NGHIÊN cứu ỨNG DỤNG QUY TRÌNH bảo QUẢN LẠNH VAN TIM TRÊN THỰC NGHIỆM

ĐẠI HỌC QUỐC GIA HÀ NỘI TRƯỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN MẦU VĂN CẢNH NGHIÊN CỨU ỨNG DỤNG QUY TRÌNH BẢO QUẢN LẠNH VAN TIM TRÊN THỰC NGHIỆM LUẬN VĂN THẠC SỸ HÀ NỘI – 2017 ĐẠI HỌC QUỐC GIA HÀ NỘI TRƯỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN MẦU VĂN CẢNH NGHIÊN CỨU ỨNG DỤNG QUY TRÌNH BẢO QUẢN LẠNH VAN TIM TRÊN THỰC NGHIỆM Chuyên ngành: Mã số: LUẬN VĂN THẠC SỸ Người hướng dẫn khoa học: PGS.TS Ngơ Duy Thìn PGS.TS Nguyễn Lai Thành HÀ NỘI – 2017 MỤC LỤC DANH MỤC CHỮ VIẾT TẮT CPA : Cryoprotectant agents /Chất bảo vệ lạnh DMEM : Dulbecco’s modified Eagle’s medium DMSO : Dimethylsulphoxide FBS : Fetal bovine serum / Huyết bào thai bò H.E : Hematoxyline Eosin M199 : Medium 199/ Môi trường 199 RPMI-1640 : Roswell Park Memorial Institute medium 1640 TEM : Transmission electron microscopy/ Hiển vi điện tử xuyên DANH MỤC BẢNG DANH MỤC HÌNH ĐẶT VẤN ĐỀ Các bệnh lý tim mạch, có bệnh van tim gia tăng giới Mỗi năm có gần 300.000 người cần thay van tim, dự báo lên tới 850.000 người trước năm 2050 [103] Có loại van tim sử dụng thay van bệnh lý là: van học van sinh học bao gồm: van nhân tạo sinh học từ động vật van đồng loài (homograft) Thực tế, van sinh học ưu tiên sử dụng trung tâm phẫu thuật tim mạch giới [87] Ví dụ Đức, năm 2008 tổng số 12000 bệnh nhân có tới 78% bệnh nhân ghép van sinh học, 21% ghép van học 1% van sửa [36] Van nhân tạo sinh học có nguồn gốc từ động vật lợn, bò , qua khâu xử lý, có ưu điểm phải sử dụng thuốc chống đơng, lại có thời gian sử dụng ngắn, khoảng 6-8 năm người trẻ tuổi Để giải tình trạng này, nhiều nhà khoa học sử dụng van tim từ người cho chết não, tế bào sống để ghép đồng lồi Trong giai đoạn đầu kỹ thuật ghép van tim tươi – tức lấy van + bảo quản tươi + sử dụng vòng tuần Tuy nhiên, việc lấy ghép van tim tươi từ người cho chết não thường bị động, mô van tim sống thời gian ngắn Vì việc chuẩn bị bệnh nhân để ghép phải khẩn trương Trong nhiều trường hợp kích thước van tim người cho người nhận không phù hợp Để khắc phục tượng này, nhằm chủ động nguồn cho nguồn nhận, nhiều nhà khoa học giới nghiên cứu quy trình bảo quản van tim phục vụ cấy ghép đồng loài Việc bảo quản van tim, mạch máu nhằm giúp cho bác sỹ lâm sàng có nguồn van tim dự trữ với để sử dụng cách chủ động phù hợp với kích cỡ, chủng loại bệnh nhân cần thay Van tim lấy từ đồng lồi vừa khơng cần dùng thuốc chống đơng, lại sử dụng tới 20 năm thối hóa, có ưu vượt trội van tim nhân tạo khác Trên giới có nhiều qui trình bảo quản van tim, mạch máu với nhiều mục đích khác Để sử dụng lâm sàng, van tim sau bảo quản lạnh cần phải đảm bảo yêu cầu khơng biến đổi cấu trúc hình thái khả sống tế bào Nhằm nghiên cứu, ứng dụng qui trình bảo quản lạnh van tim đánh giá hiệu thơng qua chất lượng van tim sau bảo quản, tiến hành đề tài: “Nghiên cứu ứng dụng quy trình bảo quản lạnh van tim thực nghiệm” với hai tiêu: Nghiên cứu ứng dụng quy trình bảo quản lạnh van tim thực nghiệm Bước đầu đánh giá chất lượng mô van tim lợn sau bảo quản lạnh sâu Đây phần đề tài cấp Bộ y tế phê duyệt : “Nghiên cứu xây dựng quy trình lấy, bảo quản ghép van tim đồng loại” Chương TỔNG QUAN 1.1 Bảo quản lạnh sâu van tim, mạch máu [77] Bảo quản lạnh sâu mô, tế bào đưa chúng vào trạng thái đông lạnh thời gian dài Nhiều nghiên cứu chuyển hóa ngừng lại mơ, tế bào điều kiện nhiệt độ thấp Tại điều kiện này, enzym phân hủy protein bất hoạt, mơ, tế bào khơng bị phá hủy Ở âm 196 độ C (nhiệt độ ni tơ lỏng), phản ứng xảy ra, hoạt động bên tế bào ngừng lại Có nhiều khái niệm bảo quản lạnh sâu, nhiên đa phần lấy mốc - 40 độ C 1.1.1 