3.3.1. Xử lí nguồn nước cấp để phục vụ thực nghiệm
a. Xử lí sơ bộ nguồn nước cấp
Để thực hiện nuôi sinh khối tảo C. subtilis ngoài trời tại Trại thực nghiệm Nông lâm Hào Võ, nguồn nước cấp tự nhiên được lấy từ một nhánh nhỏ của sông Lò Vôi. Việc cung cấp nước biển tự nhiên trước khi làm giàu dinh dưỡng được thực hiện thông qua một bồn chứa có thể tích 10m3 (Hình 3.12). Nước biển được lắng thụ động, có thể cung cấp liên tục nguồn nước tương đối sạch và không có các cặn hạt lơ lững. Việc làm mới nguồn nước được thực hiện hàng tháng hoặc hàng tuần tùy theo nhu cầu sử dụng thực tế. Trong khi bơm từ sông vào, nước biển sẽ được đi qua lọc qua túi lọc có 200 μm và không sử dụng các chất khử trùng trước khi sử dụng.
Hình 3.12. Bồn chứa 10m3
b. Xử lí nguồn nước cấp
Một hệ thống xử lí nước cấp với chi phí tiết kiệm đã được lắp đặt để xử lí nguồn nước tự nhiên nhằm phục vụ nhân sinh khối tảo C. subtilis (Hình 3.13). Quy trình xử nước được xử lí theo trình tự như sau:
- Nước được bơm tăng áp từ bồn chứa vào hệ thống lọc thô đầu nguồn, sau đó qua cột lọc composite chứa các vật liệu lọc như: cát thô, hạt mangan, than hoạt tính.
- Nước tiếp tục di chuyển đến cột lọc nhựa chứa các vật liệu lọc như bông thấm. - Tiếp theo, nước được dẫn qua hệ thống siêu lọc Màng UF Hanmi công suất 2,8 l/ phút với mắt lọc 0,01µm.
- Cuối cùng dẫn nước qua đèn UV AQUAPRO 41 bao gồm một buồng thép không gỉ nơi có một bóng đèn 41W Ultra-Violet, bước sóng 254nm, với tốc độ vừa đủ để xử lí vi khuẩn.
Hình 3.13. Hệ thống xử lí nước cấp để nuôi và nhân sinh khối tảo
Hệ thống lọc nước này có thể cung cấp 4lít/phút, đáp ứng đủ yêu cầu để thực nghiệm nhân sinh khối tảo C. subtilis.
3.3.2 Kết quả xây dựng ao nuôi thử nghiệm ngoài trời
Hình 3.14. Hệ thống ao nuôi liên tục
Tổng cộng có 5 ao thực nghiệm đã được xây dựng bằng cách đào đất và chôn bạt đen (Hình 3.14). Các ao thực nghiệm nuôi tảo ngoài tự nhiên: kích thước đồng đều nhau : chiều dài 4m, rộng 3m, sâu 1.2m, chiều cao cột nước 80-90 cm. Các ao này được sử dụng để nhân sinh khối và xác định thời gian trung bình (ngày) để sinh khối của tảo C. Subtilis đạt cực đại.
3.3.3. Nhân sinh khối trong điều kiện tự nhiên
Dựa trên kết quả thí nghiệm tại phòng thí nghiệm, để nhân nuôi liên tục sinh khối tảo C. subtilis nhằm phục vụ nuôi trồng thủy sản tại Cần Giờ, môi trường nước tự nhiên qua xử lí có bổ sung thêm phân bón NPK (15mg/L) để thực nghiệm nhân giống và tăng sinh khối liên tục ngoài tự nhiên. Sinh khối tảo C. subtilis sẽ được tăng dần theo từng mức độ thể tích khác nhau: 0,5 – 2,5 – 10 – 50 lít trước khi cấy vào các ao nuôi thực nghiệm.
