dịch ruột sau 12 ngày lưu trữ của hạt bao gói
Khả năng sống sót của S.boularddi khi ngâm trong môi trường giả lập dạ dày sau 12 ngày lưu trữ được thể hiện ở Hình 3.7. Kết quả cho thấy mật độ tế bào sau khi lưu trữ 12 ngày và ngâm trong dịch dạ dày giả lập (120 phút) ở cả 2 điều kiện nhiệt độ lưu trữ 50C và 300C đều thấp hơn so với mẫu lúc đầu (ngày thứ 0), mẫu lưu trữ ở nhiệt độ 50C có mật độ tế bào cao hơn ở nhiệt độ 300C, các mẫu được bao gói có mật độ tế bào giảm ít hơn với mẫu không được bao gói. Trong các mẫu bao gói thì mẫu T có mật độ tế bào cao nhất, tuy nhiên mẫu S có mức độ giảm mật độ tế bào thấp nhất khi ngâm trong dịch dạ dày, cụ thể là ở mẫu T vào ngày thứ 0 thì mật độ tế bào là 7.06 log CFU/g hạt khi ngâm trong môi trường dạ dày trong khi mẫu S là 6.37 log CFU/g hạt , sau 12 ngày lưu trữ và ngâm trong dịch dạ dày thì mật độ tế bào mẫu T giảm 1.14 log CFU/g hạt (lưu trữ ở 50C), 1.33 log CFU/g hạt (lưu trữ ở 300C) so với khi ngâm trong dịch dạ dày vào ngày thứ 0, còn mẫu S thì giảm 0.98 log CFU/g (lưu trữ ở 50C), 1.21 log CFU/g (lưu trữ ở 300C). Trong khi đó mẫu ĐC có mật độ tế bào giảm đáng kể sau 12 ngày lưu trữ và ngâm trong dịch dạ dày cụ thể sau 12 ngày lưu trữ và ngâm trong dịch dạ dày thì mật độ tế bào giảm 2.18 log CFU/g hạt (lưu trữ ở 50C), 2.34 log CFU/g (lưu trữ ở 300C) so với khi ngâm trong dịch dạ dày vào ngày thứ 0. Chúng tôi cho rằng do quá trình sấy đối lưu trong thời gian dài làm tế bào bị sốc nhiệt, mất nước dẫn đến tế bào chết nhiều nên mẫu S có mật độ tế bào ban đầu thấp hơn mẫu T. Tuy nhiên sau 12 ngày lưu trữ và dưới tác động của các yếu tố như ánh sáng, nhiệt độ, hoạt độ nước làm cho kết cấu của gel alginate và maltodextrin trở nên yếu, lượng nước thoát ra nhiều đặc biệt là ở mẫu T, điều này làm giảm khả năng bao bọc, bảo vệ tế bào bên trong, vì thế mẫu S có mật độ tế bào giảm ít hơn mẫu T sau khi ngâm trong môi trường dịch dạ dày. Thêm vào đó, nhiệt độ lưu trữ 50C bảo quản hạt bao tốt hơn ở 300C nên mật độ tế bào sau khi ngâm trong môi trường dịch dạ dày ở mẫu 50C cao hơn.
41
Hình 3.7. Sự thay đổi mật độ tế bào S. boulardii trong môi trường giả lập dạ dày sau 12 ngày lưu trữ
0DD: Ngày 0 ngâm trong dịch dạ dày 50C: Điều kiện lưu trữ ở 50C
300C: Điều kiện lưu trữ ở 300C
ĐC: Mẫu đối chứng, mẫu không được bao gói (sinh khối thu được sau ly tâm) T: Mẫu hạt tươi sau khi bao gói S.boulardii
S: Mẫu hạt sau khi bao gói S.boulardii được khi sấy ở 400C trong 5 giờ
SN: Mẫu hạt sau khi bao gói S.boulardii được khi sấy ở 400C trong 5 giờ và nghiền.
Các chữ a, b và c cho biết mức độ khác biệt có ý nghĩa về mặt thống kê từng mẫu hạt trong các điều kiện ngâm khác nhau (p < 0.05).
