Nghiên cứu tạo, nhân phôi vô tính và rễ bất định cây ngũ gia bì chân chim (schefflera octophylla lour harms)

Nghiên cứu tạo, nhân phôi vô tính và rễ bất định cây Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour. Harms).Nghiên cứu tạo, nhân phôi vô tính và rễ bất định cây Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour. Harms).Nghiên cứu tạo, nhân phôi vô tính và rễ bất định cây Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour. Harms).Nghiên cứu tạo, nhân phôi vô tính và rễ bất định cây Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour. Harms).Nghiên cứu tạo, nhân phôi vô tính và rễ bất định cây Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour. Harms).Nghiên cứu tạo, nhân phôi vô tính và rễ bất định cây Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour. Harms).Nghiên cứu tạo, nhân phôi vô tính và rễ bất định cây Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour. Harms).Nghiên cứu tạo, nhân phôi vô tính và rễ bất định cây Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour. Harms).Nghiên cứu tạo, nhân phôi vô tính và rễ bất định cây Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour. Harms).

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO VIỆN HÀN LÂM KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ VIỆT NAM HỌC VIỆN KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ - HUỲNH THỊ LŨY NGHIÊN CỨU TẠO, NHÂN PHƠI VƠ TÍNH VÀ RỄ BẤT ĐỊNH CÂY NGŨ GIA BÌ CHÂN CHIM (Schefflera octophylla Lour Harms) LUẬN ÁN TIẾN SĨ SINH HỌC THÀNH PHỐ HỒ CHÍ MINH - 2022 BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO VIỆN HÀN LÂM KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ VIỆT NAM HỌC VIỆN KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ NGHIÊN CỨU TẠO, NHÂN PHÔI VƠ TÍNH VÀ RỄ BẤT ĐỊNH CÂY NGŨ GIA BÌ CHÂN CHIM (Schefflera octophylla Lour Harms) Chuyên ngành: Sinh lý học thực vật Mã số: 42 01 12 LUẬN ÁN TIẾN SĨ SINH HỌC NGƯỜI HƯỚNG DẪN KHOA HỌC: TS Nguyễn Hữu Hổ PGS.TS Bùi Văn Lệ THÀNH PHỐ HỒ CHÍ MINH – 2022 iii LỜI CAM ĐOAN Tôi xin cam đoan luận án: “Nghiên cứu tạo, nhân phơi vơ tính rễ bất định Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour Harms)” cơng trình nghiên cứu tơi, hướng dẫn khoa học TS Nguyễn Hữu Hổ PGS.TS Bùi Văn Lệ Nội dung nghiên cứu kết đề tài hoàn toàn trung thực Toàn số liệu kết nghiên cứu chưa sử dụng để cơng bố cơng trình nghiên cứu để nhận học vị, thơng tin trích dẫn luận án trích dẫn nguồn gốc rõ ràng Tơi xin hồn tồn chịu trách nhiệm cam đoan Tp Hồ Chí Minh, ngày 18 tháng 05 năm 2022 Tác giả Huỳnh Thị Lũy LỜI CẢM ƠN Tôi xin trân trọng gửi lời cảm ơn sâu sắc đến PGS.TS Bùi Văn Lệ đặc biệt TS Nguyễn Hữu Hổ, người Thầy tận tâm hướng dẫn, giúp đỡ, truyền đạt kiến thức q báu để tơi hồn thành luận án Tơi xin gửi lời tri ân sâu sắc đến Viện Hàn lâm Khoa học Cơng nghệ Việt Nam, Phịng Đào tạo, Học viện Khoa học Công nghệ, Viện Sinh học nhiệt đới tạo điều kiện thuận lợi cho học tập thực nghiên cứu đề tài Tôi xin gửi lời cảm ơn chân thành đến Sở Giáo dục Đào tạo Phú Yên, Trường THPT chuyên Lương Văn Chánh Phú Yên, tạo điều kiện