Các yếu tố ảnh hưởng đến mô, tế bào trình bảo quản lạnh Trong trình bảo quản lạnh, hai yếu tố dẫn đến tổn thương gây chết tế bào: Yếu tố vật lí: tinh thể đá với nhiều góc cạnh đâm trực tiếp bào màng tế bào Sự nước tế bào làm cho tế bào co nhỏ, lắng đọng chất hòa tan Yếu tố sinh học: tế bào không nuôi dưỡng khỏi thể Hình 1.1 Sơ đồ biểu thị nguyên nhân gây chết tế bào trình bảo quản lạnh Về chế vật lí, -10 độ C màng tế bào bắt đầu thay đổi, nước từ tế bào thoát khoảng gian bào Ở khoảng nhiệt độ từ -10 độ C đến -30 độ C, tốc độ làm mát tế bào diễn chậm (theo nghiên cứu khoảng 0,15-1.70C/phút) nước thoát khoảng gian bào nhiều tăng áp lực thẩm thấu, tế bào nước nặng, dẫn đến kích thước tế bào giảm lúc tinh thể đá hình thành khoảng gian bào Nếu tốc độ làm lạnh tế bào đủ chậm, khoảng độ C/phút, tế bào nước không nhanh, thể tích tế bào giảm Và để giữ thể tích tế bào cần phải cho thêm chất bảo vệ lạnh Nếu tốc độ làm lạnh nhanh (5- 10 độ /phút hơn), nước bên tế bào không bị nhanh, mà bị giữ lại tế bào, dẫn đến hình thành tinh thể đá tế bào (hình 1.2) Như vậy, muốn trì thể tích tế bào tránh hình thành tinh thể đá ngồi tế bào cần có tốc độ làm lạnh hợp lí, khơng q nhanh không chậm phù hợp với loại mô gọi hạ nhiệt độ theo chương trình Hiện có nhiều chương trình hạ nhiệt độ áp dụng giới cho loại mơ, tế bào Hình 1.2 Cơ chế vật lí biến đổi tế bào mức nhiệt độ khác bảo quản lạnh 1.1.2 Phương pháp bảo quản lạnh van tim, mạch máu (các mơ giàu collagen nói chung) Căn vào yếu tố ảnh hưởng đến mô trình bảo quản (các tinh thể đá gây tổn thương, nước ngồi làm tế bào nước, lắng đọng chât hòa tan, thiếu dinh dưỡng) để trì cấu trúc mơ giữ cho tế bào sống, cần tác động vào ba yếu tố trên: + Hạn chế hình thành tinh thể đá, tác nhân gây tổn thương tế bào + Hạn chế nước, gây lắng đọng chất hòa tan tế bào + Cung cấp chất dinh dưỡng nuôi tế bào Để khắc phục nguyên nhân hình thành tinh thể đá nước tế bào, người ta cho vào dung dịch bảo quản chất bảo vệ lạnh (cryoprotectant) người ta thấy bình thường, phân tử nước phân bố khắp mô, nhiệt độ hạ thấp, chúng thường tập trung lại với để tạo thành tinh 10 thể đá Nhiệt độ thấp, tinh thể đá to Khi cho chất bảo vệ lạnh người ta thấy nhiệt độ xuống thấp, kể thấp, phân tử nước khơng tập trung lại với nên khơng thể hình thành tinh thể đá giảm khả nước, lắng đọng chất hòa tan tế bào Hiện có nhiều chất bảo vệ lạnh khác glycerol, DMEM Ngoài chất bảo vệ lạnh, kỹ thuật làm lạnh giai đoạn rã đơng quan trọng tránh tái hình thành tinh thể đá Hiện phương pháp rã đông nhanh áp dụng phổ biến Cho đến có nhiều cơng trình nghiên cứu động vật đánh giá người bảo quản lạnh van tim, mạch máu Có thể tóm tắt qui trình gồm bước sau: a Khử trùng: Hiện tại, phương pháp khử trùng phổ biến ngâm dung dịch chứa kháng sinh môi trường dinh dưỡng Dung dịch gồm hai thành phần: diệt khuẩn nuôi dưỡng tế bào b Làm lạnh: Đây giai đoạn hạ nhiệt độ ban đầu quan trọng Qui trình thường tiến hành thiết bị hạ nhiệt độ theo chương trình có kiểm sốt Thơng thường tốc độ hạ nhiệt độ độ C/ phút nhằm hạn chế tối đa hình thành tinh thể đá để không gây tổn thương tế bào, mô, đảm bảo khả sống cao cho tế bào, đặc biệt nguyên bào sợi – nguồn sản xuất collagen Trước hạ nhiệt độ, mô van tim phải xử lí loại bỏ hết dung dịch ban đầu, thay vào dung dịch có thêm chất bảo vệ lạnh (cryoprotectant) glycerol, dimethyl sulfoxide Hiện có nhiều chất bảo vệ lạnh sử dụng giới với tỷ lệ sống tế bào sau rã đông khác (hình 1.3) 65 lưu trữ tủ lạnh nhiệt độ -800C mang lại lợi ích thiết thực cho bác sĩ phẫu thuật Kiểu lưu trữ cho phép kiểm tra van dễ dàng xác định kích thước để lựa chọn van có kích thước phù hợp