Nhận xét:
Sự tạo ảnh trong SEM là kết quả từ sự tương tác của chùm electron với
nguyên tử tại bề mặt của mẫu. Khi điện tử tương tác với bề mặt mẫu vật, sẽ có các
qua việc phân tích các bức xạ này.Do đó, ảnh tạo thành phụ thuộc vào năng lượng chùm electron tương tác với mẫu, số nguyên tử của mẫu và độ dày của mẫu.
Thông qua kết quả chụp SEM ở hình 3.8, 3.9, 3.10 cũng chỉ ra sự khác biệt về cấu trúc bề mặt màng phủ ở mỗi nồng độ. Ở nồng độ 0,2% cho thấy màng không phẳng, có nhiều vết loang lỗ trên bề mặt. Ở nồng độ 0,4% cho thấy cấu trúc màng tốt hơn so với lớp màng ở nồng độ 0,2%, tuy nhiên lớp màng lại không đồng nhất, tạo nên các rảnh nhỏ trên bề mặt màng. Ở nồng độ 0,6% cấu trúc bề mặt màng tốt hơn rất nhiều, màng đồng nhất, không loang lỗ nhiều, bề mặt màng khá phẳng.Độ nhớt dung dịch càng cao thì gradient vận tốc (hay vận tốc trượt) của dung dịch càng thấp. Do đó, ở nồng độ 0,6% độ nhớt dung dịch cao nên có khả năng phủ lên bề mặt lam kính tốt hơn, đồng đều hơn, lớp màng phủ liên tục, ít loang lỗ hơn. Còn ở nồng độ 0,2% và 0,4% thì khi phủ lên lam kính thường loang, không tạo thành lớp màng đồng nhất mà tụ lại ở một số điểm; chính vì vậy màng tạo ra ở nồng độ 0,6% có cấu trúc màng tốt nhất.
Kết luận: Dựa vào phương pháp chụp SEM và phương pháp xử lý ANOVA thì nhúng màng ở nồng độ 0,6% - 4 lớp là tối ưu nhất để tạo màng alginate kích thước nano.
3.3 Kết quả khảo sát nồng độ canxi lactate tạo màng nano
Sau khi tiến hành thí nghiệm 3 (mục 2.3.3), ta thu được các kết quả như sau:
Bảng 3.7Kết quả khảo sát nồng độ Canxi lactate ảnh hưởng tới độ dày màng
Nồng độ (%) Độ dày (nm)
1,0 152,000 ± 17,578a
1,5 121,333 ± 16,623b
2,0 75,867 ± 3,325c
2,5 113,667 ± 10,786b
180152,000 ± 17,578 160 121,333 140± 16,623 113,667± 10,786 120 10075,867 ± 3,325 80 60 40 20 0 1,01,52,02,5 Nồng độ (%)
Hình 3.11Biểu đồ biểu diễn ảnh hưởng của nồng độ canxi lactate đến độ dày màng
Hình 3.12Cấu trúc bề mặt màng alginate nồng độ 0,6% - canxi lactate 1,0% - 4 lớp
Đ
ộ
dà
Hình 3.13Cấu trúc bề mặt màng alginate nồng độ 0,6% - canxi lactate 1,5% - 4 lớp
Hình 3.15Cấu trúc bề mặt màng alginate nồng độ 0,6% - canxi lactate 2,5% - 4 lớp
Hình 3.16Độ dày màng Alginate 0,6% - 4 lớp – nồng độ canxi lactate 2,0%
Nhận xét:
Theo Alleut (1963), ion Ca2+ là ion tạo gel với alginate cho hiệu quả tốt nhất. Phản ứng xảy ra là sự liên kết giữa ion Ca2+ với phân tử guluronic, ion Ca2+ gắn kết
trong khoảng trống của hai phân tử guluronic trong chuỗi của alginate, phần không liên kết là acid mannuronic kết quả là tạo thành cấu trúc dạng “Box-egg”.
