MỘT số bất THƯỜNG CỦA PHÔI GIAI đoạn PHÂN CHIA QUA hệ THỐNG TIME LAPSE

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO BỘ Y TẾ TRƯỜNG ĐẠI HỌC Y HÀ NỘI ĐÀO HUY THÀNH CHUYÊN ĐỀ MỘT SỐ BẤT THƯỜNG CỦA PHÔI GIAI ĐOẠN PHÂN CHIAẮT QUA HỆ THỐNG TIME-LAPSE HÀ NỘI - 2019 BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO BỘ Y TẾ TRƯỜNG ĐẠI HỌC Y HÀ NỘI ======= ĐÀO HUY THÀNH CHUYÊN ĐỀ MỘT SỐ BẤT THƯỜNG CỦA PHÔI GIAI ĐOẠN PHÂN CHIA QUA HỆ THỐNG TIME-LAPSEMỘT SỐ BẤT THƯỜNG CỦA PHÔI GIAI ĐOẠN PHÂN CHIAẮT QUA HỆ THỐNG TIME-LAPSE Chuyên ngành: Mô – Phôi Thai Học Mã số: 62720102 HÀ NỘI – 2019 DANH MỤC CHỮ VIẾT TẮT VÀ THUẬT NGỮ mtDNA : Mitochondrial DNA – DNA ty thể DNA : Desoxyribonucleic acid ATP : Adenosine triphosphate MRT : Mitochondrial replacement – Kỹ thuật thay ti thể ST : Spindle transfer - Chuyển đổi thoi vô sắc PNT : Pronuclear transfer - Chuyển đổi tiền nhân IVF : In Vitro Fertilization – Thụ tinh ống nghiệm ICSI : Intra cytoplasmic Sperm Injection – Tiêm tinh trùng vào bào tương AND : Acid deoxyribonucleic ART : Kỹ thuật hỗ trợ sinh sản BF : Tái hòa nhập phơi bào DUC : Phân chia trực tiếp không đồng Hpi : Số sau thụ tinh ICSI : Tiêm tinh trùng vào bào tương noãn IVF : Thụ tinh ống nghiệm MNB : Phôi bào đa nhân RC : Phân chia ngược TLS : Hệ thống time-lapse TLS: hệ thống time-lapse ART: kỹ thuật hỗ trợ sinh sản IVF: thụ tinh ống nghiệm Hpi: số sau thụ tinh DUC: phân chia trực tiếp không đồng RC: phân chia ngược BF: tái hòa nhập phơi bào ICSI: tiêm tinh trùng vào bào tương nỗn MNB: phơi bào đa nhân AND: Acid deoxyribonucleic mtDNA : mitochondrial DNA – DNA ty thể DNA : Desoxyribonucleic acid ATP : Adenosine triphosphate MRT : Mitochondrial replacement – Kỹ thuật thay ti thể ST : Spindle transfer - Chuyển đổi thoi vô sắc PNT : Pronuclear transfer - Chuyển đổi tiền nhân IVF : In Vitro Fertilization – Thụ tinh ống nghiệm ICSI : Intra cytoplasmic Sperm Injection – Tiêm tinh trùng vào bào tương MỤC LỤC ĐẠI CƯƠNG .3 Ty thể 1.1 Cấu tạo hình thái 1.2 Thành phần hoá học .4 1.3 Chức 1.4 Hệ gen ty thể 2.Bệnh lý ty thể 2.1 Đột biến ty thể .7 2.2 Bệnh lý ty thể Kỹ thuật thay ty thể 11 3.1 Chuyển đổi tiền nhân 12 3.2 Chuyển đổi thoi vô sắc 14 3.3 Chuyển đổi tế bào chất 18 3.4 Chuyển đổi phôi bào 20 Mối liên quan đến không tương thích gen ti thể - hạt nhân .22 KẾT LUẬN 23 ĐẶT VẤN ĐỀ ĐẠI CƯƠNG Phôi giai đoạn phân chia 1.1 Sự lượng phôi bào giai đoạn phân chia .4 1.2 Phân mảnh tế bào .8 1.3 Kích thước phôi bào 10 1.4 Số lượng nhân phôi bào 13 1.5 Bào tương 15 1.6 Sự kết khối 18 Những bất thường phôi giai đoạn phân chia quan sát qua hệ thống time-lapse 19 2.1 Bất thường phân chia phôi bào .23 2.2 Bất thường phân mảnh tế bào 38 2.4 Bất thường số lượng nhân phôi bào 45 2.5 Bất thường bào tương: không bào 53 2.6 Bất thường giai đoạn kết khối 60 KẾT LUẬN 67 TÀI LIỆU THAM KHẢO DANH MỤC HÌNH ẢNH Hình Phơi giai đoạn tế bào, tế bào tế bào Hình 2: Fragment dạng phân tán 10 Hình 3: Fragment dạng khu trú .10 Hình 4: Phơi tế bào kích thước đồng (trái) không đồng (phải) 12 Hình 5: Phơi tế bào có kích thước phơi bào đồng (trái) không đồng (phải) 12 Hình 6: phơi tế bào có kích thước phôi bào đồng (trái) không đồng (phải) 13 Hình 7: Phơi tế bào với phôi bào đa nhân 25% fragment 14 Hình 8: Rỗ tế bào chất Nhiều vết rỗ nhỏ phân tán tế bào chất phôi bào .17 Hình 9: Phơi tế bào với tượng vón hạt tế bào chất, tạo nên quầng sáng phôi bào 17 Hình 10: Phơi tế bào xuất không bào bào tương (mũi tên) .18 Hình 11: Phơi giai đoạn kết khối 19 Hình 12: Sự phân chia trực tiếp phôi bào .24 Hình 13: Phân chia trực tiếp từ phôi bào thành phôi bào 25 Hình 14: a nguyên phân bình thường b nguyên phân đa cực 26 Hình 15: Sự phân chia ngược phôi 31 Hình 16: Phân chia ngược loại II từ phôi bào  phôi bào  phơi bào 31 Hình 17: Phân chia ngược loại I 34 Hình 18: Q trình tái hòa nhập fragment (mũi tên) vào phơi bào 44 Hình 19: Sự xuất biến