Việt Nam
Nước ta là một nước có khí hậu nhiệt đới nên có nhiều loại trái cây nhiệt đới rât đa dạng và phong phú, song ít có điều kiện thuận lợi cho công tác bảo quản vì nhiệt độ và ẩm độ cao là điều kiện thuận lợi cho vi sinh vật phát triển, quả bị nấm bệnh nhiều sau thu hoạch. Một số nghiên cứu chính về bảo quản quả là các phương pháp bảo quản quả bằng hoá chất nhằm hạn chế sự phát sinh , phát triển của vi sinh vất trên quả.
Ở nước ta ngay từ xa xưa ông cha ta đã có nhiều phương pháp để bảo quản quả chanh cam quýt như bôi vôi vào núm quả và để nơi mát, hay vùi trong cát khô và xốp mục đích chính là tạo ra môi trường chống lại nấm bệnh gây thối hỏng trên cuống quả.
Trịnh Thanh Sơn và Nguyễn Văn Mùi [15] đã nghiên cứu ảnh hưởng
của chất sinh học lên một số chỉ tiêu sinh lý, hoá sinh của cam trong quá trình bảo quản sau thu hoạch. Dung dich sinh học được tổng hợp từ các axit béo chưa vòng tecpen trong phân tử , không gây độc đối với cơ thể người và động vật, có khả năng diệt nấm mốc và vi khuẩn gây bệnh trên quả, thời gian bảo quản đạt 35 ngày.
Đặng Xuyến Như và Hoàng Thị Kim Thoa [14] đã xử lý hợp chất tự
nhiên chitosan trên cam quýt, làm giảm hoa hụt trọng lượng quả, giữ quả xanh tươi lâu hơn và thời gian bảo quản được 20-25 ngày so với đối chứng.
Nguyễn Văn Thoa và cộng sự [8]đã xử lý cam bằng dung dịch Topsin-
M (metylthyophalat) 0,1% bao gói bằng túi PE dày 40µm có thể hạn chế được sự phá hoại của vi sinh vất và bảo quản quả cam trong thời gian 30 nagỳ hoặc
lên bề mặt quả cam, kết hợp chất làm chậm chín Retarder, cho vào túi PE dán kín, bảo quản ở 40C, kết quả bảo quản cam được 3 tháng.
Gần đây tác giả Nguyễn Văn Khải, giám đốc trung tâm tư vấn đèn tiết kiệm Việt Nam, giới thiệu phương pháp bảo quản bằng nước ozôn, Nước ozôn làm chậm quá trình chín, ngăn chặn sự xâm nhập của nấm lên bề mặt quả đem bảo quản.
Cũng có những phương pháp tạo ra môi trường pH thấp trên bề mặt quả thông qua việc tạo ra một lớp sáp bao bọc quanh quả giữ cho quả giảm tỉ lệ
thối hỏng như nghiên cứu của Lê Doãn Diên và Trần Quang Bình [1], đã sử
dụng chitosan làm màng bảo vệ quả cam và kết quả là kéo dài thời gian bảo quản sau 35-40 ngày. Trần Băng Diệp và cộng sự [7] sau khi nghiên cứu ảnh hưởng của chitosan tới một số sinh vật gây thối hỏng trên một số loại quả như xoài và Thanh Long sau thu hoạch cũng có kết luận rằng: chitosan không những có hoạt tính kháng khuẩn mà còn có tính kháng nấm khá cao đối với các chủng nấm gây thối hỏng. Cũng nghiên cứu ứng dụng của chitosan, nhóm tác giả Châu Văn Minh, Nguyễn Hữu Điểm và đồng nghiệp đã sử dụng chitosan để bảo quản: cà chua, vải, nho, chuối ở cả nhiệt độ thường và lạnh. Kết quả cho thấy: quả được xử lý chitosan có khả năng giảm độ tạp nhiễm vi khuẩn rất rõ ràng. Về thời gian bảo quản: ở cả hai nhiệt độ, quả tươi được sử lý chitosan vẫn còn tươi tốt, trong khi các mẫu đối chứng đã hư hỏng thối giữa. Trong điều kiện bảo quản lạnh có thể kéo dài thời gian bảo quản đến 30 ngày [13].