Dựa vào bảng 3.7 và hình 3.11, kết quả cho thấy có sự chênh lệch về độ dày màng ở các nồng độ canxi lactate khác nhau. Độ dày màng giảm dần từ nồng độ 1,0% đến nồng độ 2,0%, nhưng sau đó lại tăng ở nồng độ 2,5%. Ở nồng độ 1,0% độ dày màng là 152,000 ± 17,578; canxi lactate ở nồng độ 1,5% thì độ dày lớp màng là 121,333 ± 16,623; ở nồng độ 2,0% độ dày màng là 75,867 ± 3,325 và khi ở nồng độ 2,5% thì độ dày lớp màng là 113,667 ± 10,786. Qua kết quả trên, người thực hiện đề tài thấy rằng độ dày lớp màng ở các nồng độ canxi lactate từ 1,0% đến 2,5% có sự chênh lệch đáng kể. Ở các nồng độ 1,0%; 1,5%; 2,0%; 2,5% thể hiện sự khác biệt có ý nghĩa thống kê ở độ tin cậy 95%. Dựa vào kết quả SEM ở các hình 3.12, 3.13, 3.14, 3.15 ta cũng nhận thấy sự khác biệt ở cấu trúc bề mặt màng ở các nồng độ canxi lactate khác nhau. Ở các nồng độ 1,0%; 1,5% và 2,5% cấu trúc bề màng loang lỗ rất nhiều, màng không phẳng, lồi lõm. Màng ở nồng độ 2,0% thì có cấu trúc tương đối tốt hơn so với ba nồng độ còn lại, màng phẳng, ít loang lỗ hơn. Nguyên nhân của sự khác biệt này có thể là do mật độ ion Ca2+ có mặt trong sự liên kết tạo gel với alginate. Nồng độ Ca2+ càng cao thì khả năng liên kết với alginate càng tốt.
Kết luận: Dựa vào phương pháp chụp SEM và phương pháp xử lý ANOVA thì màng nhúng vào dung dịch alginate 0,6% - Canxi lactate 2,0% - 4 lớp là các thông số tối ưu để tạo màng alginate kích thước nano.
CHƯƠNG 4 KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ
4.1 Kết luận
Bước đầu tạo được màng nano alginate theo phương pháp nhúng. Màng được tạo thành nhờ liên kết ngang giữa ion dương canxi trong dung dịch canxi lactate với ion âm trong dung dịch alginate tạo nên màng liên kết chặt chẽ, kích thước mỗi lớp màng nằm trong khoảng vài chục nanomet. (adsbygoogle = window.adsbygoogle || []).push({});
Màng nano alginate được tạo thành ở các thông số:
Nồng độ Alginate: 0,6%
Nồng độ Canxi lactate: 2,0%
Số lớp: 4 lớp
Độ dày màng: 75,867 ± 3,325 (nm)
4.2 Kiến nghị
Mặc dù đã cố gắng trong quá trình thực hiện đề tài, song dogiới hạn về thời gian, điều kiện trang thiết bị cũng như điều kiện kinh tế nên đề tài vẫn còn nhiều hạn chế và thiếu sót. Đề tài chỉ dừng lại ở bước đầu tạo nên màng Alginate ở kích thước nano, người thực hiện đề tài xin đề xuất một số ý kiến:
Tối ưu quy trình để tạo màng có độ dày đồng đều, bề mặt đồng nhất
Xác định các tính chất của màng
Nghiên cứu các yếu tố ảnh hưởng đến hình thái màng
TÀI LIỆU THAM KHẢO
[1] Trần Hùng (2004), Bài giảng dược liệu học, trang 38-39, 86-87, 144-145.
[2] Trần Lê Bảo Hà (2004), Thiết kế đánh giá màng màng gelatin-alginate trong điều trị tổn thương bỏng, Luận văn thạc sĩ, Trường Đại học Khoa học tự nhiên TP. HCM.
[3] Arnauld JP, Laroix C, Choplin L (1992), Effect of agitation rate on cell release raye and metabolism during continues fermentation with entrapped growing Lactobacillus casei subsp. casei, Biotech Tech, 261-265.