không bào phôi 60 Hình 20: Quá trình kết khối qua hệ thống time-lapse 66 Hình 1: Cấu tạo ty thể .4 Hình 2: Hệ gen ty thể người chứa đựng 16.569 cặp base mã hóa 37 gen, chia 28 gen mạch H (H-strand) gen mạch L (L-strand) .6 Hình 3: Phả hệ minh họa di truyền bệnh di truyền ty thể Hình 4: Đặc điểm di truyền gen ty thể Hình 5: A: Chuyển đổi tiền nhân; B: Chuyển đổi thoi vơ sắc .17 Hình 6: Chuyển đổi tế bào chất Tế bào chất người hiến chuyển đến tế bào trứng người nhận Tinh trùng tiêm đồng thời trình chuyển để thụ tinh cho noãn bào nhận 20 Hình 7: Chuyển đổi phơi bào: Một phơi bào từ phôi người mẹ bị bệnh chuyển sang noãn bào hiến tặng khỏe mạnh 21 Đ1AGEREF _ Sự đánh giá chất lượng phôi xác quan trọng chu kỳ thụ tinh ống nghiệm thành côngA precise embryo quality evaluation is of paramount importance to sustain a successful in vitro fertilization (IVF) program Ở hầu hết trung tâm IVF giới, việc đánh giá chất lượng phơi chủ yếu dựa vào quan sát hình thái phơi giai đoạn phân chiaIn most IVF clinics around the world, this quality assessment relies mainly on the morphological evaluation of cleavage stage embryos Các nhà phôi học dựa vào kinh nghiệm để đánh giá mối tương quan hình thái khả làm tổ phôiEmbryologists should be able to correlate the features observed at the optical microscope with the implantation potential of each particular embryo (Alikani et al., 2000; Ebner et al., 2003; Alpha Scientists in Reproductive Medicine and ESHRE Special Interest Group of Embryology, 2011) Để đạt mục tiêu này, nhiều thang điểm đánh giá dựa đặc điểm hình thái phơi phân chia đề xuất [1], [2]To achieve this goal, many scoring systems based on the morphological features of the dividing embryo have been developed (Giorgetti et al., 1995; Veeck, 1999; Fisch et al., 2001; de Placido et al., 2002; Baczkowski et al., 2004; reviewed by Rienzi et al., 2005; Torello´ et al., 2005; Holte et al., 2007) These embryo classification systems are based on the evaluation of the number of blastomeres, the degree of fragmentation, the symmetry of the blastomeres, the presence of multinucleation and the compaction status It is very important that the features related to implantation potential are assessed accurately and similarly The purpose of this chapter is to illustrate morphological aspects useful for the evaluation of the implantation potential of the embryos Theo phương pháp truyền thống, phôi lấy khỏi tủ ấm vào thời điểm định ngày, đánh giá chất lượng nhà phôi học kính hiển vi quang học Tuy vậy, phát triển phơi q trình liên tục, việc đánh giá theo phương pháp truyền thống bỏ sót tượng bất thường xảy thời điểm kiểm tra phôi Hơn nữa, việc lấy phôi khỏi tủ nuôi cấy hàng ngày làm phơi nhiễm phơi với yếu tố bên ngồi, đồng thời làm thay đổi vi mơi trường ni cấy, ảnh hưởng đến chất lượng phơi Vì vậy, hệ thống ni cấy có khả theo dõi, đánh giá phôi liên tục giữ phôi môi trường ổn định cần nghiên cứu Trong năm gần đây, hệ thống time-lapse (TLS) nghiên cứu phát triển để giải vấn đề TLS chụp ảnh kỹ thuật số phơi khoảng thời gian liên tục, lưu hình ảnh vào nhớ máy tính để dễ dàng kiểm tra Điều cho phép nhà phôi học đánh giá chất lượng phôi mà không cần lấy chúng khỏi tủ nuôi cấy Những lợi tiềm TLS bao gồm khả trì mơi trường nuôi cấy ổn định, hạn chế tiếp xúc phôi với thay đổi môi trường, thành phần khí, nhiệt độ chuyển động Ngồi ra, TLS cải thiện khả lựa chọn phơi tốt ART cách sử dụng thơng tin có từ việc giám sát liên tục phát triển phơi Qua hệ thống TLS, có nhiều bất thường giai đoạn phát triển phôi phát Những phát góp phần vào q trình đánh giá chất lượng phơi, giúp chọn phơi có chất lượng tốt chu trình điều trị IVF Chuyên đề đề cấp đến kiến thức phôi giai đoạn phân chia, bất thường phôi giai đoạn phân chia phát qua TLS, ảnh hưởng bất thường lâm sàng 67 Time-lapse làm thay đổi quan điểm nhà phôi học phát triển phôi Bằng cách