Kết quả thử nghiệm nuôi C. subtilis trực tiếp bằng nước qua hệ thống xử lí và bổ sung NPK (15mg/L) bước đầu chỉ đạt được với thể tích khoảng 10 L (Hình 3.15).
Hình 3.15. Thực nghiệm nhân giống ở quy mô từ 0,5 – 2,5 -10 lít
Sự phát triển của tảo Chaetoceros subtilis rất tốt với quy mô 0,5 và 2,5 lít nhưng sau đó ở quy mô 10 lít thì xuất hiện sự lây nhiễm protozoa và các tảo tạp khác như tảo silic thuộc chi Navicula (Hình 3.16 A) và Entomoneis (Hình 3.16 B) hoặc tảo lục (Hình 3.16 C), sau 3 ngày nuôi thì hầu như không còn C. subtilis.
A B C
Hình 3.16. Dịch tảo ở quy mô 10 lít bị nhiễm tảo tạp khác
Theo dõi giá trị pH môi trường dịch nuôi có xu hướng thay đổi theo các giai đoạn phát triển, pH lớn nhất khi mật độ tảo đang tăng đến cực đại và sau đó giảm xuống cùng với sự suy vong của tảo nhưng sự thay đổi này không lớn. Lúc nuôi tại phòng thí nghiệm pH nước được thu từ sông Lò Vôi khoảng 7,3-7,8 khi bắt đầu bố trí thí nghiệm, rồi tăng lên 8,2-8,6 và giảm xuống 7,9-8,0 lúc tảo suy vong. Theo P.Lavens và cộng sự [3]thì khoảng pH này thuận lợi cho sự phát triển của vi tảo. Khi nuôi tại Cần Giờ, cuối mùa khô có pH nước tự nhiên khoảng 7,3-7,4, vào mùa mưa pH nước giảm còn khoảng 6,9 (Bảng 3.5).
Theo dõi độ mặn của nước khi nuôi tại phòng thí nghiệm luôn duy trì trong khoảng từ 22-25‰ tương đối thích hợp cho sự phát triển của tảo. Nhưng khi nuôi tại Cần Giờ vào cuối mùa khô độ mặn của nước lên đến 30‰ còn đến mùa mưa, nước sông bị pha loãng nhiều, độ mặn chỉ còn khoảng 19-20‰ (Bảng 3.5), đây là một khó khăn thực tế rất khó kiểm soát.
Bảng 3.5. Điều kiện môi trường trong quá trình thử nghiệm so với ở điều kiện phòng thí nghiệm
Các chỉ số môi trường
Môi trường ở phòng thí nghiệm
(tháng 4-5/2019)
Môi trường tự nhiên (tháng 7-9/2019)
pH nước 7,5-8,6 6,9-7,4
Nhiệt độ không khí (0C) 29-34 25-35
Độ mặn (‰) 22-25 19-30
Nhiệt độ không khí khi tiến hành các thí nghiệm tại phòng thí nghiệm khá cao do thời tiết nắng nóng kéo dài dao động từ 29-34°C và nhiệt độ nước chênh lệch với nhiệt độ phòng không cao, khoảng 1-2°C. Nhiệt độ trong quá trình thí nghiệm chưa thật sự tối ưu cho sinh trưởng và phát triển của Chaetoceros subtilis nhưng vẫn nằm trong khoảng cho phép vì theo FAO [3] nhiệt độ tối ưu cho nuôi cấy thực vật phù du nói chung là từ 20 đến 24°C, mặc dù điều này có thể thay đổi theo thành phần của môi trường nuôi cấy, loài và chủng được nuôi cấy. Các loài vi tảo được nuôi cấy phổ biến nhất chịu được nhiệt độ từ 16 đến 27°C. Nhiệt độ thấp hơn 16°C sẽ làm chậm sự tăng trưởng, trong khi những nhiệt độ cao hơn 35°C gây tử vong cho một số loài. Khi đưa ra nuôi sinh khối tại Cần Giờ vào đầu mùa mưa bão, nhiệt độ thay đổi nhiều từ 25 – 35°C, vào giữa trưa có ngày trên 35°C, dễ gây chết giống nuôi.