Các chữ A, B, C và D cho biết mức độ khác biệt có ý nghĩa về mặt thống kê của các mẫu hạt trong cùng điều kiện ngâm (p < 0.05).
aC bD cD aA bA cA aB bB cB aD bC cC 1 2 3 4 5 6 7 8 0DD 5⁰C 30⁰C L og C FU/g h ạt ĐC T S SN
42
Hình 3.8. thể hiện khả năng sống sót của S.boularddi khi ngâm trong môi trường giả lập dịch ruột sau 12 ngày lưu trữ. Kết quả cho thấy mẫu lưu trữ ở nhiệt độ 50C có mật độ tế bào cao hơn so với mẫu lưu trữ ở điều kiện nhiệt độ 300C, mật độ tế bào sau khi lưu trữ 12 ngày và ngâm trong môi trường dịch ruột (120 phút) ở cả 2 điều kiện nhiệt độ lưu trữ 50C và 300C đều thấp hơn so với mẫu lúc đầu (ngày thứ 0), các mẫu được bao gói thì mật độ tế bào giảm ít hơn với mẫu không được bao gói. Mẫu ĐC có mật độ tế bào giảm đáng kể sau 12 ngày lưu trữ và ngâm trong dịch ruột cụ thể là vào ngày thứ 0 sau khi ngâm trong môi trường dịch ruột thì mẫu ĐC có mật độ tế bào là 3.54 log CFU/g hạt và sau 12 ngày lưu trữ và ngâm trong dịch ruột thì mật độ tế bào giảm 2.07 log CFU/g hạt (lưu trữ ở 50C), 2.23 log CFU/g hạt (lưu trữ ở 300C) so với khi ngâm trong dịch ruột vào ngày thứ 0. Trong các mẫu bao gói thì mẫu T có mật độ tế bào cao nhất, tuy nhiên mẫu S có mức độ giảm mật độ tế bào thấp nhất khi ngâm trong dịch ruột, cụ thể là ở mẫu T vào ngày thứ 0 thì mật độ tế bào là 7.01 log CFU/g hạt khi ngâm trong môi trường dịch ruột trong khi mẫu S là 6.29 log CFU/g hạt, sau 12 ngày lưu trữ và ngâm trong dịch ruột thì mật độ tế bào mẫu T giảm 1.20 log CFU/g hạt (lưu trữ ở 50C), 1.41 log CFU/g hạt (lưu trữ ở 300C) so với khi ngâm trong dịch ruột vào ngày thứ 0, còn mẫu S thì giảm 1.02 log CFU/g hạt (lưu trữ ở 50C), 1.27 log CFU/g hạt (lưu trữ ở 300C). Điều này có thể giải thích là do quá trình sấy đối lưu trong thời gian dài làm tế bào bị sốc nhiệt, mất nước dẫn đến tế bào chết nhiều nên ban đầu mẫu T có mật độ tế bào cao hơn mẫu S, nhưng sau 12 ngày lưu trữ và dưới tác động của các yếu tố như ánh sáng, nhiệt độ, hoạt độ nước làm cho kết cấu của gel alginate và maltodextrin trở nên yếu, lượng nước thoát ra nhiều đặc biệt là ở mẫu T, điều này làm giảm khả năng bao bọc, bảo vệ tế bào bên trong, vì thế mẫu S có mật độ tế bào giảm ít hơn mẫu T sau khi ngâm trong môi trường dịch dịch ruột. Thêm vào đó, nhiệt độ lưu trữ 50C bảo quản hạt bao tốt hơn ở 300C nên mật độ tế bào sau khi ngâm trong môi trường dịch ruột ở mẫu 50C cao hơn.
Như vậy, sau 12 ngày lưu trữ và ngâm trong môi trường dạ dày và dịch ruột thì tế bào được bao gói có mật độ sống sót cao hơn tế bào không được bao gói. Đồng thời mẫu S có mức độ giảm mật độ tế bào thấp nhất sau khi ngâm trong môi trường dạ dày và dịch ruột.
43
Hình 3.8. Sự thay đổi mật độ tế bào S. boulardii trong môi trường giả lập dịch ruột sau 12 ngày lưu trữ
0DR: Ngày 0 ngâm trong dịch ruột 50C: Điều kiện lưu trữ ở 50C 300C: Điều kiện lưu trữ ở 300C
ĐC: Mẫu đối chứng, mẫu không được bao gói (sinh khối thu được sau ly tâm) T: Mẫu hạt tươi sau khi bao gói S.boulardii
S: Mẫu hạt sau khi bao gói S.boulardii được khi sấy ở 400C trong 5 giờ
SN: Mẫu hạt sau khi bao gói S.boulardii được khi sấy ở 400C trong 5 giờ và nghiền.