quan sát hình ảnh liên tục trình phát triển phôi, yếu tố ảnh hưởng đến chất lượng phôi đánh giá sử dụng cách có hệ thống, nhằm chọn lọc phơi giai đoạn phát triển khác TÀI LIlọc phôi c TÀI LIỆU THAM KHẢO Solano A, Playan A, Lopez-Perez MJ, Montoya J Genetic diseases of the mitochondrial humans Salud DNA publica in de Mexico 2001;43:151–161 Keating DJ Mitochondrial dysfunction, oxidative stress, regulation of exocytosis and their relevance to neurodegenerative diseases J Neurochem 2008;104:298–305 Lin MT, Beal MF Mitochondrial dysfunction and oxidative stress in neurodegenerative diseases Nature 2006;443:787–795 Reeve AK, Krishnan KJ, Turnbull D Mitochondrial DNA mutations in disease, aging, and neurodegeneration Ann N Y Acad Sci 2008;1147:21-29 Trushina E, McMurray CT Oxidative stress and mitochondrial dysfunction in neurodegenerative diseases Neuroscience 2007;145:1233–1248 Brandon M, Baldi P, Wallace DC Mitochondrial mutations in cancer Oncogene 2006;25:4647–4662 Steffann J, et al Analysis of mtDNA variant segregation during early human embryonic development: a tool for successful NARP preimplantation diagnosis J Med Genet 2006;43:244–247 Thorburn DR, Dahl HH Mitochondrial disorders: genetics, counseling, prenatal diagnosis and reproductive options American journal of medical genetics 2001;106:102–114 Chan DC, “Mitochondria: Dynamic Organelles in Disease, Aging, and Development” Cell 125 (7): 1241–1252 10 Wiesner RJ, Ruegg JC, Morano I (1992) “Counting target molecules by exponential polymerase chain reaction, copy number of mitochondrial DNA in rat tissues” Biochemical and Biophysical Research Communications 183 (2): 553–559 11 Kimball, J.W (2006) "Sexual Reproduction in Humans: Copulation and Fertilization," Kimball's Biology Pages (based on Biology, 6th ed., 1996 12 ^ Sutovsky, P đồng nghiệp (1999) “Ubiquitin tag for sperm mitochondria” Nature 402 (6760): 371–372 13 Wallace DC, et al Mitochondrial DNA mutation associated with Leber's hereditary optic neuropathy Science 1988;242:1427–1430 14 Holt IJ, Harding AE, Morgan-Hughes JA Deletions of muscle mitochondrial DNA in patients with mitochondrial myopathies Nature 1988;331:717–719 15 Zeviani M, et al Deletions of mitochondrial DNA in Kearns-Sayre syndrome Neurology 1988;38:1339–1346 16 Majamaa K, et al Epidemiology of A3243G, the mutation for mitochondrial encephalomyopathy, lactic acidosis, and strokelike episodes: prevalence of the mutation in an adult population Am J Hum Genet 1998;63:447–454 17 Schaefer AM, Taylor RW, Turnbull DM, Chinnery PF The epidemiology of mitochondrial disorders - past, present and future Biochim Biophys Acta 2004;1659:115–120 18 Schaefer AM, Taylor RW, Turnbull DM, Chinnery PF The epidemiology of mitochondrial disorders past, present and future Biochim Biophys Acta 2004;1659:115–20 19 Wilson FH, et al A cluster of metabolic defects caused by mutation in a mitochondrial tRNA Science 2004;306:1190–1194 20 Trifunovic A, et al Premature ageing in mice expressing defective mitochondrial DNA polymerase Nature 2004;429:417–423 This report describes a knock-in mouse model that expresses a proof-readingdeficient version of PolgA, the catalytic subunit of mtDNA polymerase, and provides the first in vivo data in mammals to establish a causative link between mtDNA mutations and ageing phenotypes 21 Muller-Hocker J Cytochrome c oxidase deficient fibres in the limb muscle and diaphragm of man without muscular disease: an age-related alteration J Neurol Sci 1990;100:14–21 22 Mootha VK, et al PGC-1α-responsive genes involved in oxidative phosphorylation are coordinately downregulated in human diabetes Nature Genet 2003;34:267–273 23 Petersen KF, et al Mitochondrial dysfunction in the elderly: possible role in insulin resistance Science 2003;300:1140–1142 24 Stydy Confirms Mitochondrial Deficits in Children with