Nội dung thử nghiệm nhân nuôi sinh khối vi tảo để phục vụ cho nuôi trồng thủy sản dưới dạng tươi để phục vụ trực tiếp cho những loài ăn lọc (hàu, sò,..) và dạng khô để có thể phục vụ cho nhiều loài khác. Trong quá trình thực nghiệm ngoài tự nhiên, các điều kiện môi trường (đặc biệt là nhiệt độ, ánh sáng, độ mặn) ổn định cho phép điều chỉnh và tối ưu hóa năng suất sinh khôi của vi tảo biển. Trong trường hợp nhân
nuôi ngoài môi trường tự nhiên của C. Subtilis tại Cần Giờ của nghiên cứu này, các yếu tố khí hậu tự nhiên không được kiểm soát một cách chặt chẽ mà chỉ có thể kiểm soát tương đối; tốc độ tăng trưởng của tảo chưa thể kiểm soát được do thay đổi theo nhiệt độ, độ chiếu xạ, độ mặn của nguồn nước,... Do đó, việc thử nghiệm nuôi tảo ngoài tự nhiên bằng các ao kết nối với nhau để sản xuất liên tục sinh khối tảo đang gặp nhiều khó khăn và cần thiết cải thiện thêm nhiều vấn đề phát sinh trong thực tế.
KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ
KẾT LUẬN
- Các phân tích về đặc điểm hình thái, mã vạch DNA (trình tự vùng gen rbcL – 3P và LSU D2-D3) và phát sinh loài cho thấy loài tảo silic đã được phân lập và nghiên cứu sự sinh trưởng nhằm phục vụ nuôi trồng thủy sản cho vùng Cần Giờ là loài
Chaetoceros subtilis.
- Trong điều kiện phòng thí nghiệm, môi trường nước biển tự nhiên có bổ sung thêm phân bón NPK 20: 20: 15 (15mg/l) là thích hợp để nhân sinh khối của tảo C.
subtilis.
- Xử lí nguồn nước cấp, xây dựng các ao nuôi liên tục để phục vụ nghiên cứu thực nghiệm ngoài tự nhiên loài tảo C. subtilis đã được thực hiện, tuy nhiên việc thử nghiệm ngoài tự nhiên chưa đạt được thành công như mong muốn do điều kiện môi trường tự nhiên, xử lí nước cấp, quy mô nuôi trên 10 lít chưa được kiểm soát do sự nhiễm các loại tảo tạp và protozoa.
KIẾN NGHỊ
Sự tối ưu hóa các điều kiện môi trường trước khi thực nghiệm nhân sinh khối ngoài tự nhiên là hết sức cần thiết, cần nghiên cứu thêm một số vấn đề sau:
- Nghiên cứu sâu thêm cách xử lí và kiểm soát chất lượng nguồn nước cấp, cách làm giàu dinh dưỡng môi trường nuôi cấy, cách hạn chế sự nhiễm khuẩn và protozoa trong quá trình nhân giống, nuôi tảo C. subtilis ngoài tự nhiên.
- Phân tích các chỉ tiêu thành phần dinh dưỡng của nguồn nước tự nhiên trong khu vực thực nghiệm để xác định hàm lượng các chất dinh dưỡng quan trọng như các dạng nitrogen, phospho để có sự điều chỉnh dinh dưỡng phù hợp hơn.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
[1] ‘Vị trí địa lý và điều kiện tự nhiên huyện Cần Giờ’. [Online]. Available: https://cangio.hochiminhcity.gov.vn/-/vi-tri-ia-ly-va-ieu-kien-tu-nhien-
huyen-can-gio?redirect=%2Fgioi-thieu%2Fdieu-kien-tu-nhien. [Accessed: 29-Nov-2019].