cho tơi học tập, nghiên cứu Xin bày tỏ lịng biết ơn sâu sắc đến anh chị em phòng Công nghệ gen – Viện Sinh học nhiệt đới, tận tình tạo điều kiện sở vật chất thời gian quý báu để thực nghiên cứu đề tài Sự quan tâm động viên Thầy Cô, anh chị em Viện Sinh học nhiệt đới động lực lớn cho thực đề tài nghiên cứu Chân thành cảm ơn! Tp Hồ Chí Minh, ngày 18 tháng 05 năm 2022 Tác giả Huỳnh Thị Lũy MỤC LỤC LỜI CAM ĐOAN i LỜI CẢM ƠN ii DANH MỤC CÁC KÝ HIỆU, CÁC CHỮ VIẾT TẮT vii DANH MỤC CÁC BẢNG ix DANH MỤC CÁC HÌNH, ĐỒ THỊ xi TÓM TẮT xv SUMMARY xvii MỞ ĐẦU 1 Tính cấp thiết đề tài Mục tiêu đề tài 2.1 Mục tiêu tổng quát 2.2 Mục tiêu cụ thể Ý nghĩa khoa học thực tiễn đề tài 3.1 Ý nghĩa khoa học 3.2 Ý nghĩa thực tiễn Đối tượng phạm vi nghiên cứu 4.1 Đối tượng nghiên cứu 4.2 Phạm vi nghiên cứu .3 Tính đề tài CHƯƠNG TỔNG QUAN TÀI LIỆU 1.1 Giới thiệu Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour Harms) 1.1.1 Nguồn gốc phân bố 1.1.2 Đặc điểm sinh học – sinh thái 1.1.3 Thành phần hóa học công dụng .7 1.1.3.1 Thành phần hóa học 1.1.3.2 Công dụng 10 1.2 Tình hình nghiên cứu phơi vơ tính, rễ bất định số loài thuộc chi quan trọng họ Ngũ gia bì (Araliaceae) 11 1.2.1 Chi Panax 11 1.2.1.1 Phơi vơ tính 11 1.2.1.2 Rễ bất định 14 1.2.2 Chi Acanthopanax 15 1.2.2.1 Phôi vô tính 15 1.2.2.2 Rễ bất định 16 1.2.3 Chi Polyscias 17 1.2.4 Chi Schefflera 18 1.2.4.1 Schefflera octophylla (Lour.) Harms .18 1.2.4.2 Schefflera arboricola (Hayata) Merr 18 1.2.4.3 Schefflera leucantha Viguier 19` 1.2.4.4 Didymopanax morototoni (Aublet) Decaisne et Planchon 19 1.3 Sự phát sinh phơi vơ tính 20 1.3.1 Cơ sở khoa học phát sinh phơi vơ tính 20 1.3.2 Một số nghiên cứu phát sinh phơi vơ tính 22 1.4 Sự hình thành rễ bất định 29 1.4.1 Cơ sở khoa học hình thành rễ bất định 29 1.4.2 Một số nghiên cứu hình thành rễ bất định 31 CHƯƠNG VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP 35 2.1 Nguồn mẫu – Vật liệu nuôi cấy 35 2.1.1 Nguồn mẫu 35 2.1.2 Tạo vật liệu nuôi cấy ban đầu 35 2.2 Nội dung nghiên cứu 36 2.2.1 Nội dung Tạo phơi vơ tính 36 2.2.2 Nội dung Nhân phơi vơ tính 36 2.2.3.Nội dung Tạo rễ bất định 36 2.2.4 Nội dung Nhân rễ bất định 36 2.3 Nội dung Tạo phơi vơ tính 39 2.3.1 Tạo phôi vơ tính trực tiếp từ mơ 39 2.3.1.1 Ảnh hưởng auxin (NAA/IBA) mơi trường khống đến tạo phôi trực tiếp từ mô .39 2.3.1.2 Ảnh hưởng kết hợp auxin BA đến tạo phôi trực tiếp từ mô 39 2.3.1.3 mô Ảnh hưởng nồng độ đường điều kiện chiếu sáng đến tạo phôi trực tiếp từ 40 2.3.1.4 Ảnh hưởng nước dừa đến tạo phôi trực tiếp từ mô 40 2.3.1.5 Tạo in vitro hồn chỉnh từ phơi vơ tính 40 2.3.1.6 Trồng chậu đất 41 2.3.2 Tạo phơi vơ tính gián tiếp qua mô sẹo từ nuôi cấy mô 41 2.3.2.1 Tạo phơi vơ tính gián tiếp qua mô sẹo mảnh (10 x 10 mm) 41 2.3.2.2 Tạo phôi vô tính gián tiếp qua mơ sẹo mảnh (3 x 10 mm) 43 2.4 Nội dung Nhân phơi vơ tính 44 2.4.1 Nhân phôi môi trường đặc 44 2.4.2 Nhân phôi môi trường lỏng .44 2.4.2.1 Ảnh hưởng chất điều hòa sinh trưởng đến tạo phôi thứ cấp qua nuôi lỏng lắc 44 2.4.2.2 Ảnh hưởng khối lượng phôi nuôi cấy đến tăng trưởng sinh khối phơi 45 2.4.2.3 Ảnh hưởng kích thước