Autism Biosciencetechnology.com May 2014 25 Zeviani M, Di Donato S (2004) “Mitochondrial disorders” Brain 127 (Pt 10): 2153–2172 26 Chinnery PF, Schon EA (2003) “Mitochondria” J Neurol Neurosurg Psychiatr 74 (9): 1188–99 27 Sherer TB, Betarbet R, Greenamyre JT (2002) “Environment, mitochondria, and Parkinson's disease” The Neuroscientist (3): 192–7 28 Gomez C, Bandez MJ, Navarro A (2007) “Pesticides and impairment of mitochondrial function in relation with the parkinsonian syndrome” Front Biosci 12: 1079–93 29 Lim Y A.; Rhein, Virginie; Baysang, Ginette; Meier, Fides; Poljak, Anne; j Raftery, Mark; Guilhaus, Michael; Ittner, Lars M.; Eckert, Anne (2010) “Abeta and human amylin share a common toxicity pathway via mitochondrial dysfunction” Proteomics 10 (8): 1621–33 30 Schapira AH (2006) “Mitochondrial disease” Lancet 368 (9529): 70-82 31 Pieczenik SR, Neustadt J (2007) “Mitochondrial dysfunction and molecular pathways of disease” Exp Mol Pathol 83 (1): 84–92 32 Bugger H, Abel ED (2010) “Mitochondria in the diabetic heart” Cardiovascular Research 88 (2): 229–240 33 Craven L., Tuppen H.A., Greggains G.D., Harbottle S.J., Murphy J.L., Cree L.M., Murdoch A.P., Chinnery P.F., Taylor R.W., Lightowlers R.N Pronuclear transfer in human embryos to prevent transmission of mitochondrial DNA disease Nature 2010;465:82–85 34 Tachibana M., Sparman M., Sritanaudomchai H., Ma H., Clepper L., Woodward J., Li Y., Ramsey C., Kolotushkina O., Mitalipov S Mitochondrial gene replacement in primate offspring and embryonic stem cells Nature 2009;461:367–372 35 Craven L., Elson J.L., Irving L., Tuppen H.A., Lister L.M., Greggains G.D., Byerley S., Murdoch A.P., Herbert M., Turnbull D Mitochondrial DNA disease: new options for prevention Hum Mol Genet 2011;20:R168–R174 36 Tachibana M., Amato P., Sparman M., Woodward J., Sanchis D.M., Ma H., Gutierrez N.M., Tippner-Hedges R., Kang E., Lee H.-S Towards germline gene therapy of inherited mitochondrial diseases Nature 2013;493:627– 631 37 Paull D., Emmanuele V., Weiss K.A., Treff N., Stewart L., Hua H., Zimmer M., Kahler D.J., Goland R.S., Noggle S.A Nuclear genome transfer in human oocytes eliminates mitochondrial DNA variants Nature 2013;493:632–637 38 Greggains G.D., Lister L.M., Tuppen H.A.L., Zhang Q., Needham L.H., Prathalingam N., Hyslop L.A., Craven L., Polanski Z., Murdoch A.P Therapeutic potential of somatic cell nuclear transfer for degenerative disease caused by mitochondrial DNA mutations Sci Report 2014:4 39 Almeida P.A., Bolton V.N The effect of temperature fluctuations on the cytoskeletal organisation and chromosomal constitution of the human oocyte Zygote 1995;3:357–365 40 Battaglia D.E., Goodwin P., Klein N.A., Soules M.R Influence of maternal age on meiotic spindle assembly in oocytes from naturally cycling women Hum Reprod 1996;11:2217–2222 41 Flood J.T., Chillik C.F., van Uem J.F., Iritani A., Hodgen G.D Ooplasmic transfusion: prophase germinal vesicle oocytes made developmentally competent by microinjection of metaphase II egg cytoplasm Fertil Steril 1990;53:1049–1054 42 Huang C.C., Cheng T.C., Chang H.H., Chang C.C., Chen C.I., Liu J., Lee M.S Birth after the injection of sperm and the cytoplasm of tripronucleate zygotes into metaphase II oocytes in patients with repeated implantation failure after assisted fertilization procedures Fertil Steril 1999;72:702–706 43 Jacobs L.J.A.M., de Wert G., Geraedts J.P.M., de Coo I.F.M., Smeets H.J.M The transmission of OXPHOS disease and methods to prevent this Hum Reprod Update 2006;12:119–136 44 Van Blerkom J., Sinclair J., Davis P Mitochondrial transfer between oocytes: potential applications of mitochondrial donation and the issue of heteroplasmy Hum Reprod 1998;13:2857–2868 45 Brown D.T., Herbert M., Lamb V.K., Chinnery P.F., Taylor R.W., Lightowlers R.N., Craven L., Cree L., Gardner J.L., Turnbull