cho phẫu thuật Tốc độ làm lạnh yếu tố quan trọng ảnh hưởng đến khả sống nguyên bào sợi sau bảo quản Nghiên cứu Van Der Kamp (1981) khẳng định tốc độ hạ nhiệt trung bình -1°C/phút tốt cho khả sống nguyên bào sợi [91] Ketheesan (1996) cho mô van tim bảo quản lạnh sâu sử dụng chương trình có tốc độ làm lạnh lớn -1°C/phút khả sống tế bào giảm rõ rệt [49] Năm 2009, Quintana cộng tiến hành nghiên cứu ảnh hưởng việc tăng nhiệt độ trình bảo quản lạnh sâu đến hình thái vi thể mơ van tim Theo nghiên cứu này, nhóm mơ van tim bảo quản nhiệt độ -147°C bị tăng dần nhiệt độ bảo quản đến -47°C quay trở -147°C sau đó, có hình ảnh vi thể cho thấy số lượng nguyên bào sợi giảm rõ rệt chức hoạt động nghiêm trọng so với nhóm bảo quản tươi bảo quản lạnh sâu không bị tăng nhiệt độ Điều khiến mẫu mơ van tim nhóm khơng đủ điều kiện cho cấy ghép Đồng thời, hình ảnh vi thể nhóm tăng nhiệt độ bảo quản cho thấy xếp lộn xộn mạng lưới collagen với xuất nhiều vị trí phù nề mơ kẽ [73] Một nghiên cứu khác thay đổi nhiệt độ bảo quản ảnh hưởng đến cấu trúc chức mô van tim Bessone tiến hành năm 2011 cho kết tương tự Quintana (2009) Các nguyên bào sợi bị tổn thương nghiêm trọng hình thái (số lượng giảm nhiều, màng tế bào bị tổn hư hại) chức hoạt động (giảm khả tiêu thụ oxy), sợi collagen xếp vô tổ chức, đặc biệt ty thể nhiễm sắc thể bị thay đổi Những điều cho thấy tăng nhiệt độ trình bảo quản lạnh sâu gây biến tính nghiêm trọng đến cấu trúc chức tế bào mơ van tim [13] 66 Vì vậy, phạm vi nghiên cứu khả mình, chúng tơi chia van tim thành phần tương ứng van bảo quản thười gian khác nhau, nhằm đánh gia tác động thời gian bảo quản lên chất lượng van tim Thời gian bảo quản dài, tất nhiên chất lượng mô van tim sau bảo quản dễ bị ảnh hưởng [45] Trên nghiên cứu chúng tôi, cấu trúc vi thể nhóm bảo quản tháng có mật độ nguyên bào sợi thấp so với nhóm chứng, nhóm bảo quản tháng gần khơng có khác biệt Các tiêu chí lại liên tục lớp tế bào nội mô, phù nề mô kẽ hay xếp sợi collagen cho thấy khơng có khác biệt nhóm bảo quản tháng tháng Điều cho thấy tác động thời gian bảo quản lên cấu trúc vi thể mô van tim nghiên cứu không nhiều Khảo sát kỹ tỷ lệ sống nguyên bào sợi sau bảo quản cho thấy, nhóm bảo quản tháng có giảm nhẹ tỷ lệ sống (khoảng 40%) so với nhóm bảo quản tháng (khoảng 41%) Sự khác biệt khơng có ý nghĩa thống kê với p > 0,05 Nếu trình bảo quản, nhiệt độ giữ nguyên ổn định ảnh hưởng lên chất lượng mơ van tim Vì theo ngun lý, nhiệt độ âm sâu, chuyển hóa tế bào gần khơng xảy ra, tức tế bào trạng thái ngủ tiềm tàng, khơng có tác động từ bên ngồi chất lượng mơ van tim khơng bị ảnh hưởng, có ảnh hưởng chết tế bào theo chương trình định sẵn Nghiên cứu V.Mirabet (2008) cho thấy cấu trúc vi thể khả sống nguyên bào sợi mô van tim không bị ảnh hưởng với thời gian bảo quản trung bình 9.1±1.6 năm [59] 67 KẾT LUẬN Sau ứng dụng qui trình bảo quản thành cơng van tim thực nghiệm, đánh giá chất lượng van tim sau bảo quản thời điểm tháng, chúng tơi rút kết luận sau: Quy trình bảo quản lạnh sâu mô van tim thực nghiệm gồm bước: - Lấy mô van tim thời gian thiếu máu nóng, tối đa 10 phút Kiểm tra vi khuẩn, nấm Rửa dung dịch NaCl 0,9% vô khuẩn có bổ sung Heparin, Papaverin Ngâm hỗn hợp kháng sinh: Penicillin, Streptomycin, Cefuroxim, Lincomycin, Amphotericin B 4°C 24 - Đưa vào môi trường bảo quản RPMI 1640, 10% DMSO, hạ nhiệt độ theo - chương trình, tốc độ -1°C/phút Bảo nhiệt độ ổn định -80°C Rã đông nhanh điều kiện 37-42 độ C Chất lượng mô van tim sau bảo quản: 100% mẫu mô sau bảo quản vô khuẩn Cấu trúc đại thể vi thể mô van tim sau bảo quản tháng tháng không khác biệt không khác biệt so với nhóm chứng - Van tim bảo