[12] Akhtar M., Hanif M., Ranjha N. (2016). “Methods of synthesis of hydrogels… A review”, Saudi Pharma. J., 24(5), pp. 554-559.

[13] Todd R., Daniel S. (2008). “Hydrogels in drug delivery: Progress and challenges”. Polym. 49 (8), pp.1993–2007.

[14] Angelo C.(2011), “Progress in molecular and environmental bioengineering– from analysis and modeling to technology applications”, Intech, Europe, pp.117–150. [15] Qinyuan C., Yang J. and Xinjun Y. (2017). “Hydrogels for Biomedical Applications: Their Characteristics and the Mechanisms behind Them”. Gel. 3 (1),

pp. 1–3

[16] Pal K., Banthia K. & Majumdar K. (2009). “Polymeric hydrogels: characterization and biomedical applications”. Des. Monomers Polym. 12 (3), pp.

197–220.

[17] Rong J., Christine H., Zhiyuan Z. and Jan F. (2007). “Enzyme–mediated fast in situ formation of hydrogels from dextran–tyramine conjugates”. Bio Mater. 28

(18), pp. 2791–2800.

[18] Rui W., Bo Z., Wei L. (2015). “Fast in situ generated ɛ–polylysine–poly (ethylene glycol) hydrogels as tissue adhesives and hemostatic materials using an enzyme–catalyzed method”. J. Biomater. Appl. 29(8), pp. 1167–1179.

[19] Kaixuan R., Chaoliang H., Chunsheng X., Gao L., Xuesi C. (2015). “Injectable glycopolypeptide hydrogels as biomimetic scaffolds for cartilage tissue engineering”. Bio Mater, 51, pp. 238–249.

[20] Roberts J., Naudiyal P., Lim K., Poole W. and Martens P., (2016). “A comparative study of enzyme initiators for crosslinking phenol–functionalized hydrogels for cell encapsulation”. Bio Mater. Research. 20 (1), pp. 30.

[21] Ke Z., Huang Q., (2016). “Haem–assisted dityrosine–cross–linking of fibrinogen under non–thermal plasma exposure: one important mechanism of facilitated blood coagulation”. Sci. Rep. 6, p.26982.

[22] Yuan L., Yun C. (1998). “Mimicry of peroxidase by immobilization of hemin on N–isopropylacrylamide–based hydrogel”. Anal. 123 (2), pp. 359–364.

[23] Zhang l., Gu C., Xiong J., Yang M., Guo Y. (2015). “Hemin–histamine– montmorillonite clay conjugate as a model biocatalyst to mimic natural peroxidase”.

[24] Anastasia V., Sergey P., Timofey S., Marina B. (2015). “Structure–activity relationship study for design of highly active covalent peroxidase–mimicking DNAzyme". RSC Adv. 5(64), pp. 51672–51677.

[25] Xiaoqiang W., Chao W., Meihong P., Junting W. (2017). “Chaperonin– nanocaged hemin as an artificial metalloenzyme for oxidation catalysis”. ACS Appl.

Mater. Interfaces, 9 (30), pp. 25387–25396.

[26] Kai S., Chunming W. (2015). “Recent advances in the use of gelatin in biomedical research”. Biotechnol. Lett. 37 (11), pp. 2139–2145.

[27] Kunal P., Ajit K. and Dipak K. (2007). “Preparation and characterization of polyvinyl alcohol–gelatin hydrogel membranes for biomedical applications”. Aaps. Pharm. Sci. Tech. 8 (1), pp. E142–E146.

[28] Shinji S., Keisuke H., Kenichi T. , Yuko O. and Koei K. (2009). “An injectable, in situ enzymatically gellable, gelatin derivative for drug delivery and tissue engineering”. Bio Mater. 30 (20), pp. 3371–3377.

[29] Huynh T.T.N., Tran H.L.B., Doan, V.N., Tran Q.N. (2018). “Thermosensitive nanocomposite hydrogel based pluronic-grafted gelatin and nanocurcumin for enhancing burn healing”. Sci. Technol. Dev. J. Nat. Sci. 2 (4), pp. 146-154.

[30] Terence N., Burkhard C. (2004), “NMR – From Spectra to Structures, An Experimental Approach”, Springer Berlin Heidelberg, New York, pp. 63-71.

[31] Tom L., Mike K., Maurice P., Mike F. (2009), “Handbook of Organic Compounds”, Analytical Science & Technology, pp. 9-33.

[32] Charlotte G.,Threlfall T. (1992), “UV-Vis Spectroscopy and Its Applications”, Springer-Verlag Berlin Heidelberg, pp. 26-68.

[33] Wenya D., Jin S., He L., Changgeng X. (2018). “The influence of shuttle– shape emodin nanoparticles on the Streptococcus suis biofilm”. Front. Pharmacol. 9, pp. 227.