D.M Transmission of mitochondrial DNA disorders: possibilities for the future Lancet 2006;368:87–89 46 Jacobs L.J.A.M., de Wert G., Geraedts J.P.M., de Coo I.F.M., Smeets H.J.M The transmission of OXPHOS disease and methods to prevent this Hum Reprod Update 2006;12:119–136 47 Thorburn D.R., Dahl H.H., Singh K.K The pros and cons of mitochondrial manipulation in the human germ line Mitochondrion 2001;1:123–127 48 Taylor R.W., Turnbull D.M Mitochondrial DNA mutations in human disease Nat Rev Genet 2005;6:389–402 49 Brown D.T., Herbert M., Lamb V.K., Chinnery P.F., Taylor R.W., Lightowlers R.N., Craven L., Cree L., Gardner J.L., Turnbull D.M Transmission of mitochondrial DNA disorders: possibilities for the future Lancet 2006;368:87–89 50 Jacobs L.J.A.M., de Wert G., Geraedts J.P.M., de Coo I.F.M., Smeets H.J.M The transmission of OXPHOS disease and methods to prevent this Hum Reprod Update 2006;12:119–136 51 Ferreira C.R., Meirelles F.V., Yamazaki W., Chiaratti M.R., Méo S.C., Perecin F., Smith L.C., Garcia J.M The kinetics of donor cell mtDNA in embryonic and somatic donor cell-derived bovine embryos Cloning and Stem Cells 2007;9:618–629 52 Steinborn R., Schinogl P., Zakhartchenko V., Achmann R., Schernthaner W., Stojkovic M., Wolf E., Müller M., Brem G Mitochondrial DNA heteroplasmy in cloned cattle produced by fetal and adult cell cloning Nat Genet 2000;25:255–257 53 Bordignon V., El-Beirouthi N., Gasperin B.G., Albornoz M.S., MartinezDiaz M.A., Schneider C., Laurin D., Zadworny D., Agellon L.B Production of cloned pigs with targeted attenuation of gene expression PLoS One 2013;8 54 Hajian M., Kiani M., Hosseini M.S., Ostadhosseini S., Forouzanfar M., Afrough M., Nasr-Esfahani M.H Specific activation requirements of zona-free sheep oocytes before and after somatic cell nuclear transfer Cell Rep 2013;15:247–257 55 Kamimura S., Inoue K., Ogonuki N., Hirose M., Oikawa M., Yo M., Ohara O., Miyoshi H., Ogura A Mouse cloning using a drop of peripheral blood Biol Reprod 2013;89:24 56 Peat J.R., Reik W Incomplete methylation reprogramming in SCNT embryos Nat Genet 2012;44:965–966 57 Chinnery P.F., Craven L., Mitalipov S., Stewart J.B., Herbert M., Turnbull D.M The challenges of mitochondrial replacement PLoS Genet 2014;10 58 Wang Q., Ratchford A.M., Chi M.M.-Y., Schoeller E., Frolova A., Schedl T., Moley K.H Maternal diabetes causes mitochondrial dysfunction and meiotic defects in murine oocytes Mol Endocrinol 2009;23:1603–1612 59 Ruiz-Pesini E., Mishmar D., Brandon M., Procaccio V., Wallace D.C Effects of purifying and adaptive selection on regional variation in human mtDNA Science 2004;303:223–226 60 Wallace D.C The mitochondrial genome in human adaptive radiation and disease: on the road to therapeutics and performance enhancement Gene 2005;354:169–180 Holte J., Berglund L., Milton K., et al (2007) Construction of an evidencebased integrated morphology cleavage embryo score for implantation potential of embryos scored and transferred on day after oocyte retrieval Hum Reprod Oxf Engl, 22(2), 548–557 Thurin A., Hardarson T., Hausken J., et al (2005) Predictors of ongoing implantation in IVF in a good prognosis group of patients Hum Reprod Oxf Engl, 20(7), 1876–1880 Prados F.J., Debrock S., Lemmen J.G., et al (2012) The cleavage stage embryo Hum Reprod Oxf Engl, 27 Suppl 1, i50-71 Fisch J.D., Rodriguez H., Ross R., et al (2001) The Graduated Embryo Score (GES) predicts blastocyst formation and pregnancy rate from cleavage-stage embryos Hum Reprod Oxf Engl, 16(9), 1970–1975 Leese H.J (2002) Quiet please, not disturb: a hypothesis of embryo metabolism and viability BioEssays News Rev Mol Cell Dev Biol, 24(9), 845–849 Van Royen E., Mangelschots K., De Neubourg D., et al (1999) Characterization of a top quality embryo, a step towards single-embryo transfer Hum Reprod Oxf Engl, 14(9), 2345–2349 