quản tháng có biến đổi nhân bào quan ngun bào sợi, khơng có biến đổi thành phần sợi collagen sợi chun - Tỷ lệ sống nguyên bào sợi nhóm bảo quản tháng cao nhóm tháng KHUYẾN NGHỊ Trong thời gian tháng, mô van tim bảo quản -80°C đảm bảo chất lượng cấu trúc, hình thái, khả sống tế bào Những tiêu tham khảo để ứng dụng lâm sàng 68 MẪU BỆNH ÁN NGHIÊN CỨU Phiếu đọc kết tiêu nhuộm Hematoxylin – Eosin tiêu nhuộm Masson Nhóm: Mẫu van tim … TB TB TB Mẫu van tim … TB TB TB Mẫu van tim … TB TB TB Sự xếp lớp tế bào nội mô liên tục (+/++/+ ++) Mật độ phân bố nguyên bào sợi đồng (+/++/+++) Có phù nề mô kẽ (+/-) Sợi collagen liên tục, mềm mại (+/-) TÀI LIỆU THAM KHẢO Bộ môn miễn dịch-sinh lý bệnh ĐH Y Hà Nội (2015), "Miễn dịch ghép", Giáo trình miễn dịch học (dùng cho học viên sau đại học), tr 279-280 Dương Công Nguyên, Mầu Văn Cảnh, Cấn Thị Thu Hằng, Lê Thị Hồng Nhung, Ngơ Duy Thìn (2017), “Cấu trúc mơ van tim bảo quản lạnh mơi trường khơng có FBS”, Y dược học quân sự, 42, tr.166 -172 Adamczyk, et al (2000), “Biaxial strain properties of elastase-digested porcine aortic valves”, J.Heart Valve Dis, 9, pp 445-453 Al, B.-B.B.E (1987), “Longterm follow-up of patients with antibioticsterilized aortic homograft valve inserted freehand in the aortic position”, Circulation, 75, pp.768-777 Al-Janabi N, G.-L.L., Neirotti R, Ross and D.N (1972), "Viability of fresh aortic valve homografts: a quantitative assessment", Thorax, 27, p 83-86 Anderson, et al (1996), "Anatomy of the aortic root with particular emphasis on options for its surgical enlargement", J Heart Valve Dis, 5, p S249-S257 Anderson, et al (1982), Anatomy of the heart, Thieme, NY Anderson, R.H (2000), “Clinical anatomy of the aortic root”, Heart, 84, pp 670-673 Anderson, R.H., et al (1991), "The myth of the aortic annulus: the anatomy of the subaortic outflow tract", Ann Thorac Surg, 52, p 640-646 10 Armiger L.C., et al (1987), "Morphololy of heart valves preserved by liquid nitrogen freezing”, Thorax, 40, p 778-786 11 Bairati Jr, A., S DeBiasi, and F & Pilotto (1978), “Smooth muscle cells in the cusps of the aortic valve of pigs”, Experientia, 34, pp.1636-1638 12 Bairati, A and S & DeBiasi (1981), “Presence of a smooth muscle system in aortic valve leaflets”, Anat Embryol, 161, pp.329-340 13 Bessone V., Pizarro MD., and Izaguirre MF (2011), “Structural, ultrastructural and functional studies of human cardiac valve allografts that suffered an increment of the cryostorage temperature”, Cryo Letters, 32(1), pp 69-80 14 B.G, B.B (1964), “Homograft aortic valve replacement in aortic incompetence and stenosis”, Thorax, 19, pp 131 15 Birtsas, V and W.J Armitage (2005), “Heart valve cryopreservation: protocol for addition of dimethyl sulphoxide and amelioration of putative amphotericin B toxicity”, Cryobiology, 50(2), pp 139-143 16 Brockbank KGM, C.J., Dawson P (1992), “Effects of storage temperature on viable bioprosthetic heart valves”, Cryobiology, 29, pp 537-542 17 Brockbank, K.G.M., et al (2015), "Vitrification of Heart Valve Tissues, in Cryopreservation and Freeze-Drying Protocols", Springer New York, pp 399-421 18 Broom, N.D (1978), “The observation of collagen and elastin structures in wet whole mounts of pulmonary and aortic leaflets”, J Thorac Cardiovasc Surg, 75, pp 121-130 19 Brown, R.A., et al (1996), “Balanced mechanical forces and microtubule contribution to fibroblast contraction”, J Cell Physiol, 169, pp 439-447 20 Clark, R.E., E.H & Finke (1974), “The morphology of stressed and relaxed human aortic leaflets”, Trans Am Soc Artif Intern Organs, 20, pp 437-448 21 Clark, R.E., & Finke, and E H (1974), “Scanning and light microscopy of human aortic leaflets in stressed and relaxed states”, J Thorac Cardiovasc Surg, 67, pp 792-804 22 Cochran R.P, K.K (1989), "Cryopreservation does not alter antigenic expression of aortic allografts", J Surg Res, 46, p 597-599 23 Connolly, H.M., et al (1997), “Valvular heart disease associated with fenfluramine phentermine”, N Engl J Med, 337, pp 581-588 24 Deck, J.D (1986), “Endothelial cell orientation on aortic valve leaflets”, Cardiovasc Res, 20, pp 760-767 25 DN, R (1962), “Homograft replacement of the aortic valve”, Lancet, 2, pp 487 26 Dreger, S.A., et al (2003), “Immunohistochemical characterization of the interleaflet triangle of the human aortic valve”, J Heart Valve Dis, 28 27 Fastenrath, S (1995), “Fasertextur der Aorten- und Pulmo-nalklappe des Menschen”, Kiel: thesis 28 Feng XJ., Van Hove CE., and Walter PJ (1996), “Effects of storage temperature and fetal calf serum on the endothelium of porcine aortic valves”, J thorac Cardiovasc Surg, 111(1), pp 218-230 29 Filip, D.A., A Radu, and M Simionescu (1986), “Interstitial cells of the heart valves possess characteristics similar to smooth muscle cells”, Circ Res, 59(3), pp 310-320 30 Furukawa, et al (1999), “Does dilatation of the sinotubular junction cause aortic regurgitation?”, Ann Thorac Surg, 68, pp 949-953 31 Gall K, et al (1995), “Alllograft heart valve sterilization: a six-year indepth analysis of twenty-five-year experience with low-dose antibiotics”, J Thorac Cardiovasc Surg, pp 680-687 32 Gall KL, S.S., Willmette C.A, O’Brien MF (1998), "Allograft heart valve viability and valve-processing variables", Ann Thorac Surg, 65, p 1032-1038 33 Germain M., et al (2016), "Disinfection of human cardiac valve allografts in tissue banking: systematic review report", Cell and Tissue Banking, 17(4), p 593–601 34 Goffin Y.A., et al (2000), "Banking of cryopreserved heart valves in Europe: assessment of a 10-year operation in the European Homograft Bank (EHB)", J Heart Valve Dis, 9(2), p 207-214 35 Gross, L and M & Kugel (1931), “Topographic anatomy and histology of the valves in the human heart”, Am J Pathol, 7, pp 445-473 36 Gummert J.F, et al (2008), “Cardiac surgery in Germany during 2007: a report on behalf ofthe German Society for Thoracic and Cardiovascular Surgery”, Thorac Cardiovasc Surg 8(56), pp 328-336 37 Heng W.L., et al (2013), "Homograft banking in Singapore: two years of cardiovascular tissue banking in Southeast Asia", Cell Tissue Bank, 14(2), p 187-194 38 Heng, W.L., et al (2013), “International heart valve bank survey: a review of processing practices and activity outcomes”, J Transplant, pp 163-150 39 Hoekstra FM1, et al (1998), "Immunogenic human leukocyte antigen class II antigens on human cardiac valves induce specific alloantibodies", Ann Thorac Surg, 66(6), p 2022-2026 40 Hokken, R.B., et al (1997), “Morphology of the pulmonary and aortic roots with regard to the pulmonary autograft procedure”, J Thorac Cardiovasc Surg, 113, pp 453-461 41 Hoquel R., Rashid Z., and Sarkar S.K (2007), "Antibiotic sterilization of cadaveric homograft aortic valve for clinical use", Bangladesh Med Res Counc Bull, 33(2), p 69-72 42 Hu J.F, H.R., Wolfinbarger I (1989), "Effects of antibiotics on cellular viability in porcine heart valve tissue", Cardiovasc Res, 23, p 960-964 43 Jashari R., et al (2007), "Decontamination of heart valve and arterial allografts in the European Homograft Bank (EHB): comparison of two different antibiotic cocktails in low temperature conditions", Cell Tissue Bank, 8(4), p 247-255 44 Jong-Chul P, Y.