PHẦN THỨ BA
ĐỐI TƯỢNG, NỘI DUNG VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 3.1. Vật liệu nghiên cứu
3.1.1. Nguyên liệu
Chanh ta (Citrus aurantifolia Swingle) thu hoạch vào ngày 23/9/2006 tại huyện Thanh Hà - Hải Dương
3.1.2. Hoá chất và dụng cụ nghiên cứu
* Hoá chất: Dung dịch Chitosan Dung dịch NaOH 0,1N Phenolphtalein 1% trong cồn 60% Dung dịch HCl 2% Dung dịch I2 0,01N Dung dịch axeton 100% *Dụng cụ: Túi PE 0,03 mm
Kho lạnh, tủ lạnh, tủ sấy, bếp điện, cân phân tích, máy đo độ cứng, máy li tâm lạnh, máy đo mật độ quang, bình tam giác, bình định mức, ống đong, cối sứ, buret, pipet,,,
3.2. Nội dung nghiên cứu
Nghiên cứu ảnh hưởng khác nhau của chitosan ở các nồng độ 1%, 1,5%, 2% đến các biến đổi vật lý (màu sắc, hao hụt khối lượng tự nhiên, độ cứng quả) và các biến đổi sinh hóa (hàm lượng chất khô tổng số, hàm lượng vitamin C, hàm lượng axit hữu cơ tổng số, hàm lượng chlorophyll trong vỏ quả) của chanh trong thời gian bảo quản.
3.3. Phương pháp nghiên cứu
Chanh được thu hái khi chanh có màu sắc vỏ còn xanh, kích thước quả đồng đều, vỏ quả bóng nhẵn, căng mọng.
Chanh được cắt bằng kéo chuyên dụng, chiều dài cuống khoảng 0,3cm, Sau khi cắt quả được bọc giấy báo riêng từng quả và xếp vào thùng cacton có lót rơm, dạ. Sau đó được vận chuyển về phòng thí nghiệm trong thời gian ngắn nhất
3.3.1. Phưong pháp bố trí thí nghiệm
Thí nghiệm được bố trí ngẫu nhiên hoàn chỉnh, gồm các công thức sau: CT 1: Nhúng chanh vào dung dịch chitosan 1%
CT 2: Nhúng chanh vào dung dịch chitosan 1,5% CT 3: Nhúng chanh vào dung dịch chitosan 2%
Thời gian nhúng chitosan của các công thức là 2 phút, sau đó để khô tự nhiên và bao gói quả bằng túi PE có đục lỗ.
3.3.2. Phương pháp lẫy mẫu
Chanh được lấy mẫu phân tích định kỳ 10 ngày/lần. Mỗi công thức sử dụng 3 túi, mỗi túi 3 quả.
Mẫu được sử dụng để đo các chỉ tiêu vật lý (màu sắc, hao hụt khối lượng tự nhiên, độ cứng quả) và chỉ tiêu hoá học (hàm lượng chất khô tổng số, hàm lượng vitamin C, hàm lượng axit hữu cơ tổng số, hàm lượng chlorophyll trong vỏ quả)
3.3.3. Phương pháp xác định các chỉ tiêu vật lý của quả
* Xác định hao hụt khối lượng tự nhiên
Cân khối lượng của quả ở mỗi công thức trước khi bảo quản và ở mỗi
lần phân tích bằng cân kỹ thuật với 3 lần lặp lại
Hao hụt khối lượng tự nhiên được tính theo công thức 1 2 1 M M M X = − Trong đó:
X: Hao hụt khối lượng tự nhiên ở mỗi lần phân tích
M1: Khối lượng mẫu trước bảo quản
M2: Khối lượng mẫu ở các lần phân tích *Xác định độ cứng của quả:
Xác định độ cứng của qủa bằng máy đo độ cứng cầm tay với 4 lần nhắc lại.