Meseguer M., Herrero J., Tejera A., et al (2011) The use of morphokinetics as a predictor of embryo implantation Hum Reprod Oxf Engl, 26(10), 2658–2671 Wong C.C., Loewke K.E., Bossert N.L., et al (2010) Non-invasive imaging of human embryos before embryonic genome activation predicts development to the blastocyst stage Nat Biotechnol, 28(10), 1115–1121 Scott L., Finn A., O’Leary T., et al (2007) Morphologic parameters of early cleavage-stage embryos that correlate with fetal development and delivery: prospective and applied data for increased pregnancy rates Hum Reprod Oxf Engl, 22(1), 230–240 10 ALPHA Scientists In Reproductive Medicine and ESHRE Special Interest Group Embryology (2011) Istanbul consensus workshop on embryo assessment: proceedings of an expert meeting Reprod Biomed Online, 22(6), 632–646 11 Fenwick J., Platteau P., Murdoch A.P., et al (2002) Time from insemination to first cleavage predicts developmental competence of human preimplantation embryos in vitro Hum Reprod Oxf Engl, 17(2), 407–412 12 Racowsky C., Stern J.E., Gibbons W.E., et al (2011) National collection of embryo morphology data into Society for Assisted Reproductive Technology Clinic Outcomes Reporting System: associations among day cell number, fragmentation and blastomere asymmetry, and live birth rate Fertil Steril, 95(6), 1985–1989 13 Hourvitz A., Lerner-Geva L., Elizur S.E., et al (2006) Role of embryo quality in predicting early pregnancy loss following assisted reproductive technology Reprod Biomed Online, 13(4), 504–509 14 Munné S (2006) Chromosome abnormalities and their relationship to morphology and development of human embryos Reprod Biomed Online, 12(2), 234–253 15 Finn A., Scott L., O’Leary T., et al (2010) Sequential embryo scoring as a predictor of aneuploidy in poor-prognosis patients Reprod Biomed Online, 21(3), 381–390 16 Antczak M and Van Blerkom J (1999) Temporal and spatial aspects of fragmentation in early human embryos: possible effects on developmental competence and association with the differential elimination of regulatory proteins from polarized domains Hum Reprod Oxf Engl, 14(2), 429–447 17 Keltz M.D., Skorupski J.C., Bradley K., et al (2006) Predictors of embryo fragmentation and outcome after fragment removal in in vitro fertilization Fertil Steril, 86(2), 321–324 18 Alikani M., Cohen J., Tomkin G., et al (1999) Human embryo fragmentation in vitro and its implications for pregnancy and implantation Fertil Steril, 71(5), 836–842 19 Ebner T., Yaman C., Moser M., et al (2001) A prospective study on oocyte survival rate after ICSI: influence of injection technique and morphological features J Assist Reprod Genet, 18(12), 623–628 20 Hardy K., Stark J., and Winston R.M.L (2003) Maintenance of the inner cell mass in human blastocysts from fragmented embryos Biol Reprod, 68(4), 1165–1169 21 Magli M.C., Gianaroli L., Ferraretti A.P., et al (2007) Embryo morphology and development are dependent on the chromosomal complement Fertil Steril, 87(3), 534–541 22 Hardarson T., Hanson C., Sjögren A., et al (2001) Human embryos with unevenly sized blastomeres have lower pregnancy and implantation rates: indications for aneuploidy and multinucleation Hum Reprod Oxf Engl, 16(2), 313–318 23 Giorgetti C., Terriou P., Auquier P., et al (1995) Embryo score to predict implantation after in-vitro fertilization: based on 957 single embryo transfers Hum Reprod Oxf Engl, 10(9), 2427–2431 24 Kligman I., Benadiva C., Alikani M., et al (1996) Fertilization and early embryology: The presence of multinucleated blastomerés in human embryos is correlated with chromosomal abnormalities Hum Reprod, 11(7), 1492–1498 25 Moriwaki T., Suganuma N., Hayakawa M., et al (2004) Embryo evaluation by analysing blastomere nuclei Hum Reprod, 19(1), 152–156 26 Meriano J., Clark C., Cadesky K., et al (2004) Binucleated