-S.H.a.H.S (2000), "Viability evaluation of engineered tisues", Yonsei Medical Journal, 41(6), p 836-844 45 Kashima I., et al (1999), "Effect of storage temperature on cell viability in cryopreserved canine aortic, pulmonic, mitral, and tricuspid valve homografts", Jpn J Thorac Cardiovasc Surg, 47(4), p 153-157 46 Kats J P, et al (2010), "Microbiological examination of donated human cardiac tissue in heart valve banking", Eur J Cardiothorac Surg, 37(1), p 163-169 47 Kelvin G.M and Albert E H., et al (2011), "Guidance for Removal of Fetal Bovine Serum from Cryopreserved Heart Valve Processing", Cell Tissues Organs, 193(3), p 264-273 48 Kelvin G.M., et al (1992), “Effects of storage temperature on viable bioprosthetic heart valves”, Cryobiology, 29(5), pp 537-542 49 Ketheesan N., Kearney J.N., and Ingham E (1996), "The effect of cryopreservation on the immunogenicity of allogeneic cardiac valves", Cryobiology, 33(1), p 41-53 50 KGM, B (1990), "Cell viability in fresh, refrigerated, and cryopreserved human heart valve leaflets", Ann Thorac Surg, 49, p 848-849 51 Kunzelman, K.S., et al (1994), “Aortic root and valve relationships Impact on surgical repair”, J Thorac.Cardiovasc Surg, 107, pp 162-170 52 Lang S.J, G.M., Carlon-Cardo C, Summers B.D, Statiano-Coico L, Hajjar D.P (1994), "Biochemcal and cellular characterization of cardiac valve tissue after cryopreservation or antibiotic preservation", J Thorac Cardiovasc Surg, 108, p 63-67 53 Leeming J.P, L.A., Hunt C.J (2005), "Residual antibiotics in allograft heart valve tisue samples following antibiotic disinfection", J Hosp Infect, 60, p 231-234 54 Lu J.H, C.Y., Sung H.W, Hwang B, Chong C.K, Chen S.P, Mao S.J, Yang P.Z, Chang Y (1997), "XTT-colorimetric assay as a marker viability in cryoprocessed cardiac valve", J Mol Cell Cardiol, 29, p 1189-1194 55 Lupinetti F.M, C.J., King D.M, Khatib H.E, and T.S (1991), "Immunogenicity, antigenicity, and endothelial viability of aortic valves preserved 4C in a nutrient medium", J Cardiac Surg, 6, p 454-461 56 Lupinetti F.M, K.J., Rekhter M.D, Brockbank KGM, Gordon D (1997), "Procollagen production in fresh and cryopreserved aortic valve grafts", J Thorac Cardiovasc Surg, 113, p 102-107 57 Lupinetti F.M, T.T., Kneebone J.M, Bove E.L (1993), "Effect of cryopreservation on the presence of endothelial cells on human valve allografts", J Thorac Cardiovasc Surg, 106, p 912-917 58 Messier Jr, R.H., et al (1994), “Dual structural and functional phenotypes of the porcine aortic valve interstitial population: characteristics of the leaflet myofibroblast”, J Surg Res, 57, pp 1-21 59 Mirabet V., et al (2008), "Long-term storage in liquid nitrogen does not affect cell viability in cardiac valve allografts", Cryobiology, 57(2), p 113-121 60 Missirlis, Y.F and C.D & Armeniades (1977), “Ultrastructure of the human aortic valve”, Acta Anat, 98, pp 199-205 61 Mitchell R.N, J.R., Schoen F.J (1995), "Structure-function correlations in cryopreserved allograft cardiac valves", Ann Thorac Surg, 60, p 108113 62 Mochtar B, V.D.K.A., Jongh EJ, Nauta J (1984), "Cell survival in canine aortic heart valves stored in nutrient medium", Cardiovasc Res, 18, p 497-501 63 Mohan R, F.X., Walter P, Herman A (1993), "Cryopreserved heart valve allografts can have a normal endothelium", J Thorac Cardiovasc Surg, 106, p 912-917 64 Muriago, M., et al (1997), “Location of the coronary arterial orifices in the normal heart”, Clin Anat, 10, pp 297-302 65 N.D., B (1978), "The observation of collagen and elastin structures in wet whole mounts of pulmonary and aortic leaflets", J Thorac Cardiovasc Surg, 75, p 121-130 66 Niwaya