phôi nuôi cấy đến tạo phôi thứ cấp .45 2.4.2.4 Ảnh hưởng nồng độ đường đến tăng trưởng sinh khối phôi 45 2.4.2.5 Ảnh hưởng cường độ ánh sáng đến tăng trưởng sinh khối phôi 45 2.4.2.6 Ảnh hưởng tỷ lệ nước dừa đến tạo phôi thứ cấp 46 2.4.2.7 Tạo từ phôi nuôi lỏng lắc 46 2.4.3 Quan sát cấu trúc giải phẫu phôi sơ cấp thứ cấp 46 2.4.4 Các tiêu theo dõi phương pháp xác định 46 2.5 Nội dung Tạo rễ bất định 46 2.5.1 Tạo rễ bất định trực tiếp từ mô .46 2.5.1.1 Ảnh hưởng auxin (NAA/IBA) mơi trường khống đến tạo rễ bất định trực tiếp từ mô 46 2.5.1.2 Ảnh hưởng nồng độ đường đến tạo rễ bất định trực tiếp từ mô .47 2.5.1.3 Ảnh hưởng điều kiện chiếu sáng đến tạo rễ bất định trực tiếp từ mô 47 2.5.1.4 Khảo sát hình thái giải phẫu rễ tái sinh trực tiếp từ mô 48 2.5.2 Tạo rễ bất định từ chồi 48 2.5.2.1 Tạo rễ bất định từ chồi có nguồn gốc từ đốt thân vườn ươm 48 2.5.2.2 Tạo rễ bất định từ chồi đốt thân in vitro 49 2.5.2.3 Tạo rễ bất định từ chồi có nguồn gốc phơi vơ tính 49 2.6 Nội dung Nhân rễ bất định môi trường lỏng 50 2.6.1 Ảnh hưởng chất điều hòa sinh trưởng đến phân nhánh rễ 50 2.6.2 Ảnh hưởng nồng độ đường đến tăng trưởng sinh khối rễ .50 2.6.3 Ảnh hưởng khối lượng rễ nuôi cấy đến tăng trưởng sinh khối rễ 50 2.6.4 Khảo sát diễn biến tăng trưởng sinh khối rễ theo thời gian 50 2.7 Điều kiện nuôi cấy in vitro 51 2.8 Phương pháp thống kê xử lý số liệu .51 CHƯƠNG KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 52 3.1 Tạo phơi vơ tính 52 3.1.1 Tạo phơi vơ tính trực tiếp từ mơ 52 3.1.1.1 Ảnh hưởng auxin (NAA/IBA) mơi trường khống đến tạo phơi vơ tính trực tiếp từ mơ .52 3.1.1.2 Ảnh hưởng kết hợp NAA BA đến tạo phôi vô tính trực tiếp từ mơ 57 3.1.1.3 Ảnh hưởng nồng độ đường điều kiện chiếu sáng đến tạo phơi vơ tính trực tiếp từ mơ 60 3.1.1.4 Ảnh hưởng tỷ lệ nước dừa đến tạo phơi vơ tính trực tiếp từ mơ 62 3.1.1.5 Tạo hồn chỉnh từ phơi vơ tính .64 3.1.1.6 Trồng chậu đất 66 3.1.2 Tạo phơi vơ tính gián tiếp 66 3.1.2.1 Tạo phơi vơ tính gián tiếp qua mô sẹo mảnh (10 x 10 mm) 66 3.1.2.2 Tạo phơi vơ tính gián tiếp qua mô sẹo mảnh (3 x 10 mm) 76 3.2 Nhân phôi vô tính 80 3.2.1 Nhân phôi môi trường đặc 80 3.2.2 Nhân phôi môi trường lỏng .82 3.2.2.1 .Ảnh hưởng chất điều hịa sinh trưởng đến tạo phơi thứ cấp 82 3.2.2.2 .Ảnh hưởng khối lượng phôi nuôi cấy đến tăng trưởng sinh khối phôi 83 3.2.2.3 .Ảnh hưởng kích thước phơi đến tạo phơi thứ cấp 86 3.2.2.4 .Ảnh hưởng nồng độ đường đến tăng trưởng sinh khối phôi 88 3.2.2.5 .Ảnh hưởng cường độ ánh sáng đến tăng trưởng sinh khối phôi 90 3.2.2.6 .Ảnh hưởng tỷ lệ nước dừa đến hình thành phơi thứ cấp .91 3.2.2.7 .Tạo từ phôi nuôi lỏng lắc 92 3.2.3 Quan sát cấu trúc giải phẫu phôi sơ cấp phôi thứ cấp 93 3.3 Tạo rễ bất định 96 3.3.1 Tạo rễ bất định trực tiếp từ mô .96 3.3.1.1 .