and micronucleated blastomeres in embryos derived from human assisted reproduction cycles Reprod Biomed Online, 9(5), 511–520 27 Van Royen E., Mangelschots K., Vercruyssen M., et al (2003) Multinucleation in cleavage stage embryos Hum Reprod Oxf Engl, 18(5), 1062–1069 28 Hnida C., Engenheiro E., and Ziebe S (2004) Computer-controlled, multilevel, morphometric analysis of blastomere size as biomarker of fragmentation and multinuclearity in human embryos Hum Reprod Oxf Engl, 19(2), 288–293 29 Staessen C and Van Steirteghem A (1998) The genetic constitution of multinuclear blastomeres and their derivative daughter blastomeres Hum Reprod Oxf Engl, 13(6), 1625–1631 30 Biggers J.D and Racowsky C (2002) The development of fertilized human ova to the blastocyst stage in KSOM(AA) medium: is a two-step protocol necessary? Reprod Biomed Online, 5(2), 133–140 31 Rienzi L., Ubaldi F., Minasi M.G., et al (2003) Blastomere cytoplasmic granularity is unrelated to developmental potential of day human embryos J Assist Reprod Genet, 20(8), 314–317 32 Desai N.N., Goldstein J., Rowland D.Y., et al (2000) Morphological evaluation of human embryos and derivation of an embryo quality scoring system specific for day embryos: a preliminary study Hum Reprod Oxf Engl, 15(10), 2190–2196 33 Ebner T., Tews G., Sommergruber M., et al (2005) Cytoplasmic pitting has a negative influence on implantation outcome J Assist Reprod Genet, 22(6), 239–244 34 An Atlas of Human Gametes and Conceptuses: An Illustrated Reference for Assisted Reproductive Technology CRC Press, , accessed: 06/30/2019 35 Van Blerkom J (1990) Occurrence and developmental consequences of aberrant cellular organization in meiotically mature human oocytes after exogenous ovarian hyperstimulation J Electron Microsc Tech, 16(4), 324–346 36 Ebner T., Moser M., Sommergruber M., et al (2005) Occurrence and developmental consequences of vacuoles throughout preimplantation development Fertil Steril, 83(6), 1635–1640 37 Tao J., Tamis R., Fink K., et al (2002) The neglected morula/compact stage embryo transfer Hum Reprod Oxf Engl, 17(6), 1513–1518 38 Skiadas C.C., Jackson K.V., and Racowsky C (2006) Early compaction on day may be associated with increased implantation potential Fertil Steril, 86(5), 1386–1391 39 Lemmen J.G., Agerholm I., and Ziebe S (2008) Kinetic markers of human embryo quality using time-lapse recordings of IVF/ICSIfertilized oocytes Reprod Biomed Online, 17(3), 385–391 40 Rubio I., Kuhlmann R., Agerholm I., et al (2012) Limited implantation success of direct-cleaved human zygotes: a time-lapse study Fertil Steril, 98(6), 1458–1463 41 Zaninovic N., Ye Z., Zhan Q., et al (2013) Cell stage onsets, embryo developmental potential and chromosomal abnormalities in embryos exhibiting direct unequal cleavages (DUCs) Fertil Steril, 100(3), S242 42 Zhan Q., Ye Z., Clarke R., et al (2016) Direct Unequal Cleavages: Embryo Developmental Competence, Genetic Constitution and Clinical Outcome PLoS ONE, 11(12) 43 Chatzimeletiou K., Morrison E.E., Prapas N., et al (2005) Spindle abnormalities in normally developing and arrested human preimplantation embryos in vitro identified by confocal laser scanning microscopy Hum Reprod Oxf Engl, 20(3), 672–682 44 Zhang M., Kothari P., and Lampson M.A (2015) Spindle assembly checkpoint acquisition at the mid-blastula transition PloS One, 10(3), e0119285 45 Practice Committee of American Society for Reproductive Medicine and Practice Committee of Society for Assisted Reproductive Technology (2013) Criteria for number of embryos to transfer: a committee opinion Fertil Steril, 99(1), 44–46 46 Somfai T., Inaba Y., Aikawa Y., et al (2010) Relationship between the length of cell cycles, cleavage pattern and developmental competence in bovine embryos generated by in vitro fertilization or parthenogenesis J Reprod Dev, 56(2), 