[4] Bruening, M.; Dotzauer, D. (2009), Polymer films, Nat Mater, 8, 449 – 450. [5] Céline Sartori, Dudley S. Finch, Brian Ralph, Keith Gilding (1997),
Determination of the cation content of alginate thin films by FTIR spectroscopy, Polymer, 38, 43-51.
[6] Chiarelli, P. A.; Joha l, M. S.; Casso n, J. L.; et al. (2001),Fabrication of highly ordered multilayer films using a spin self-assembly method, Adv. Mater, 13, 1167. [7] Chiarelli, P. A.; Johal, M. S.; Holmes, D. J.; et al (2002), Polyelectrolyte spin- assembly, Langmuir, 18, 168 – 173.
[8] D. Lourdin, H. Bizot, P. Colona (2001),“Antiplasticization” in Starch – Glycerol Films, Journal of Applied Polymer Science, 63, 1047-1053.
[9] Dubas, S. T.; Schlenoff, J. B.(1999), Factor controlling the growth ò polyelectolyte multilayers, Macromolecules, 32, 8153– 8160.
[10] Felix, O.; Zheng, Z. Q.; Cousin, F.; Decher, G (2009), Are sprayed LbL-films stratified? A first assessment of the nanostructure of spray-assembled multilayers by neutron reflectometry,C. R. Chim., 12, 225 – 234.
[11] George M, Abraham TE, 2006, Polyionic hydrocolloids for the intestinaldelivery of protein drugs,J Control Release;114:1–14.
[12] Hay ID, Rehman ZU, Ghafoor A, Rehm BHA, 2010, Bacterial biosynthesis of alginates, J Chem Technol Biotechnol, 85:752–9.
[13] Henriette M.C. Azeredo, Kelvi W.E. Miranda, Hálisson L. Ribeiro, Morsyleide F. Rosa, Diego M. Nascimento (2012),Nanoreinforced alginate–acerola puree coatings on acerola fruits, Journal of Food Engineering, 505-510.
[14] Izquierdo, A.; Ono, S. S.; Voege l, J. C.; et al. (2005),Dipping versus spraying: exploring the deposition conditions for speeding up layer-by-layer assembly,
Langmuir, 21, 7558 – 7567.
[15] Jankowski T, Zielinska M (1997), Encapsulation of lactic and bacteria with alginate/starch capsules, Biotechnol Technol, 31-34.
[16]Kharlampieva, E.; Kozlovsk aya, V.; Chan, J.; et al (2009), Spin-assisted layer- by-layer assembly: variation of stratification as studied with neutron reflectivity,
Langmuir, 25, 14017 – 14024.
[17] Kolasinska, M.; Krastev, R.; Gutberlet, T.; Warszyns ki, P. (2009), layer-by- layer deposition of polyelectrolytes. Dipping versus spraying, Langmuir, 25, 1224 – 1232.
[18] Krogman, K. C.; Lyon, K. F.; Hammond, P. T. J. (2008), Metal Ion Reactive Thin Films Using Spray Electrostatic LbL Assembly, Journal of Physical Chemistry B, 112, 14453 – 14460. (adsbygoogle = window.adsbygoogle || []).push({});
[19]Krogman, K. C.; Zacharia, N. S.; Schroede r, S.; Hammond, P. T. (2007),Automated process for improved uniformity and versatility of layer-by-layer deposition, Langmuir, 23, 3137 – 3141.
[20] Ladhari, N.; Hemmerle, J.; Ringwald, C.; et al (2008), Stratified PEI-(PSS- PDADMAC)20-PSS-(PDADMAC-TiO2)n multilayer films produced by spray deposition, Colloids and Surfaces A: Physicochem. Eng. Aspects, 322, 142 – 147.
