‘telstar purple picotee’
• Tạo rễ từ mô sẹo
Trong các môi trường khảo sát sự tạo rễ từ mô sẹo thì môi trường MS½ + NAA 0,2 mg/l +15% ND (R2) có khả năng tạo rễ từ mô sẹo tốt nhất (bảng 3.8, ảnh 14). Khi đo cường độ hô hấp và hoạt tính các chất điều hòa sinh trưởng thực vật của mô sẹo trên môi trường tạo rễ R2 sau 1 tuần nuôi cấy (bảng 3.13) cho thấy hoạt tính của auxin tăng, trong khi hoạt tính của ABA giảm, hoạt tính của cytokinin và giberelin không thay đổi đáng kể, điều này cho thấy auxin có tác động chính đối với sự hình thành rễ từ mô sẹo ở nồng độ thích hợp, cường độ hô hấp của mô sẹo tăng vì trong quá trình hình thành rễ nhu cầu năng lượng và các chất cần thiết cho sự hình thành rễ tăng cao do vậy hô hấp tế bào tăng.
Ở các môi trường không bổ sung NAA và có nồng độ NAA thấp 0,1 mg/l không tạo được rễ có thể do nồng độ NAA trong môi trường nuôi cấy thấp không đủ kích thích mô sẹo biệt hóa tạo rễ, và ở các môi trường nồng độ NAA tăng lên 0,5 mg/l thì mô sẹo tạo rễ giảm có thể do nồng độ NAA 0,5 mg/l là cao làm giảm khả năng tạo rễ từ mô sẹo và khi tăng nồng độ NAA lên 1 mg/l gây độc cho tế bào làm cho mô sẹo không biệt hóa tạo rễ.
Qua thí nghiệm tạo rễ từ mô sẹo cho thấy sự tái sinh rễ từ mô sẹo tùy thuộc vào nồng độ của auxin (NAA) bổ sung vào môi trường nuôi cấy.
• Tạo rễ từ lá
Lá cây cẩm chướng in-vitro 2 tuần tuổi nuôi cấy trên các môi trường có nồng độ NAA từ 0 mg/l đến 1 mg/l (bảng 3.9, ảnh 9) đều xuất hiện rễ sau 1 tuần nuôi cấy,
riêng môi trường R0 xuất hiện rễ chậm hơn (10 ngày sau khi nuôi cấy). Khi tăng nồng độ NAA trong môi trường nuôi cấy từ 0,1 mg/l đến 0,5 mg/l thì số rễ tăng, nhưng nếu tăng nồng độ NAA lên 1 mg/l thì số rễ giảm xuống, trong các môi trường tạo rễ thì môi trường có nồng độ NAA 0,1 mg/l có chiều dài rễ dài nhất, điều này cho thấy nồng độ NAA trong môi trường nuôi cấy tác động đến sự hình thành rễ đối với mẫu cấy lá. Qua theo dõi sự hình thành rễ từ lá, thấy rằng ở vị trí chỗ vết cắt cuống lá hoặc chỗ lá bị thương là nơi rễ xuất hiện nhiều và sớm nhất, sau đó là vị trí gân lá. Quan sát giải phẫu sự hình thành rễ từ lá thấy rằng ở đầu cuống lá và gân lá ở đó có các bó mạch, và rễ xuất phát từ các tế bào libe của bó mạch, các tế bào này phân chia hình thành sơ khởi rễ, sau đó sơ khởi rễ kéo dài để hình thành rễ.
• Tạo rễ từ chồi in-vitro
Các chồi in-vitro nuôi cấy trên các môi trường có nồng độ NAA từ 0 mg/l đến 1 mg/l (bảng 3.10), đều xuất hiện rễ sau 1 tuần nuôi cấy. Khi tăng nồng độ NAA từ 0 mg/l đến 0,2 mg/l thì số rễ tăng, nhưng nếu tăng nồng độ NAA lên 0,5 mg/l đến 1 mg/l thì số rễ tạo ra giảm và trên rễ có rất nhiều lông tơ. Kết quả thí nghiệm này phù hợp với sự tạo rễ từ chồi in-vitro của cây cẩm chướng D. caryophyllus, nhưng nồng độ NAA tối ưu kích thích tạo rễ ở mỗi giống cây khác nhau tùy thuộc vào loài thực vật. Nồng độ NAA kích thích tạo rễ cao nhất của D. caryophyllus là 1 mg/l, khi tăng nồng độ NAA lên 1,5 mg/l đến 2,5 mg/l thì số rễ tạo ra giảm (Ali và cs, 2008), còn đối với cây Dianthus ‘telstar purple picotee’ nồng độ NAA kích thích tạo rễ nhiều nhất từ chồi in-vitro là 0,2 mg/l NAA.