[2] Trương Ngọc An, Phân loại tảo Silic phù du biển Việt Nam. Nhà xuất bản
Khoa học và Kĩ thuật, 1993.
[3] P. Lavens and P. Sorgeloos, Manual on the production and use of live food for
aquaculture. Food and Agriculture Organization (FAO), 1996.
[4] Trần Dụ Chi, Nguyễn Hữu Hiệp, Nguyễn Thu Hường, and Nguyễn Mạnh Cường, ‘Bước đầu tìm hiểu ảnh hưởng của môi trường dinh dưỡng và nhiệt độ lên sinh trưởng và quang hợp của 3 chủng vi tảo thuộc chi Chaetoceros phân lập được ở Việt Nam’, presented at the Hội nghị khoa học nữ lần thứ 8, Hà Nội, 2003, 2003, pp. 6–16.
[5] A. Richmond and Q. Hu, Handbook of microalgal culture: applied phycology
and biotechnology. John Wiley & Sons, 2013.
[6] N. A. Davidovich and S. S. Bates, ‘Patterns of sexual reproduction in the pennate diatoms Pseudo-nitzschia multiseries and P. pseudodelicatissima’,
Harmful Microalgae, pp. 152–155, 1998.
[7] A. Kale and B. Karthick, ‘The diatoms - Big significance of tiny glass houses’,
Resonance, vol. 20, no. 10, pp. 919–930, 2015.
[8] X. Congxin, ‘A study on the feeding habits of silver carp and bighead’, J. Huazhong Agric., vol. 4, 1989.
[9] M. R. Brown, S. W. Jeffrey, J. K. Volkman, and G. A. Dunstan, ‘Nutritional properties of microalgae for mariculture’, Aquaculture, vol. 151, no. 1, pp.
315–331, May 1997.
[10] Lê Viễn Chí, ‘Nghiên cứu một số đặc điểm sinh học, công nghệ nuôi tảo Silie Skeletonema Costatum (Greville) cleve làm thức ăn cho ấu trùng tôm biển’, Viện nghiên cứu Hải sản Hải Phòng, Hải Phòng, 1996.
[11] M. Kasim and H. Mukai, ‘Food sources of the oyster (Crassostrea gigas) and the clam (Ruditapes philippinarum) in the Akkeshi-ko estuary’, Plankton Benthos Res., vol. 4, no. 3, pp. 104–114, 2009.
[12] M. R. Brown, ‘Nutritional value and use of microalgae in aquaculture’, Av. En
Nutr. Acuícola VI Mem. VI Simp. Int. Nutr. Acuícola, vol. 3, pp. 281–292,
2002.
[13] Đ. Medarević, D. Losić, and S. Ibrić, ‘Diatoms-nature materials with great potential for bioapplications’, Hem. Ind., vol. 70, no. 6, pp. 613–627, 2016. [14] K. Hayashi, J. Q. Jacox, J. Glanz, and Nilo Alvarado, ‘Chaetoceros’,
Phytoplankton identification, 2007. [Online]. Available:
http://oceandatacenter.ucsc.edu/PhytoGallery/Diatoms/Chaetoceros.html. [Accessed: 03-Jul-2019].
[15] M. F. Pedersen and P. J. Hansen, ‘Effects of high pH on a natural marine planktonic community’, Mar. Ecol. Prog. Ser., vol. 260, pp. 19–31, 2003. [16] Royal Society (Great Britain), Ocean acidification due to increasing
atmospheric carbon dioxide. London: Royal Society, 2005.
[17] Nguyễn Văn Hòa, Huỳnh Thanh Tới, Nguyễn Thị Hồng Vân, and Trần Hữu Lễ, ‘Nuôi tảo chaetoceros sp. làm nguồn thức ăn cho hệ thống ao nuôi artemia’, Tạp Chí Khoa Học Trường Đại Học Cần Thơ, pp. 52–61, 2006. [18] P. Soletchnik et al., ‘Optimisation of the traditional Pacific cupped oyster
(Crassostrea gigas Thunberg) culture on the French Atlantic coastline: autumnal fattening in semi-closed ponds’, Aquaculture, vol. 199, no. 1–2, pp. 73–91, 2001.