[21] Linman, M. J.; Culver, S. P.; Cheng, Q. (2009), Fabrication of fracture-free nanoglassified substrates by layer-by-layer deposition with a paint gun technique for real-time monitoring of protein-lipid interactions, Langmuir, 25, 3075 – 3082. [22]Lu, C. H.; Donch, I.; Nolte, M.; Fery, A. (2006),Au nanoparticle-based multilayer ultrathin films with covalently linked nanostructures: Spraying layer-by- layer assembly and mechanical property characterization, Chemistry of Materials, 18, 6204 – 6210.
[23] Maria G. Carneiro-da-Cunha, et al. (2010),Physical and thermal properties of a chitosan/alginate nanolayered PET film, Carbohydrate Polymer, 153-159.
[24] Matthew D. Cathell,Caroline L.Schauer (2006),Structurallycolored thin films of Ca2+-cross-linked alginate, Biomacromolecules, 8, 33-41.
[25] Mehdi Alboofetileha, Masoud Rezaei, Hedayat Hosseini, Mehdi Abdollahia (2013), Antimicrobial activity of alginate/clay nanocomposite films enriched with essential oils against three common foodborne pathogens, Food Control, 1-7.
[26] Merrill, M. H.; Sun, C. T. (2009),Fast, simple and eficent asembly ò nanolayered materials and devices, Nanotechnology, 20, 756 011 – 756067.
[27] Mjahed, H.; Voegel, J. C.; Senger, B.; et al. (2009), Hole formation induced by ionic strength increase in exponentially growing multilayer films, Soft Matter, 5, 2269 – 2276.
[28] MP Filippov,R Kohn (1974), Determination of composition of alginates by infrared spectroscopic method, Chem zvesti, 28, 817-819.
[29] Romain Valentin, Raluca Horga, Barbara Bonelli, Edoardo Garrone, Francesco Di Renzo, Françoise Quignard (2005), Acidity of alginate aerogels studied by FTIR spectroscopy of probe molecules, Macromolecular Symposia, 230, 71-77.
[30] Schlenoff, J. B.; Dubas, S. T.; Farhat, T. (2000), Sprayed polyelectrolyte multilayers, Langmuir, 16, 9968 – 9969.
[31] Sergios K Papageorgiou, Evangelos P Kouvelos, Evangelos P Favvas, Andreas A Sapalidis, George E Romanos, Fotios K Katsaros (2010), Metal– carboxylate interactions in metal–alginate complexes studied with FTIR spectroscopy, Carbohydrate Research, 345, 469-473.
[32] Silva, H. S.; Miranda, P. B. J. Phys (2009),Nonlinear vibrational spectroscopy of interfaces: applications to electrocatalysis and Layer-by-Layer polymer films, Chem. B, 113, 100 68– 10071.
[33] Silva, H. S.; Uehara, T. M.; Bergarnaski, K.; Miranda, P. B. J (2008),
Nanosci,Nanotechnol, 3399 – 3405.
[34] Smidsrod O(1990), Skjak-Bræk G. Alginate as immobilization matrix forcells,Trend Biotechnol;8:71–8.
[35] Suzuki, Y.; Pichon, B. P.; D’Elia, D.; et al (2009), Preparation and Microstructure of Titanate Nanowire Thin Films by Spray Layer-by-Layer Assembly Method, J. Ceram. Soc. Jpn., 117,381–384.
[36] The D. Phan, F. Debeaufort, D. Luu, A. Voilley (2005), Functional Properties of Edible Agar – Based and Starch – Based films for Food Quality Preservation, Journal of Agricultural, 973-981.
[37] Tianjia Jiang, Lifang Feng, Yanbo Wang (2013),Effect of alginate/nano-Ag coating on microbial and physicochemical characteristics of shiitake mushroom (Lentinus edodes) during cold storage, Food Chemistry, 954-960.
[38] Vibeke K. Haugaard, Anna – Marie Udsen, Grith Mortense, Lars Hoegh, Karina Petersen, Frank Monahan (2001), Potential Food application of biobased materials, Starch/ Starke; 189 – 200.