Như vậy sự trong sự phát sinh hình thái chồi, rễ, sự tạo mô sẹo vai trò của các chất điều hòa sinh trưởng thực vật rất quan trọng, đặc biệt là vai trò của auxin và cytokinin. Sử dụng auxin, cytokinin riêng rẽ hay phối hợp giữa auxin và cytokinin trong môi trường nuôi cấy sẽ quyết định sự phát sinh hình thái của mẫu cấy, ngoài ra sự phát sinh hình thái còn phụ thuộc vào nguồn gốc của mẫu cấy.
Cây cẩm chướng Dianthus ‘telstar purple picotee’ có thể nhân giống in-vitro
Hột
Cây in-vitro
Hình 3: Sơ đồ nhân giống in-vitro cây cẩm chướng Dianthus ‘telstar purple picotee’ Khử trùng
Javel 25%, 5 phút
- Khúc cắt thân mang chồi ngủ - Khúc cắt thân mang chồi đỉnh Lá
Môi trường tạo cụm chồi MS½ + NAA 0,1 mg/l + BA 1 mg/l +15% ND
Cụm chồi
Cây con
Môi trường tạo rễ
MS½ + NAA 0,2 mg/l +15% ND Môi trường tạo mô sẹo
MS½ + NAA 0,1 mg/l + BA 2 mg/l +15% ND
Mô sẹo
Cụm chồi
Môi trường tái sinh chồi MS½ + BA1,5 mg/l
+15% ND
CHƯƠNG 4: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ NGHỊ 4.1. KẾT LUẬN
Qua kết quả khảo cứu về sự tạo mô sẹo, tạo chồi, tạo rễ trên các môi trường khác nhau nhận thấy rằng.
• Môi trường MS½ + NAA 0,1 mg/l + BA 2 mg/l +15% nước dừa thích hợp nhất cho sự tạo mô sẹo từ lá.
• Môi trường MS½ + BA 1,5 mg/l +15% nước dừa thích hợp nhất cho sự tái sinh chồi từ mô sẹo (12,7 chồi/mẫu) và môi trường MS½ + NAA 0,1 mg/l + BA 1 mg/l +15% nước dừa thích hợp nhất cho sự tạo chồi từ khúc cắt thân mang chồi ngủ (5,52 chồi/mẫu) và khúc cắt thân mang chồi đỉnh (11,36 chồi/mẫu) sau 4 tuần nuôi cấy, tạo được nhiều chồi tăng trưởng tốt.
• Môi trường MS½ + NAA 0,2 mg/l thích hợp nhất cho sự tạo rễ từ mô sẹo (5,23 rễ/mẫu) và tạo rễ từ chồi in-vitro (5,86 rễ/mẫu), và môi trường MS½ + NAA 0,5 mg/l tạo được nhiều rễ nhất từ lá (17,00 rễ/mẫu) sau 2 tuần nuôi cấy.
4.2. ĐỀ NGHỊ
Trong tương lai, nếu có điều kiện, chúng tôi sẽ khảo sát điều kiện trồng của cây cẩm chướng Dianthus ‘telstar purple picotee’ in-vitro ngoài vườn ươm để cây sinh trưởng tốt và cho nhiều hoa.
CÁC TÀI LIỆU THAM KHẢO Tài liệu tiếng việt
1. Nguyễn Thị Lý Anh, Lê Hải Hà, Vũ Hoàng Hiệp (2005), “Ảnh hưởng của xử lý ethylmethane sulphonate in- vitro đối với cây cẩm chướng”, Tạp chí Khoa học và Phát triển 2009, Trường ĐH Nông nghiệp Hà Nội, 7(2), pp. 130-136.
2. Phạm Hoàng Hộ (1972), Sinh học thực vật. NXB Trung tâm học liệu.
3. Nguyễn Thị Ngọc Hương (2009), Tìm hiểu sự phát sinh hình thái chồi và rễ
trong nuôi cấy in-vitro cây nhàu (Morinda citriforlia L.), Luận văn thạc sĩ sinh học, Trường đại học Khoa học Tự nhiên.