Ả nh hưởng auxin (NAA/IBA) mơi trường khống đến tạo rễ bất định trực tiếp từ mô 96 3.1.1.2 Ảnh hưởng nồng độ đường đến tạo rễ bất định trực tiếp từ mô 104 3.1.1.3 Ảnh hưởng điều kiện chiếu sáng đến tạo rễ bất định trực tiếp từ mô 106 3.1.1.4 Minh họa tái sinh rễ trực tiếp khảo sát hình thái giải phẫu rễ tái sinh trực tiếp 109 3.3.2 Tạo rễ bất định từ chồi 111 3.3.2.1 Tạo rễ bất định từ chồi có nguồn gốc từ đốt thân vườn ươm 111 3.3.2.2 Tạo rễ bất định từ chồi đốt thân in vitro 113 3.3.2.3 Tạo rễ bất định từ chồi có nguồn gốc phơi vơ tính 115 3.4 Nhân rễ bất định môi trường lỏng 117 3.4.1 Ảnh hưởng NAA, IBA đến phân nhánh rễ 117 3.4.2 Ảnh hưởng nồng độ đường đến tăng trưởng sinh khối rễ 121 3.4.3 Ảnh hưởng khối lượng rễ nuôi cấy đến tăng trưởng sinh khối rễ .123 3.4.4 Khảo sát diễn biến tăng trưởng sinh khối rễ theo thời gian 124 KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 127 KẾT LUẬN 127 KIẾN NGHỊ 128 TÀI LIỆU THAM KHẢO 130 PHỤ LỤC DANH MỤC CÁC KÝ HIỆU, CÁC CHỮ VIẾT TẮT AUX Auxin 2,4-D 2,4-Dichlorophenoxyacetic acid 2-iP 6-dimethylallylamino purine ABA Abscisic acid BA Benzyl adenine CK Cytokinin ĐC Đối chứng ĐHST Điều hòa sinh trưởng GA3 Gibberellic acid HPLC High-Performance Liquid Chromatography IAA Indole-3-acetic acid IBA Indole-3-butyric acid IEDC Induced Embryogenic Determined Cell KNSP Khả sinh phôi KLP Khối lượng phôi KLTP Khối lượng tươi phôi LMTB Lát mỏng tế bào MS Murashige Skoog MSSP Mô sẹo sinh phôi NAA α-Naphthaleneacetic acid NGBCC Ngũ gia bì chân chim NSC Ngày sau cấy PEDC Pre-Embryogenic Determined Cell RSV Respiratory Syncytial Virus RN Rễ nhánh RSC Rễ sơ cấp SCV Settled Cell Volume SEM Scanning Electron Microscope SH Schenk Hildebrandt T_TCL transverse_Thin Cell layer TDZ Thidiazuron TEM Transmission Electron Microscope TIBA 2,3,5-triiodobenzoic acid VDC Vein-Derived Cell WPM Woody Plant Medium 66 A Smertenko and P.V Bozhkov, Somatic embryogenesis: life and death processes during apical-basal patterning, Jounal of Experimental Botany, 2014, 65 (5), 1343-1360 67 A Iantcheva, A Barbulova, M Vlahova, A Atanassov, Primary asymmetric division and embryo formation in a single cell suspension of embryogenic Medicago falcata, Biotechnology and Biotechnological Equipment, 2004, 18(3), 27-33 68 S Von Arnold, I Sabala, P Bozhkov, J Dyachok, L Filonova, Developmental pathways of somatic embryogenesis, Plant Cell Tissue and Organ Culture, 2002, 69, 233-249 69 S Kadokura, K Sugimoto, P Tarr, T Suzuki, S Matsunaga, Characterization of somatic embryogenesis initiated from the Arabidopsis shoot apex, Developmental Biology, 2018, 442 (1), 13-27 70 M Zhang, A Wang, M Qin, X Qin, S Yang, S Su, Y Sun, L Zhang, Direct and indirect somatic embryogenesis induction in Camellia oleifera Abel, Frontiers in Plant Science, 2021, 12, 644389 71 L Kharwanlang, MC Das, S Kumaria, P Tandon, High frequency somatic embryos induction from the rhizome explant of Panax pseudoginseng Wall using thin cell layer section International Journal of Applied Biology and Pharmaceutical Technology, 2016a, 7(3), 32-40 72 O.T Kim, T.S Kim, D.S In, K.H Bang, Y.C Kim, Y.E Choi, S.W Cha, N.S Seong, Optimization of direct somatic embryogenesis from mature zygotic embryo78s of Panax ginseng C.A Meyer, Journal of Plant Biology, 2006, 49(5), 348-352 73 Y.J Kim, K Kim, O.R Lee, D.C Yang, High frequency of plant regeneration through cyclic secondary somatic embryogenesis