K, S.H., Kawachi K and Kitamura S (1995), "Effect of warm ischemia and cryopreservation on cell viability of human allograft valves", Ann Thorac Surg, 60, p 114-117 67 Niwaya, K., et al (1993), "Cell viability assessment of cold-preserved (4 degrees C) and cryopreserved (-196 degrees C) allograft valves by flowcytometric analysis", Nihon Kyobu Geka Gakkai Zasshi, 41(8), p 1335-1340 68 O'Brien MF, et al (1987), "The viable cryopreserved allograft aortic valve", J Card Surg, 2, p 153-167 69 Parker R (2010), "Banking of heart valves", Essentials of tissue banking, 1st edn, p 69-80 70 Peruzzo, A.M., F.D da Costa, and W.M Abrahao (2006), "Microbiologyc control in human heart valves", Arq Bras Cardiol, 87(6), p 778-782 71 Peskin, C.S and D.M & McQueen (1994), “Mechanical equilibrium determines the fractal fiber architecture of aortic heart valve leaflets”, Am J Physiol, 266, pp H319-H328 72 Quigley R.L, S.D., Victor T.A, Goldschmidt R.A, Salinger M.H, Arentzen C.E, Alexander J.C, Anderson R.W (1995), "Modulation of alloreactivity in transplant recipients by phenotypic manipulation of donor endothelium", J Thorac Cardiovasc Surg, 109, p 905-909 73 Quintana A.B., Coda Zabetta C.D., and Baumgartner N.O (2009), "Morphological and biochemical analysis of human cardiac valve allografts after an increment of the cryostorage temperature", Cryobiology, 59(1), p 96-101 74 Rendal Vázquez M.E., Román T.D., and Cuesta M.G (2004), "Viability and Histologic Structure of Porcine Valves After Cryopreservation", Ann Thorac Surg, 77, p 186-190 75 Rocca F.D, S.S., Guidolin D, Bertiplaglia B, Gerosa G, Casarotto D, Pauletto P (2000), "Cell composition of the human pulmonary valve : a comparative study with the aortic valve-the VESALIO project", Ann Thorac Surg, 70, p 1594-1600 76 Ross, D.N (1967), "Replacement of aortic and mitral valves with a pulmonary autograft", Lancet, 2, p 956-958 77 S, E.M (2009), “Cryopreservation of vascular tisues”, Organogenesis, 5(3), pp 97-104 78 Sauren, A.A., et al (1980), “Aortic valve histology and its relation with mechanics-preliminary report”, J Biomech, 13, pp 97-104 79 Schenke-Layland K., et al (2006), "Impact of cryopreservation on extracellular matrix structures of heart valve leaflets", Ann Thorac Surg, 81(3), p 918-926 80 Schenke-Layland K., et al (2007), "Optimized preservation of extracellular matrix in cardiac tissues: implications for long-term graft durability", Ann Thorac Surg, 83(5), p 1641-1650 81 Scott, M and I & Vesely (1995), “Aortic valve cusp microstructure: the role of elastin”, Ann Thorac.Surg, 60, pp S391-S394 82 Scott, M.J and I & Vesely (1996), “Morphology of porcine aortic valve cusp elastin”, J Heart Valve Dis, 5, pp 464-471 83 Silver, M.A and W.C & Roberts (1985), “Detailed anatomy of the normally functioning aortic valve in hearts of normal and increased weight”, Am J Cardiol, 55, pp 454-461 84 Song Y.C, Y.L., Kneebone J.M, Lupinetti F.M (1997), "Effect of cryopreservation and histocompatibility on type I procollagen gene expression in aortic valve grafts", J Thorac Cardiovasc Surg, 114, p 421- 427 85 Stradins P., et al (2004), "Comparison of biomechanical and structural properties between human aortic and pulmonary valve", Eur J Cardiothorac Surg, 26, p 634-639 86 Suh, H., et al (1999), "Viability and enzymatic activity of cryopreserved porcine heart valve", Yonsei Med J, 40(2), p 184-190 87 Thiene G, V.M (2011), "Anticalcification strategies to increase bioprosthetic valve durability", J Heart Valve Dis, 20, p 37-44 88 Tominaga T, K.T., Masuda Y, Hori T, Kano M, Yasuta O, Katoh I (2000), "Viability of cryopreserved