4. Trần Thanh Hương, Bùi Trang Việt, Feng Teng-Yung (2009), “Vai trò của các chất điều hòa tăng trưởng thực vật trong sự hình thành rễ bất định từ các khúc cắt mang chồi ở một vài giống chuối”, Tạp chí phát triển KH&CN, Tập 12, số 09-2009
5. Võ Thị Bạch Mai (2004), Sự phát triển chồi và rễ, NXB Đại học Quốc Gia Tp.
HCM.
6. Trịnh Ngọc Nam (2007), Công nghệ sinh học thực vật, Trường đại học Công nghiệp Tp. HCM.
7. Mai Trần Ngọc Tiếng (2001), Thực vật cấp cao, NXB Đại học Quốc Gia Tp. HCM.
8. Mai Trần Ngọc Tiếng, Nguyễn Thị Ngọc Lang, Đặng Vĩnh Thanh, Nguyễn Du Sanh, Bùi Trang Việt (1980), “Kích thích tố giâm cành. Phần II: cơ chế tạo rễ bất định”, Thông báo khoa học, ĐH Tổng hợpTp. HCM, số 4, pp.85-92.
9. Bùi Trang Việt (1998), Sinh lý thực vật đại cương,Phần 3: Phát triển, NXB Đại học Quốc Gia Tp. HCM.
10.Bùi Trang Việt (2000), Sinh lý thực vật đại cương,Phần 2: Phát triển, NXB Đại học Quốc Gia Tp. HCM.
11.Bùi Trang Việt (2002), Sinh lý thực vật đại cương, Phần 1: Dinh dưỡng, NXB Đại học Quốc Gia Tp. HCM.
12.Bùi Văng Thế Vinh, Chu Thị Bích Phượng, Đỗ Đăng Giáp, Thái Xuân Du, Dương Tấn Nhật (2011), “ Tái sinh chồi trực tiếp từ mẫu cấy lá cây dầu mè ‘Jatropha curcas L.’”, Tạp chí Công nghệ Sinh học, 9 (1), pp.1-7.
13.Vũ Văn Vụ, Vũ Thanh Tâm, Hoàng Minh Tấn (2003), Sinh lý học thực vật. NXB Giáo Dục.
14.Vụ Văn Vụ (1999), Sinh lý thực vật ứng dụng, NXB Giáo Dục.
Tài liệu tiếng nước ngoài
15.Abdellatrf E. and Khalaphallah M. M. (2008), “Influence of growth regulaters on callus induction from hypocotyls of medium staple cotton (Gossypyum hirsutum L.) cultivarbarac B-67”, J.Soil.Nature, 2(1), pp.17-22.
16.Ali A. , Afrasiab H., Naz S., Rauf M. and Iqbal J. (2008), “An efficient protocol for in vitro propagation of carnation (Dianthus caryophyllus)”. Pak. J. Bot., 40(1): 111-121.
17.Bohidar s., Thirunavoukkarasu M., Rao T. (2004), “Effect of plant growth regulators on in vitro micropropagation of ‘Garden Rue’ (Ruta graveolens L.)”,
International Journal of Integrative Biology, 3 (1), 36.
18.Can E., Çeliktas N., Hatipoglu R. (2008), “Effect of auxin type and concentrations in different media on the callus induction and shoot formation of crested wheatgrass (Agropyron cristatum (L.) Gaertn)”, Biotechnol. & Biotechnol. eq. 22/2008/3, pp. 782-786.
19.Cristea V., Brummer A., Jarda A., Miclăuş M. (2010), “In vitro culture initiation and phytohormonal influence on Dianthus henteri – a Romanian endemic species”, Romanian Biotechnological Letters, 15(1).
20.Danial G H., Yousif A N. and Omar M S. (2009), “Clonal propagation of
Dianthus Caryophyllus L. through tissues culture”, The 2nd Kurdistan
Conference on Biological Sciences, 12(1), pp 91-95.
21.Dielen, Lecouvet V., Dupont V., Kinet S. J. M. (2001), “In vitro control of floral transition in tomato (Lycopersition esculetum), the model for
autonomously flowering plants, using the late flowering uniflora mutant”, J Exp Bot, 52, pp. 715-723.