Các chữ a, b và c cho biết mức độ khác biệt có ý nghĩa về mặt thống kê từng mẫu hạt trong các điều kiện ngâm khác nhau (p < 0.05).
Các chữ A, B, C và D cho biết mức độ khác biệt có ý nghĩa về mặt thống kê của các mẫu hạt trong cùng điều kiện ngâm (p < 0.05)/
aC bD cD aA bA bA aB bB cB aD bC cC 1 2 3 4 5 6 7 8 0DR 5⁰C 30⁰C L og C FU/g h ạt ĐC T S SN
44
CHƯƠNG 4. KẾT LUẬN
S. boulardii đươc bao gói trong gel alginate có bổ sung maltodextrin bằng phương pháp nhỏ giọt qua nghiên cứu của chúng tôi cho thấy không những làm tăng khả năng sống sót của tế bào trong quá trình ngâm trong môi trường dạ dày và dịch ruột mà còn hạn chế đáng kể việc giảm số lượng tế bào trong quá trình lưu trữ 12 ngày và ở điều kiện lưu trữ 50C thì mức độ giảm tế bào thấp hơn khi lưu trữ ở 300C. Trong các mẫu hạt bao (T, S, SN) thì mẫu S có mức độ giảm mật độ tế bào thấp nhất khi ngâm trong môi trường dạ dày (0.20 log CFU/g ) và dịch ruột (0.28log CFU/g ) cũng như trong quá trình bảo quản hạt bao (giảm 0.95 log CFU/g hạt khi lưu trữ ở điều kiện 50C và 1.18 log CFU/g hạt khi khi lưu trữ ở điều kiện 300C), trong khi mẫu không được bao gói thì số lượng tế bào giảm đáng kể (giảm 3.81 log CFU/g hạt khi ngâm trong dịch dạ dày, giảm 3.97 log CFU/g hạt khi ngâm trong dịch ruột). Bên cạnh đó S. boulardii không làm ảnh hưởng đến mật độ kết tinh của hạt bao alginate có bổ sung maltodextrin sau khi sấy, chính vì vậy mà tế bào được bao bọc, bảo vệ tốt làm tăng khả năng chống chịu của S. boulardii trong môi trường dạ dày và dịch ruột.
Chúng tôi nhận thấy rằng cần có nhiều nghiên cứu hơn nữa để khảo sát mật độ tế bào ban đầu trong hạt bao để xác định xem chúng có ảnh hưởng đến cấu trúc tinh thể của hạt bao sau khi sấy và khả năng chịu axit dạ dày, muối mật hay không. Đồng thời, nghiên cứu thêm về khả năng bảo vệ S. boulardii trong alginate kết hợp với các thành phần khác như gelatin, xanthan gum, whey protein, chitosan,... và thực hiện quá trình vi bao S. boulardii bằng nhiều kĩ thuật khác để so sánh khả năng sống sót của S. boulardii khi sử dụng các kĩ thuật đó với kĩ thuật sấy đối lưu, sấy khác nhằm tạo ra sản phẩm S. boulardii có hoạt tính probiotic tốt nhất.
x
TÀI LIỆU THAM KHẢO
1. Aguirre-Ezkauriatza EJ, Aguilar-Yáñez JM, Ramírez-Medrano A, and Alvarez MM. 2010. Production of probiotic biomass (Lactobacillus casei) in goat whey: Comparison of batch, continuous and fed-batch cultures. Journal of Bioresoure Technology. 101:2837–2844.
2. Anal, A.K.; Bhopatkar, D.; Tokura, S.; Tamura, H.; Stevens, W.F.2003. Chitosan- alginate multilayer beads for gastric passage and controlled intestinal release of protein. Drug Dev. Ind. Pharm. 29, 713–724.
3. Anal, A.K.; Singh. H. 2007. Recent advances in microencapsulation of probiotics for industrial applications and targeted delivery. Trends Food Sci. Technol. 18, 240– 251.
4. Barc MC, Charrin-Sarnel C, Rochet V, Bourlioux F, Sandre C, Boureau H, Dore J, Collignon A. 2008. Molecular analysis of the digestive microbiota in a gnotobiotic mouse model during antibiotic treatment: Influence of Saccharomyces boulardii. Anaerobe. 14: 229-233.