semilunar valves an evaluation of cytosolic and mitochondrial activities", Ann Thorac Surg, 70, p 792-757 89 Underwood, M.J., et al (2000), "The aortic root: structure, function, and surgical reconstruction", Heart, 83, p 376-380 90 Van Der Kamp AWM, N.J (1979), "Fibroblast function and the maintenance of the aortic-valve matrix", Cardiovasc Res, 13, p 167-172 91 Van Der Kamp AWM, V.W., Dongen JM, Nauta J, Galjaard H (1981), "Preservation of aortic heart valves with maintenance of cell viability", J Surg Res, 30, p 47-56 92 Vesely, I (1998), “The role of elastin in aortic valve mechanics”, J.Biomech, 31, pp 115-123 93 Villalba, R., et al (2009), "Microbiological analysis of cryopreserved human heart valves after storage: a survey of banks in Spain", Cell and Tissue Banking, 10(4), p 345 94 Vollebergh, F E., A.E & Becker (1977), “Minor congenital variations of cusp size in tricuspid aortic valves Possible link with isolated aortic stenosis”, Br Heart J, 39, pp 1006-1011 95 Wain W.H, P.H., Riddell R.W, Ross D.N (1977), "A re-evaluation of antibiotic sterilization of heart valve allografts", Thorax, 32, p 740-742 96 Wassenaar C, W.E., Van Herwerden, LA, Aghai Z, Van Tricht CLJ, Bos E (1995), "Cracks in cryopreserved aortic allografts and rapid thawing", Ann Thorac Surg, 60, p 165-167 97 Waterworth P.M, L.E., Bery E.M, Pearce H.M (1974), "A critical investigation into the antibiotic sterilization of heart valve homograft", Thorax, 29, p 432-436 98 Wee LingHeng, et al (2013), "International Heart Valve Bank Survey: A Review of Processing Practices and Activity Outcomes", Journal of Transplantation, 2013, p 11 99 Weind, K.L., C.G Ellis, and D.R & Boughner (2000), “The aortic valve blood supply”, J Heart Valve Dis, 9, p 1-7 100 Weind, K.L., C.G Ellis, and D.R & Boughner (2002), “Aorticvalve cusp vessel density: relationship with tissue thickness”, J Thorac.Cardiovasc.Surg, 123, pp 333-340 101 Wolfinbarger L., B.K.G., Hopkins R.A (2005), "Application of Cryopreservation to Heart Valves", Cardiac Reconstructions with Allograft Tissue, Springer, New York 102 Yacoub, M.H., et al (1999), “The aortic outflow and root: a tale of dynamism and crosstalk”, Ann Thorac Surg, 68, pp S37-S43 103 Yacoub, M.H, Takkenberg, J.J.M., (2005), "Will heart valve tissue engineering change the world? ", Nat Clin Pract Cardiovasc Med, 2, p 60-61 104 Yacoup M, K.C (1970), "Sterilization of valve homografts by antibiotic solutions", Circulation, 41, p 29-32 105 Yankah A C., M.D.C., Ross D N., et al (1987), Cardiac Valve Allografts, Steinkopff Verlag Darmstadt Springer, New York 106 Yankah A.C, D.W., Wottge H.U, Muller-Rucholtz W, Bernhard A (1986), "Kinetics of endothelial cells preserved aortic valve allografts used for heterotopic transplantation in inbred rat strains", Yorke Medical Books, p 73-84 107 Yankah A.C, R.G., Wottge H.U, Bernhard A (1985), "Factors influencing endothelial-cell viability during procurement and preservation of valve allografts", Springer-Verlag Heidelberg, p 107-111 ... chất lượng van tim sau bảo quản, tiến hành đề tài: Nghiên cứu ứng dụng quy trình bảo quản lạnh van tim thực nghiệm với hai tiêu: Nghiên cứu ứng dụng quy trình bảo quản lạnh van tim thực nghiệm. .. mô van tim lợn sau bảo quản lạnh sâu Đây phần đề tài cấp Bộ y tế phê duyệt : Nghiên cứu xây dựng quy trình lấy, bảo quản ghép van tim đồng loại” 7 Chương TỔNG QUAN 1.1 Bảo quản lạnh sâu van tim, ... công trình tập trung nghiên cứu khả sống tế bào sau van tim bảo quản lạnh. Niwaya K nghiên cứu khả sống tế bào van tim người ghép đồng loại sau bảo quản lạnh, Gall KL nghiên cứu khả sống tế bào quy