[39] Vozar, S.; Poh, Y. C.; Serbowicz, T.; et al (2009), Automated spin-asisted layer-by-layer asembly of nanocomposites, Rev. Sci. Instrum, 80, 239031 – 239035. [40] Walheim, S.; Boltau, M.; Mlynek, J.; et al (1997), Structure formation via
[41] Y. P. Chang, A. Abd Karim, C. C. Seow (2006),Interactive plasticizing – antiplasticizing efects of water and glycerol on the tensile properties of tapioca starch films, Food Hydrocolloids, 1 – 8.
[42]http://www.kimica.ip/eng-Manufacturing-P6.htm
[43] http://luanvan.co/luan-van/de-tai-nghien-cuu-ung-dung-cong-nghe-nano-trong- cong-nghiep-thuc-pham-46411/
[44] http://www.hoahocngaynay.com/vi/hoa-hoc-va-doi-song/hoa-thuc-pham/414- ung-dung-cong-nghe-nano-trong-thuc-pham.html
PHỤ LỤC
Phụ lục 1: Thiết bị đo phổ hồng ngoại FT – IR
Nguyên lý hoạt động
Phổ kế hồng ngoại thông dụng hiện nay là loại tự ghi, hoạt động theo nguyên tắc như sau: Chùm tia hồng ngoại phát ra từ nguồn được tách ra hai phần, một đi qua mẫu (2) và một đi qua môi trường đo (dung môi) (2’) rồi được bộ tạo đơn sắc (3) tách thành từng bức xạ có tần số khác nhau và chuyển đến detector (4). Detector sẽ so sánh cường độ hai chùm tia và chuyển thành tín hiệu điện có cường độ tỉ lệ với phần bức xạ đã bị hấp thu bởi mẫu. Dòng điện này có cường độ rất nhỏ nên phải nhờ bộ khuếch đại (5) tăng lên nhiều lần trước khi chuyển sang bộ phận tự ghi (6) vẽ lên bản phổ hoặc đưa vào máy tính xử lý số liệu rồi in ra phổ.
Hình 1.1 Sơ đồ nguyên lý máy phổ hồng ngoại hai chùm tia (adsbygoogle = window.adsbygoogle || []).push({});
Các máy phổ hồng ngoại thế hệ mới được chế tạo theo kiểu biến đổi Fourier (Fourier Transformation Infrared Spectrometer-FTIR Spectrometer). Trong các máy này, người ta dùng bộ giao thoa (giao thiết kế) Michelson thay cho bộ tạo đơn sắc.
Hình 1.2 Cấu tạo giao thoa kế Michelson
Giao thoa kế Michelson là thiết bị tách chùm bức xạ thành hai thành phần có cường độ bằng nhau rồi sau đó kết hợp trở lại thành bức xạ có cường độ thay đổi theo thời gian. Sự thay đổi cường độ bức xạ này là do quãng đường đi của hai bức xạ bị tách ra không giống nhau. Giá trị I(t) là hàm của hiệu số hai quãng đường đi nói trên. Giao thoa kế gồm một gương cố định M1, gương di động M2 (có thể di chuyển tịnh tiến trên một đường thẳng nằm ngang) đặt vuông góc nhau và bộ phận chia chùm sáng S. Chùm bức xạ từ nguồn đi qua bộ phận tách S chia thành hai chùm bức xạ vuông góc, một chùm đi đến gương cố định Mı còn một chùm đi đến gương cố định M2. Khi gặp gương chúng phản xạ trở lại bộ phận tách S. Đến đây mỗi chùm lại chia thành đôi, một nửa đi về nguồn còn một nửa đi qua mẫu đo đến detector. Như vậy, chùm bức xạ đến mẫu đo gồm hai bức xạ nhập lại có thời gian trễ khác nhau nên cường độ bức xạ thay đổi theo thời gian, phụ thuộc vào quãng đường d của bức xạ đến gương di động M2.