Độ cứng được tính theo công thức sau:
X = F
S Trong đó:
X: Độ cứng của quả chanh ( kg/cm2) F: Số chỉ của máy đo ( kg)
S: Diện tích của mũi kim (cm2) *Đo màu sắc qủa
Đo màu sắc quả bằng máy đo màu cầm tay với 3 thông số L, a, b
3.3.4. Phương pháp xác định các chỉ tiêu hoá sinh
* Xác định hàm lượng chất khô tổng số
Hàm lượng chất khô tổng số được xác định bằng phương pháp sấy ở 850C trong 2 giờ, sau đó nâng lên 1050C và sấy đến khối lượng không đổi,
Chất khô tổng số được xác định theo công thức
X = M1 – M2 *100%
M1
X: hàm lượng chất khô tổng số (%) M1: khối lượng mẫu trước sấy M2: khối lượng mẫu sau sấy *Xác định hàm lượng axit tổng số
-Tiến hành: Nghiền nhỏ 2 – 3gam mẫu trong cối sứ, sau đó chuyển sang bình tam giác 250ml, thêm nước đến thể tích 150 ml. Đun 30 phút cách
thuỷ trên bếp điện ở 80 – 900C, thỉnh thoảng lắc. Khi dung dịch nguội, lọc vào bình định mức 250, lên thể tích tới vạch bằng nước cất.
Lấy 50 ml dịch lọc cho vào bình tam giác, cho thêm vào 1 – 2 giọt phenolphetalein rồi chuẩn độ bằng NaOH cho đến khi xuất hiện màu hồng
- Hàm lượng axit tính theo công thức
a.0,0067.V.T.100 X = v.c Trong đó: X: Hàm lượng axit (%) a: Số ml NaOH 0,1N cần để chuẩn độ
0,0067: Số gam acide tương ứng với 1 ml NaOH 0,1N T: Hệ số hiệu chỉnh đối với NaOH 0,1N
V: Tổng thể tích dung dịch chiết v: Số ml dung dịch lấy để chuẩn độ c: Khối lượng mẫu (gam)
*Xác định hàm lượng vitamin C
-Tiến hành: Cho vào cối sứ 2 gam nguyên liệu và một ít HCl 2%, tiếp tục nghiền. Sau đó chắt lấy nước chiết trong, lặp lại tương tự 3 – 4 lần. Dùng 10 ml HCl tráng cối, chày sứ có cả bã sang bình định mức 50 ml, lên thể tích bằng nước cất
Đặt bình định mức trong bóng tối khoảng 10 phút, cho lượng vitamin C trong nguyên liệu được hoà tan hoàn toàn, lọc lấy dịch trong. Lấy 10 ml dịch lọc trong cho vào bình tam giác 100 ml. Thêm vào 10 giọt tinh bột 0,5%, Lắc nhẹ, dung I2 0,01N chuẩn độ đến khi dung dịch xuất hiện màu xanh lam nhạt là được.
Hàm lượng vitamin C được tính theo công thức a.V.0,00088.100.1000 X =
v.c Trong đó:
X: Hàm lượng vitamin C có trong nguyên liệu (mg%) a: Số ml I2 0,01N dung để chuẩn độ
v: Số ml dung dịch mẫu đi phân tích V: Thể tích của toàn bộ dịch chiết
c: Khối lượng nguyên liệu đem phân tích
0,00088: Số gam vitamin C tương ứng với 1 ml I2 0,01N * Xác định hàm lượng chlorophyll trong vỏ chanh
- Tiến hành: Nghiền nhỏ 2g mẫu bằng cối sứ, Ngâm mẫu nghiền nhỏ trong 10 ml acetone trong ống nghiệm. Nút thật kín ống nghiệm ngâm mẫu. Bọc bằng nilon đen để ở nhiệt độ 4 – 60C cho đến khi bã không còn màu xanh
Lấy dịch trong, đem đo độ hấp phụ A ở mức song 660nm và 642,5nm - Hàm lượng chlorophyll a, b, tổng số được xác định theo công thức Chlorophyll a = 9,93.A660 – 0,777.A642,5 (mg/l)
Chlorophyll b = 17,6.A642,5 – 2,18.A660 (mg/l)
Chlorophyll tổng số = 7,12.A660 + 16,8.A642,5 (mg/l) Từ đó xác định được hàm lượng chlorophyl theo công thức A.V.100
X = 1000.P Trong đó:
X: Hàm lượng chlorophyll (mg/100g mẫu) A: Hàm lượng chlorophyll tổng số
V: Thể tích dung dịch ngâm mẫu P: Khối lượng mẫu đem chiết (gam)
100: Hệ số quy đổi ra 100g mẫu nguyên liệu 1000: Tính theo ml