22.George E. F. (2008), Plant propagation by Tissue Culture, 3rd edition, vol. 1. the Background, Springer.
23.Gopitha K., Bhavani A.L., and Senthilamnickam J. (2010), “Effect of the different auxins and cytokinins in callus induction, shoot, root regeneration in sugarcane”, International Journal of Pharma and Bio Sciences, 1(3).
24.Fleet C.M và Sun T. (2005), “A DELLAcate balance: the role of gibberellin in plant morphogenesis”, Current Opinion in Plant Biology, 8, pp.77–85.
25.Karami O. (2008), “Induction of Embryogenic Callus and Plant Regeneration in Carnation (Dianthus caryophyllus L.)”, OnLine Journal of Biological Sciences,
8 (4): pp.68-72.
26.Lewis D. R., Negi S., Sukumar P., Muday G. K. (2011), “Ethylene inhibits lateral root development, increases IAA transport and expression of PIN3 and PIN7 auxin efflux carriers”, Development, 138 (16), pp. 3458-3495.
27.Li H. Q., Gou J., Huang Y. W., Yliang C., Liu Z. H., Potrykus I., Kaelas P. J. (1998), “Regeneration of casava plant via shoot organogenesis”, Plant cell reports, 17, pp. 410-414.
28.Machakova I., Zazimalova E., George E. F. (2008), “Plant Growth regulators I: introduction; auxin, their Analogues and Inhibitors”, Plant propagation by Tissue Culture, 3rd edition, vol. 1. the Background, pp.175-205.
29.Mahmood M., Normi R. và Subramaniam S. (2010), “Optimization of suitable auxin application in a recalcitrant woody forest plant of Eurycoma longifolia (Tongkat Ali) for callus induction”, African Journal of Biotechnology, 9(49), pp. 8417-8428.
30.Megre D., Kondratovics U., Dokane K. (2007), “Simultanous graft union and advantitious root formation during vegetative propagation in elepidote rhododendrons”, Acta universitalis latviensis, 723, pp. 155-162.
31.Moshkov I. E., Novikova G. V., Hall M. A. và George E. F. (2008), “Plant growth regulators III: gibberellins, ethylene, abscisic acid, their analogues and inhibitors; miscellaneous compounds ”, Plant propagation by Tissue Culture, 3rd edition, vol. 1. the Background, pp.227-283.
32.Molnar Z., Virag E., Ordog V. (2011), “Natural substances in tissue culture media of higher plants”, Acta Biologica Szegediensis 55 (1), pp. 123-127.
33.Negi S., Sukumar P., Liu X., Cohen J. D., and Muday G. K. (2010), “Genetic dissection of the role of ethylene in regulating auxin-dependent lateral and advention root information in tomato”, The plant journal, 61, pp. 3-15.
34.Pareek A., Kantia A., Kothari S. L. (2004), “In vitro cloning of ornamental species of Dianthus”, Indian Journal of Biotechnology, 3, pp. 263-266.
35.Robert H. S. và Friml J. (2009), “Auxin and other signals on the move in plants”, Nature Chemical Biology, 5, pp.325-332.
36.Rout G. R. (2004), “Effect of cytokinins and auxins on micropropagation of
Clitoria ternatea L.”, Boil.lett, 41 (1), pp. 21-26.
37.Rubluo A. và Barroso M. L. (1992), “In vitro morphogenetic responses and cytokinin – auxin interaction for callus production in pepper”, Anales inst. Biol. Univ.Nac. Auton. Maxico. Ser.Bot., 63 (2), pp. 195-201.
38.Staden J. V., Zazimalova E. và George E. F. (2008), “Plant growth regulators II: cytokinins, their analogues and antagonists”, Plant propagation by Tissue Culture, 3rd edition, vol. 1. the Background, pp.205-226.
39.Taiz L. và Zeiger E. (1991), Plant physiology. 3rd edition, Sinauer Associates. 40.Wang, D.Y., Wergin W.P., and Zimmerman H. (1984), “Somntic
embryogenesis and plant regeneration from immature embryos of strawberry”,
HortSience, 19, pp. 71-72.
41.Welander M. and Snygg J. O. (1986), “Effect of Applied and Endogenous Auxin on Callus and Root Formation of In Vitro Shoots of the Apple”, The Swedish University of Agricultural Sciences, Department of Horticultural Science, Sweden.