200–207 47 Liu Y., Chapple V., Roberts P., et al (2014) Prevalence, consequence, and significance of reverse cleavage by human embryos viewed with the use of the Embryoscope time-lapse video system Fertil Steril, 102(5), 1295-1300.e2 48 Balakier H., Cabaca O., Bouman D., et al (2000) Spontaneous blastomere fusion after freezing and thawing of early human embryos leads to polyploidy and chromosomal mosaicism Hum Reprod Oxf Engl, 15(11), 2404–2410 49 Campbell A and Fishel S (2015), Atlas of Time Lapse Embryology, CRC Press 50 Pereda J., Cheviakoff S., and Croxatto H.B (1989) Ultrastructure of a 4cell human embryo developed in vivo Hum Reprod Oxf Engl, 4(6), 680– 688 51 Levy R., Benchaib M., Cordonier H., et al (1998) Annexin V labelling and terminal transferase-mediated DNA end labelling (TUNEL) assay in human arrested embryos Mol Hum Reprod, 4(8), 775–783 52 Van Blerkom J., Davis P., and Alexander S (2001) A microscopic and biochemical study of fragmentation phenotypes in stage-appropriate human embryos Hum Reprod Oxf Engl, 16(4), 719–729 53 Hardarson T., Löfman C., Coull G., et al (2002) Internalization of cellular fragments in a human embryo: time-lapse recordings Reprod Biomed Online, 5(1), 36–38 54 Yakin K., Balaban B., and Urman B (2005) Impact of the presence of one or more multinucleated blastomeres on the developmental potential of the embryo to the blastocyst stage Fertil Steril, 83(1), 243–245 55 Alikani M., Calderon G., Tomkin G., et al (2000) Cleavage anomalies in early human embryos and survival after prolonged culture in-vitro Hum Reprod, 15(12), 2634–2643 56 De Vincentiis S., De Martino E., Buffone M.G., et al (2013) Use of metaphase I oocytes matured in vitro is associated with embryo multinucleation Fertil Steril, 99(2), 414–421 57 Balakier H., Sojecki A., Motamedi G., et al (2004) Time‐dependent capability of human oocytes for activation and pronuclear formation during metaphase II arrest Hum Reprod, 19(4), 982–987 58 Van Blerkom J., Antczak M., and Schrader R (1997) The developmental potential of the human oocyte is related to the dissolved oxygen content of follicular fluid: association with vascular endothelial growth factor levels and perifollicular blood flow characteristics Hum Reprod, 12(5), 1047–1055 59 Balakier H and Cadesky K (1997) The frequency and developmental capability of human embryos containing multinucleated blastomeres Hum Reprod, 12(4), 800–804 60 Fauque P., Audureau E., Leandri R., et al (2013) Is the nuclear status of an embryo an independent factor to predict its ability to develop to term? Fertil Steril, 99(5), 1299-1304.e3 61 Ambroggio J., Gindoff P.R., Dayal M.B., et al (2011) Multinucleation of a sibling blastomere on day suggests unsuitability for embryo transfer in IVF–preimplantation genetic screening cycles Fertil Steril, 96(4), 856–859 62 Jones G (2002) An Atlas of the Ultrastructure of Human Oocytes: a Guide for Assisted Reproduction Aust N Z J Obstet Gynaecol - AUST N Z J OBSTET GYNAECOL, 42, 416–417 63 Nikas G., Ao A., Winston R.M., et al (1996) Compaction and surface polarity in the human embryo in vitro Biol Reprod, 55(1), 32–37 64 Analysis of compaction initiation in human embryos by using time-lapse cinematography - PubMed , 07/01/2019 - NCBI accessed: ... CHUYÊN ĐỀ MỘT SỐ BẤT THƯỜNG CỦA PHÔI GIAI ĐOẠN PHÂN CHIA QUA HỆ THỐNG TIME- LAPSEMỘT SỐ BẤT THƯỜNG CỦA PHÔI GIAI ĐOẠN PHÂN CHIA T QUA HỆ THỐNG TIME- LAPSE Chuyên ngành: Mô – Phôi Thai Học Mã số: 62720102... Những bất thường phôi giai đoạn phân chia quan sát qua hệ thống time- lapse 19 2.1 Bất thường phân chia phôi bào .23 2.2 Bất thường phân mảnh tế bào 38 2.4 Bất thường số lượng... CƯƠNG Phôi giai đoạn phân chia t Phôi giai đoạn phân chia t (Cleavage stage) đặc trưng phân chia đơn giản liên tục phôi bào (Cleavage stage) [1] Giai đoạn kéo dài từ giai đoạn phôi bào giai đoạn