Detector sẽ ghi nhận sự biến đổi cường độ bức xạ theo quãng đường d rồi chuyển thành tín hiệu điện. Tín hiệu đầu tiên thu được dưới dạng hàm của điện thế V theo quãng đường V=f(d), được máy tính dùng phép biến đổi Fourier chuyển thành hàm của cường độ I theo nghịch đảo của quãng đường d ( tức d-1 hay số sóng v): V = f(d)→I = f(v)
Phụ lục 2: Xác định độ dày và cấu trúc bề mặt màng bằng kính hiển vi quét điện tử SEM
Kính hiển vi điện tử quét (tiếng Anh: Scanning Electron Microscope, thường viết tắt là SEM), là một loại kính hiển vi điện tử có thể tạo ra ảnh với độ phân giải cao của bề mặt mẫu vật bằng cách sử dụng một chùm điện tử (chùm các electron) hẹp quét trên bề mặt mẫu. Việc tạo ảnh của mẫu vật được thực hiện thông qua việc ghi nhận và phân tích các bức xạ phát ra từ tương tác của chùm điện tử với bề mặt mẫu vật.
Nguyên lý hoạt động và sự tạo ảnh trong SEM
Việc phát các chùm điện tử trong SEM cũng giống như việc tạo ra chùm điện tử trong kính hiển vi điện tử truyền qua, tức là điện tử được phát ra từ súng phóng điện tử (có thể là phát xạ nhiệt, hay phát xạ trường...), sau đó được tăng tốc. Tuy nhiên, thế tăng tốc của SEM thường chỉ từ 10 kV đến 50 kV vì sự hạn chế của thấu kính từ, việc hội tụ các chùm điện tử có bước sóng quá nhỏ vào một điểm kích thước nhỏ sẽ rất khó khăn.Điện tử được phát ra, tăng tốc và hội tụ thành một chùm điện tử hẹp (cỡ vài trăm Angstrong đến vài nanomet) nhờ hệ thống thấu kính từ, sau đó quét trên bề mặt mẫu nhờ các cuộn quét tĩnh điện.Độ phân giải của SEM được xác định từ kích thước chùm điện tử hội tụ, mà kích thước của chùm điện tử này bị hạn chế bởi quang sai.Ngoài ra, độ phân giải của SEM còn phụ thuộc vào tương tác giữa vật liệu tại bề mặt mẫu vật và điện tử.Khi điện tử tương tác với bề mặt mẫu vật, sẽ có các bức xạ phát ra, sự tạo ảnh trong SEM và các phép phân tích được thực hiện thông qua việc phân tích các bức xạ này. Các bức xạ chủ yếu gồm:
Điện tử thứ cấp (Secondary electrons): Đây là chế độ ghi ảnh thông dụng nhất của kính hiển vi điện tử quét, chùm điện tử thứ cấp có năng lượng thấp (thường nhỏ hơn 50 eV) được ghi nhận bằng ống nhân quang nhấp nháy. Vì chúng có năng lượng thấp nên chủ yếu là các điện tử phát ra từ bề mặt mẫu với độ sâu chỉ vài nanomet, do vậy chúng tạo ra ảnh hai chiều của bề mặt mẫu.
Điện tử tán xạ ngược (Backscattered electrons): Điện tử tán xạ ngược là chùm điện tử ban đầu khi tương tác với bề mặt mẫu bị bật ngược trở lại, do đó chúng thường có năng lượng cao. Sự tán xạ này phụ thuộc rất nhiều vào thành phần hóa học ở bề mặt mẫu, do đó ảnh điện tử tán xạ ngược rất hữu ích cho phân tích về độ tương phản thành phần hóa học. Ngoài ra, điện tử tán xạ ngược có thể dùng để ghi nhận ảnh nhiễu xạ điện tử tán xạ ngược, giúp cho việc phân tích cấu trúc tinh thể (chế độ phân cực điện tử). Ngoài ra, điện tử tán xạ ngược phụ thuộc vào các liên kết điện tại bề mặt mẫu nên có thể đem lại thông tin về các đômen sắt điện.
Hình 2.1 Sơ đồ khối kính hiển vi điện tử quét
Chuẩn bị mẫu