[34] Nimal T. , Cédryck V., Christoph M., Deepak S., Saso I. (2019). “Optimization of 3D bioprinting of periodontal ligament cells”. Dent. Mater. 35(12), pp. 1683–1694.

[35] Anh H., Jay M., Tobias M., Tom B. , Todd C. (2014). “Gelatin methacrylate microspheres for controlled growth factor release”. Acta Biomater. 1080, pp. 4–6.

[36] Luis M., Hisila S., Rosa E.,Francisco J., Adrian O.(2020). “Studies by 1H NMR and UV–Vis spectroscopy of the molecular recognition of histamine by copper and zinc complexes of polyazamacrocyclic ligands”. J. Mol. Struct. 1204, pp.

127545.

[37] Charles E., Carraher Jr., Michael R., Zamil I., Alisia M. (2018). “Group 15 Containing Polyamines from Histamine and Their Ability to Inhibit Cancer Cell Lines from Breast and other Cancers”. J. Pharm. Pharm. Res. 1 (10), pp. 2–3.

[38] Diwasasri P., Hendro J., Kartika Anoraga M., Fredy K. (2018). “A preliminary study of identification halal gelatin using quartz crystal microbalance (QCM) sensor”. Malaysian J. Fundam. Appl. Sci. 14 (3), pp. 325–330.

[39] Mohamed E. , Nehad E., Osama M., Souraya A. (2017). “Preparation and characterization of biopolymers chitosan/alginate/gelatin gel spheres crosslinked by glutaraldehyde”. J. Macromol. Sci., Part B, 56(6), pp. 359–372.

[40] Torreggiani A., Tamba M., Bonora S., Fini G. (2003). “Raman and IR study on copper binding of histamine”. Biopoly. Ori. Res. Biomo. 72 (4), pp. 290–298. [41] Jingran B., Chuan T., Gong–Liang Z., Hongshun H. and Hong–Man H. (2020). “Detection of histamine based on gold nanoparticles with dual sensor system of colorimetric and fluorescence”. Foods, 9 (3), pp. 316.

[42] Bagrov V., Nikishin1 I., Pavlova E., Klinov C. (2019). “Distribution of polylactide and gelatin in single electrospun nanofibers studied by Raman spectroscopy”. In AIP Conf. Proce. 2064 (1), pp. 040001

[43] Farah B., Nazlin K. (2006). “Fish gelatin: structure, gelling properties and interaction with egg albumen proteins”. Food hydrocolloids, 20 (5), pp.630–640. [44] Tibor J., Lara M., Mile I., Nives M., Helga M. and Sanja V. (2017). “Optimization of parameters for histamine detection in fish muscle extracts by surface‐enhanced Raman spectroscopy using silver colloid SERS substrates”. J. Raman Spectrosc. 48 (1), pp. 64–72.

[45] Eleazar S., Alexander C., Hiram J. and Luis C. (2019). “Detection of histamine dihydrochloride at low concentrations using Raman spectroscopy enhanced by gold nanostars colloids”. Nano Mater. (2), p.211.

[46] Gomathi D., ArunaKumari M., Anitha B., Shyamala R. (2016). “Photocatalytic evaluation of Hemin (chloro (protoporhyinato) iron (III)) anchored ZnO hetero–

aggregate system under UV/solar light irradiation: A surface modification method”.

Surf. Interfaces. 1, pp. 52–58.

[47] Yuezhen H., Xiaoxun W., Jian S., Shoufeng J., Hongqi C., Feng G., Lun W. (2014). “Fluorescent blood glucose monitor by hemin–functionalized graphene quantum dots based sensing system”. Anal. Chim. Acta. 810, pp.71–78.

[48] Renjis T. and Pradeep T. (2005). “Interaction of azide ion with hemin and cytochrome c immobilized on Au and Ag nanoparticles”. Langm. 21 (25), pp. 11896– 11902.

[49] Peter A., Julio D. (2010), “Physical Chemistry”, Oxford University Press, Great Britain, pp. 876-884.

[50] Ana E., Fernanda S., Orlando F., Oldair D. (2008). “Development of a spot test for peroxidase activity monitoring during a purification procedure”. Quim. Nova. 31 (4), pp. 731–734.

[51] Minami T., Kuroishi T., Ozawa A., Shimauchi H., Endo Y., Sugawara S. (2007). “Histamine amplifies immune response of gingival fibroblasts”. Journal of dental research, 86 (11), pp. 1083-1088.

[52] Leonardi A., DeFranchis G., De Paoli M., Fregona I., Plebani M. and Secchi, A.G. (2002). “Histamine-induced cytokine production and ICAM-1 expression in human conjunctival fibroblasts”. Current eye Res. 25 (3), pp.189-196.

PHỤ LỤC