3.4. Phương pháp xử lý số liệu
PHẦN THỨ TƯ
KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN
4.1. Ảnh hưởng của nồng độ chitosan đến sự biến đổi các chỉ tiêu vật lý của chanh trong quá trình bảo quản của chanh trong quá trình bảo quản
4.1.1. Ảnh hưởng của nồng độ chitosan đến hao hụt khối lượng tự nhiên của chanh bảo quản của chanh bảo quản
Trong quả chanh có hàm lượng nước lớn. Nước làm cho quả căng mọng và hòa tan các chất dinh dưỡng chủ yếu của chanh. Nhưng trong quá trình bảo quản, lượng nước trong chanh cũng như rau quả nói chung giảm đi. Vì vậy, chúng tôi tiến hành khảo sát hao hụt khối lượng tự nhiên của chanh ở các nồng độ chitosan bảo quản khác nhau. Kết quả phân tích được trình bày trong bảng 4.1 và đồ thị 4.1.
Đồ thị 4.1: Biến đổi hao hụt khối lượng của chanh bảo quản ở các nồng độ chitosan khác nhau
Qua bảng 4.1 và đồ thị 4.1 chúng tôi nhận thấy rằng: hao hụt khối lượng tự nhiên của chanh tăng dần theo thời gian bảo quản ở tất cả 3 CT, cụ thể là chanh ở CT1 hao hụt khối lượng tự nhiên là 1,56% (sau 10 ngày); 3,07% (sau 20 ngày); 3,01% (sau 30 ngày), chanh CT 2 và CT3 cũng lần lượt tăng từ 1,32% và 1,40% sau 10 ngày lên 1,93% và 2,24% sau 30 ngày. Điều này có nghĩa là thời gian bảo quản càng dài thì hao hụt khối lượng tự nhiên của chanh càng lớn.
Hao hụt khối lượng tự nhiên là khác nhau ở các công thức. Sau 10 ngày chanh ở CT2 và CT3 không có sự khác nhau rõ rệt, nhưng chanh ở CT1 hao hụt khối lượng tự nhiên cao hơn hẳn so với 2 công thức trên. Nhưng đến ngày thứ 20 và 30 hao hụt khối lượng tự nhiên của chanh bảo quản ở CT2 và CT3 đã có sự khác nhau rõ rệt. Sau 30 ngày bảo quản hao hụt khối lượng tự nhiên nhỏ nhất ở CT2, lớn nhất ở CT1. Như vậy khi xử lý chanh ở các nồng độ chitosan khác nhau, việc tạo các màng bao xung quanh quả với các độ dày khác nhau đã ảnh hưởng đến tốc độ thoát hơi nước và hô hấp của quả, nên dẫn đến sự sai khác có ý nghĩa về sự hao hụt khối lượng tự nhiên của chanh trong quá trình bảo quản.
4.1.2. Ảnh hưởng của nồng độ chitosan đến độ cứng của quả chanh trong quá trình bảo quản quá trình bảo quản
Độ cứng là một trong những chỉ tiêu vật lí quan trọng để đánh giá chất lượng của quả nói chung và chanh nói riêng. Độ cứng của quả chanh trong quá trình bảo quản ở 3 nồng độ được chúng tôi trình bày ở bảng 4.2 và đồ thị 4.2
Đồ thị 4.2: Biến đổi độ cứng của chanh bảo quản ở các nồng độ chitosan khác nhau
Qua bảng và đồ thị chúng tôi nhận thấy: thời gian bảo quản càng dài thì độ cứng của quả chanh càng giảm ở tất cả các nồng độ. Độ cứng của quả chanh trước bảo quản là 8,66 (kg/cm2), nhưng sau 30 ngày bảo quản chỉ số này giảm xuống còn 4,17kg/cm2 (CT1); 5,29kg/cm2 (CT2) và 4,95 kg/cm2 (CT3). Điều này có thể giải thích là do trong quá trình bảo quản vẫn tiếp tục diễn ra những hoạt động sống như quá trình hô hấp, quá trình chín của quả mặc dù ở mức độ thấp. Trong quá trình này protopectin trong quả đã thuỷ phân thành pectin hoà tan dưới tác dụng của enzyme protopectinase và polygalacturonase, do vậy mà độcứng của quả chanh giảm đi trong quá trình bảo quản.