[19] J. A Simental and M. del P. Sánchez-Saavedra, ‘The effect of agricultural fertilizer on growth rate of benthic diatoms’, Aquac. Eng. - Aquacult Eng, vol. 27, pp. 265–272, Apr. 2003.
[20] O. A. Davies, J. F. Alfred-Ockiya, and A. Asele, ‘Induced growth of phytoplankton using two fertilizers (NPK and agrolyser) under laboratory conditions’, Afr. J. Biotechnol., vol. 5, no. 4, pp. 373-377–377, Jan. 2006.
[21] Phạm Thị Hồng, Lê Diễm Kiều, Võ Hồng Trung, and Lê Thị Trung, ‘Ảnh hưởng của điều kiện nuôi cấy và mật độ tế bào xuất phát lên sự tăng trưởng của vi tảo Chaetoceros subtilis var. abnormis Proschkina-Lavrenko được phân lập ở huyện Cần Giờ, TP Hồ Chí Minh’, Tạp Chí Khoa Học, no. 30, p. 124, 2011.
[22] V. H. Trung and L. T. Trung, ‘Ảnh hưởng của nitrogen–ammonium lên sự sinh trưởng của vi tảo Chaetoceros subtilis var. abnormis Proschkina- Lavrenko được phân lập ở Cần Giờ, Thành phố Hồ Chí Minh’, Tạp Chí Khoa
Học, no. 33, p. 132, 2012.
[23] S. Ammar, ‘Cultivation of Microalgae Chlorella vulgaris in Airlift photobioreactor for Biomass Production using commercial NPK Nutrients’,
Al-Khwarizmi Eng. J., vol. 12, pp. 90–99, Jan. 2016.
[24] Tất Anh Thư, Võ Thị Gương, and Nguyễn Văn Hòa, ‘Sự phát triển của tảo diatom (Chaetoceros Calcitrans) dưới sự tương tác của đất và nước trong ao artemia’, Tạp Chí Khoa Học Trường Đại Học Cần Thơ, vol. 10, pp. 126–134, 2008.
[25] J. Larsen and N. N. Lam, ‘Potentially toxic microalgae of Vietnamese waters’,
Opera Bot., no. 140, pp. 5–216, 2004.
[26] R. A. Andersen, Algal culturing techniques. Elsevier, 2005.
[27] R. R. Guillard, ‘Culture of phytoplankton for feeding marine invertebrates’, in
Culture of marine invertebrate animals, Springer, 1975, pp. 29–60.
[28] A. M. Wood, R. C. Everroad, and L. M. Wingard, ‘Measuring growth rates in microalgal cultures’, Algal Cult. Tech., vol. 18, pp. 269–288, 2005.
[29] A. Witkowski et al., ‘Multigene assessment of biodiversity of diatom
(Bacillariophyceae) assemblages from the littoral zone of the Bohai and Yellow Seas in Yantai region of northeast China with some remarks on ubiquitous taxa’, J. Coast. Res., vol. 74, no. sp1, pp. 166–195, 2016.
[30] N. Tel-zur, S. Abbo, D. Myslabodski, and Y. Mizrahi, ‘Modified CTAB Procedure for DNA Isolation from Epiphytic Cacti of the Genera Hylocereus
and Selenicereus (Cactaceae)’, Plant Mol. Biol. Report., vol. 17, no. 3, pp.
249–254, Sep. 1999.
[31] A. L. Lehninger, Principles of Biochemistry, 2nd edn., chapter 8. Worth
Publishers, New York, 1975.