5. Berni Canani R, Cucchiara S, Cuomo R, Pace F and Papale F. 2011. Saccharomyces boulardii: a summary of the evidence for gastroenterology clinical practice in adults and children. Journal of European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 15:809-822.
6. Brandao RL, Castro IM, Bambirra EA, Amaral SC, Fietto LG, Tropia MJ, Neves MJ, Dos Santos RG, Gomes NC, Nicoli JR. 1998. Intracellular signal triggered by cholera toxin in Saccharomyces boulardii and Saccharomyces cerevisiae. Appl Environ Microbiol. 64: 564-568.
7. Breves G, Walter C, Burmester M, Schröder B. 2000. In vitro studies on the effects of Saccharomyces boulardii and Bacillus cereus var. toyoi on nutrient transport in pig jejunum. J Anim Physiol. 84: 9-20.
8. Burgain C, Gaiani C, Linder M, Scher J . 2011. Encapsulation of probiotic living cells: From laboratory scale to industrial applications. Journal of Food Engineering. 104:467-483.
9. Buts JP, De Keyser N, De Raedemaeker L. 1994. Saccharomyces boulardii enhances rat intestinal enzyme expression by endoluminal release of polyamines. Pediatr Res. 36: 522-527.
xi
10. Buts JP, Dekeyser N, Stilmant C, Delem E, Smets F, Sokal E. 2006. Saccharomyces boulardii produces in rat small intestine a novel protein phosphatase that inhibits Escherichia coli endotoxin by dephosphorylation. Journal of Pediatric Research. 60:24-29.
11. Buts JP, DeKeyser N, Marandi S. Saccharomyces boulardii upgrades cellular adaptation after proximal enterectomy in rats. Gut 1999; 45:89-96.
12. Buts JP. 2009. Twenty-five years of research on Saccharomyces boulardii trophic effects: updates and perspectives. Dig Dis Sci. 54: 15-18.
13. Carvalho AS, Silva J, Ho P, Teixeira P, Malcata FX, Gibbs P. 2002. Survival of freeze-dried Lactobacillus plantarum and Lactobacillus rhamnosus during storage in the presence of protectants. Biotechnol Lett. 24:1587–1591.
14. Castagliuolo I, LaMont JT, Nikulasson ST, Pothoulakis C. 1996. Saccharomyces boulardii protease inhibits Clostridium difficile toxin A effects in the rat ileum. Journal of Infection and Immunity. 64:5225-5232.
15. Castagliuolo I, Riegler MF, Valenick L, LaMontJT, Pothoulakis C. 1999.
Saccharomyces boulardii protease inhibits the effects of Clostridium difficile toxins A and B in human colonic mucosa. Journal of Infection and Immunity. 67:302-307.
16. Catalina Valenzuela, José Miguel Aguilera. 2015. Effects of maltodextrin on hygroscopicityand crispness of apple leathers. Journal of Food Engineering. 144: 1–9.
17. Claudia Garnero, Carolina Aloisio, Marcela Longhi. 2013. Ibuprofen-Maltodextrin Interaction: Study of Enantiomeric Recognition and Complex Characterization. 26863,13 pages.
18. Czerucka D, Piche T và Rampal P. 2007. Review article: yeast as probiotics – Saccharomyces boulardii. Alimentary Pharmacology and Therapeutics. 26:767-778.
19. Czerucka D, Piche T, Rampal P. 2007. Review article: yeast as probiotics -- Saccharomyces boulardii. Aliment Pharmacol Ther. 26: 767-778.
20. Czerucka D, Rampal P. 1999. Effect of Saccharomyces boulardii on cAMP- and Ca2+ -dependent Cl- secretion in T84 cells. Dig Dis Sci. 44: 2359-2368.
21. Dalmaso G, Cottrez F, Impert V, Lagadec P, Peyron JF, Rampal P, Czerucka D, Groux H, Foussat A, Brun V. 2006. Saccharomyces boulardii inhibits inflammatory
xii
bowel disease by trapping T cells in mesenteric lymph nodes. Gastroenterology. 131:1812-1825.
22. Đào Thị Minh Châu, “Khảo sát ảnh hưởng của phương pháp vi gói bằng Natri alginate lên số lượng và hoạt tính Probioticcủa Lactobacillus casei trong quá trình tạo bột sữa chua”, Đại học Khoa học Tự nhiên, pp.19-26.