Sau thời gian bảo quản , độ cứng của quả chanh ở CT1 là thấp nhất, trong khi độ cứng quả ở CT2 cao nhất (mức α=0,05). Như vậy khi xử lý chanh với nồng độ chitosan 1,5% thì duy trì được độ cứng quả tốt nhất. Sở dĩ như vậy một phần cũng là do hao hụt khối lượng tự nhiên ở CT2 là thấp nhất như chúng tôi đã trình bày ở bảng 4.1 và đồ thị 4.1, vì hàm lượng nước trong quả cao tạo nên độ căng mọng do đó ảnh hưởng đến độ cứng của quả.
4.1.3. Ảnh hưởng của nồng độ chitosan đến sự biến đổi màu sắc vỏ quả trong quá trình bảo quản trong quá trình bảo quản
Màu sắc vỏ quả là một trong những chỉ tiêu quan trọng được sử dụng để đánh giá chất lượng cảm quan của chanh.
Trong quá trình bảo quản do tác động của nồng độ chitosan mà màu sắc của vỏ quả có sự thay đổi khác nhau. Để xác điịnh sự thay đổi này chúng tôi tiến hành đo màu sắc vỏ quả thông qua 3 chỉ số L- a-b.
4.1.3.1. Ảnh hưởng của nồng độ chitosan đến chỉ số L của vỏ quả
Chỉ số L (L có giá trị từ 0-100) đặc trưng cho sự thay đổi cường độ màu của vỏ quả. Sự biến đổi của chỉ số L được thể hiện ở bảng 4.3 và đồ thị 4.3
Đồ thị 4.3: Biến đổi giá trị chỉ số L của vỏ chanh bảo quản ở các nồng độ chitosan khác nhau
Qua bảng 4.3 và đồ thị 4.3 chúng tôi có nhận xét sau: ở tất cả các công thức bảo quản, chỉ số L của vỏ quả chanh đều tăng dần theo thời gian bảo
quan. Chỉ số L của nguyên liệu (trước bảo quản) là 37,10 nhưng sau 30 ngày bảo quản chỉ số này đã tăng lên 55,58 ở CT1; 49,47 ở CT2 và 52,05 ở CT3. Kết quả này là do quả chanh trước khi đem bảo quản có màu xanh, sau 30 ngày bảo quản chanh chuyển dần sang màu vàng.
Mức độ tăng của chỉ số L ở các nồng độ khác nhau là khác nhau. Ở CT1 giá trị của chỉ số L của vỏ chanh tăng nhiều nhất, CT3 giá trị của chỉ số L của vỏ chanh tăng ít hơn ở CT1 nhưng cao hơn với CT2. Trong 10 ngày đầu bảo quản không có sự khác biệt rõ ràng về sự biến đổi của chỉ số L cảu vỏ chanh ở CT2 và CT3, nhưng sau 20 và 30 ngày bảo quản giá trị của chỉ số L cảu vỏ chanh ở CT3 tăng nhanh hơn ở CT2 nên dẫn đến có sự sai khác về màu sắc vỏ quả giữa 2 công thức xử lý nồng độ khác nhau (mức α=0,05). Vậy sau 30 ngày bảo quản sự biến đổi màu vỏ quả chanh tăng ít nhất ở CT2 (nồng độ chitosan 1,5%).
4.1.3.2. Ảnh hưởng của nồng độ chtiosan đến chỉ số a của vỏ quả
Chỉ số a thể hiện sự biến đổi từ màu xanh lá cây đến đỏ. Theo dõi sự biến đổi của chỉ số a trong quá trình bảo quản chúng tôi thu được kết quả thể hiện ở