[32] M.-A. Lee, D. G. Faria, M.-S. Han, J. Lee, and J.-S. Ki, ‘Evaluation of nuclear ribosomal RNA and chloroplast gene markers for the DNA taxonomy of centric diatoms’, Biochem. Syst. Ecol., vol. 50, pp. 163–174, 2013.
[33] G. W. Saunders and D. C. McDevit, ‘Methods for DNA barcoding photosynthetic protists emphasizing the macroalgae and diatoms’, in DNA barcodes, Springer, 2012, pp. 207–222.
[34] P. Andersen and J. Throndsen, ‘Estimating cell numbers’, Man. Harmful Mar.
Microalgae, vol. 4, pp. 99–129, 2003.
[35] Y.-K. Lee et al., ‘Basic culturing and analytical measurement techniques’, Handb. Microalgal Cult. Appl. Phycol. Biotechnol. John Wiley Sons Ltd GBR,
pp. 37–68, 2013.
[36] P. Gani, N. M. Sunar, H. Matias-Peralta, A. A. Latiff, and A. R. A. Razak, ‘Influence of initial cell concentrations on the growth rate and biomass productivity of microalgae in domestic wastewater’, Appl Ecol Env. Res, vol. 14, no. 2, pp. 399–409, 2016.
[37] X. J. Xu, Z. Y. Chen, N. Lundholm, and Y. Li, ‘Revisiting Chaetoceros subtilis and C. subtilis var. abnormis (Bacillariophyceae), reinstating the latter as C. abnormis’, Phycologia, vol. 57, no. 6, pp. 659–673, 2018.
[38] Võ Hồng Trung and Lê Thị Trung, ‘Ảnh hưởng kết hợp giữa N–No3- và N– Nh4+ lên sự tăng trưởng của vi tảo Chaetoceros subtilis var. abnormis Proschkina-Lavrenko được phân lập ở Cần Giờ, TP Hồ Chí Minh’, Tạp Chí
Khoa Học, no. 43, p. 84, Nov. 2013.
[39] Võ Hồng Trung, ‘Khảo sát ảnh hưởng của nitrogen và phosphor lên sự tăng trưởng của vi tảo Chaetoceros Subtilis var. Abnormis Proschkina-Lavrenko được phân lập ở huyện Cần Giờ, Thành phố Hồ Chí Minh’, Đại học Quốc Gia Thành phố Hồ Chí Minh, Trường Đại học Khoa Học Tự Nhiên, 2011.
PHỤ LỤC
Phụ lục 1. Một số hình ảnh trong nghiên cứu
Máy PCR Máy ly tâm
Bể ủ nhiệt Thu mẫu nước tại Cần Giờ
Phụ lục 2: Các loại hóa chất được sử dụng để pha môi trường F/2
+ Pha chế dung dịch gốc khoáng đa lượng
Hoá chất Nồng độ dung dịch gốc Khối lượng cân/50 ml nước cất
NaNO3 75,0 g/L 3,75 g
NaH2PO4.H2O 5,0 g/L 0,25 g
Na2SiO3.9H2O 30,0 g/L 1,50 g
+ Pha chế dung dịch gốc sơ cấp khoáng vi lượng
Hoá chất Nồng độ dung dịch gốc sơ cấp
Khối lượng cân/50 ml nước cất FeCl3.6H2O - - Na2EDTA.2H2O - - MnCl2.4H2O 180,0 g/L 9,000 g ZnSO4.7H2O 22,0 g/L 1,100 g CoCl2.6H2O 10,0 g/L 0,500 g CuSO4.5H2O 9,8 g/L 0,490 g Na2MoO4.2H2O 6,3 g/L 0,315 g
+ Pha chế dung dịch gốc khoáng vi lượng
Hoá chất/Dd. gốc sơ
cấp Nồng độ mong muốn Lượng lấy/50 ml dd
FeCl3.6H2O 1,17 x10-2 M (3,15 g/L) 0,1575 g Na2EDTA.2H2O 1,17 x10-2 M (4,36 g/L) 0,218 g