23. Ding WK, Shah NP. 2007. Acid, bile and heat tolerance of free and microencapsulated probiotic bacteria. Journal of Food Science. 72:446-450.
24. Doleyres, Y.; Fliss, I.; Lacroix, C. 2002. Quantitative determination of the spatial distribution of pure and mixed-strain immobilized cells in gels beads by immunofluorescence. Appl. Microbiol. Biotechnol. 59, 297–302.
25. Doleyres, Y.; Fliss, I.; Lacroix, C. 2004. Continuous production of mixed lactic starters containing probiotics using immobilized cell technology. Biotechnol. Prog. 20, 145–150.
26. Elmer GW, Surawicz CM, McFarland LV. 1996. Biotherapeutic agents. A neglected modality for the treatment and prevention of selected intestinal and vaginal infections. JAMA. 275: 870-876.
27. Elo S, Saxelin M, Salimen S. 1991. Attachment of Lactobacillus casei strain GG to human colon carcinoma cell line Caco-2: Comparison with other dairy strain. Letter in Applied Microbiology. 13:154-156.
28. Fang Z and Bhandari B. 2012. Spray drying, freeze drying and related processes for food ingredient and nutraceutical encapsulation. Encapsulation Technologies and Delivery Systems for Food Ingredients and Nutraceuticals. 73 – 109.
29. FAO và WHO. 2001. Health and Nutrient Properties of Probiotics in food including Powder Milk with Live lactic Acid Bacteria, Report of a joint FAO/WHO expert consultation on evaluation of health and nutrient properties of probiotics including Powder Milk with Live lactic Acid Bacteria, Cordoba, Argentina.
30. Gentile, F.T.; Doherty, E.J.; Rein, D.H.; Shoichet, M.S.; Winn, S.R. 1995. Polymer science for macroencapsulation of cells for central nervous system transplantation.
React. Polym. 25, 207–227.
31. Gilliland SE, Morelli L, Reid G. 2001. Health and nutritrional properties of probiotics in food including powder milk with live lactic acid bacteria. In Joint
xiii
FAO/WHO Expert Consultation On Evaluation Of Health And Nutritional Properties of Probiotics in Food Including Powdered Milk. Cordoba, Argentina.
32. Havenaar R, Brink BT and Huis in't Veld JHJ. 1992. Selection of Strains for Probiotic Use. In: Probiotics. The Scientific Basis, R. Fuller (Ed.), Chapman & Hall. 151–170.
33. Hernández-Carranza P, López-Malo A, Jiménez-Munguía MT. 2014.
Microencapsulation Quality and Efficiency of Lactobacillus casei by Spray Drying Using Maltodextrin and Vegetable Extracts. Journal of Food Research. 3(1):61-69.
34. Huguet, M.L.; Neufeld, R.J.; Dellacherie, E. 1996. Calcium-alginate beads coated with polycationic polymers: Comparison of chitosan and DEAE-Dextran. Process Biochem. 31, 347–353.
35. Jacobsen CN, Rosenfeldt Nielsen V, Hayford AE, Møller PL, Michaelsen KF, Paerregaard A, Sandström B, Tvede M, Jakobsen M. 1999. Screening of probiotic activities of forty-seven strains of Lactobacillus spp. by in vitro techniques and evaluation of the colonization ability of five selected strains in humans. Appl Environ Microbiol. 65: 4949-4956.
36. Jans. D. 2005. Probiotics in Animal Nutrition. 20. pp. 4-18.
37. K. Gbassi and Thierry Vandamme .2012. Probiotic Encapsulation Technology: From Microencapsulation to Release into the Gut. Pharmaceutics. 4: 149-163.
38. Kailasapathy K. 2002. Microencapsulation of probiotic bacteria: Technology and potential applications. Curr Issues Intestinal Microbiol. 3:39–48.
39. Liangbin Li, Yapeng Fang, Rob Vreeker, and Ingrid Appelqvist. (2007).
Reexamining the Egg-Box Model in Calcium-Alginate Gels with X-ray Diffraction. Biomacromolecule.8, 464-4.
40. King, A.H., 1995. Encapsulation of Food Ingredients: A review of available technology, focussing on hydrocolloids, “In: Encapsulation and Controlled Release of Food Ingredients. American Chemical Society, Washington DC. pp: 26-39.
41. Klayraung S, Viernstein H, and Okonogi S. 2009. Development of tablets containing