in Panax ginseng, Journal of Ginseng Research, 2012, 36(4), 442-448 74 D.T Nhut, B.V.T Vinh, T.T Hien, N.P Huy, N.B Nam, H.X Chien, Effects of spermidine, proline and carbohydrate sources on somatic embryogenesis from main root transverse thin cell layers of Vietnamese ginseng (Panax vietnamensis Ha et Grushv.), African Journal of Biotechnology, 2012, 11(5), 1084-1091 75 A.H Naing, C.K Kim, B.J Yun, J.Y Jin, K.B Lim, Primary and secondary somatic embryogenesis in Chrysanthemum cv Euro Plant Cell Tiss Organ Culture, 2013, 112, 361-368 76 R Zegzouti, M.F Arnould, J.M Favre, Histological investigation of the multiplication step in secondary somatic embryogenesis of Quercus robur L., Annals of Forest Science, 2001, 58(6), 681-690 77 H.S.M Khierallah and N.H Hussein, The role of coconut water and casein hydrolysate in somatic embryogenesis of date palm and genetic stability detection using RAPD markers Research in Biotechnology, 2013, 4(3), 20-28 78 Tô Thị Nhã Trầm, Trương Phi Yến, Tơn Trang Ánh, Hồng Thanh Tùng, Hà Thị Mỹ Ngân, Dương Tấn Nhựt, Phát sinh phôi soma đinh lăng xẻ nhỏ (Polyscias fruticosa L Harms) thông qua nuôi cấy mẫu ex vitro, Tạp chí Cơng nghệ Sinh học, 2020, 18(3), 497-506 79 G.I Nic-Can and V.M Loyola-Vargas, The role of the auxins during somatic embryogenesis, Somatic Embryogenesis: Fundamental Aspects and Applications, 2016, 171-181 80 M.A Abohatem, Y Bakil, M Baaziz, Plant regeneration from Somatic Embryogenic Suspension Cultures of Date Palm, Methods in Molecular Biology, 2017, 1637, 203-214 81 T Keshvari, A Najaphy, D Kahrizi, A Zebarjadi, Callus induction and somatic embryogenesis in Stevia rebaudiana Bertoni as a medicinal plant, Cellular and Molecular Biology, 2018, 64(2), 46-49 82 O Novák and K Ljung K, Zooming in on plant hormone analysis: tissueand cell-specific approaches, Annual review of Plant Biology, 2017, 68, 323-348 83 X Yang and X Zhang, Regulation of somatic embryogenesis in higher plants Critical Reviews Plant Science, 2010, 29, 36-57 84 R.E Márquez-López, C.A Pérez-Hernández, Á Kú-González, R.M GalazÁvalos, V.M Loyola-Vargas, Localization and transport of indole-3-acetic acid during somatic embryogenesis in Coffea canephora Protoplasma, 2018, 255, 695-708 85 B Jones, S.A Gunneras, S.V Petersson, P Tarkowski, N Graham, S May, K Dolezal, G Sandberg, K.Ljung, Cytokinin regulation of auxin synthesis in Arabidopsis involves a homeostatic feedback loop regulated via auxin and cytokinin signal transduction, Plant Cell, 2010, 22(9), 2956-2969 86 V M Loyola-Vargas and N Ochoa-Alejo, Somatic Embryogenesis An Overeview, Somatic Embryogenesis: Fundamental Aspects and Applications, 2016, 1-8 87 D Leljak-Levanic, S Mihaljevic, and N Bauer, Somatic and zygotic embryos share common developmental features at the onset of plant embryogenesis Acta Physiologiae Plantarum, 2015, 37, 1-14 88 L Michalczuk, T.J Cooke, J.D Cohen, Auxin levels at different stages of carrot somatic embryogenesis, Phytochemistry, 1992, 31, 1097-1103 89 D.M Ribnicky, N IliC, J.D Cohen, T.J Cooke, The effects of exogenous auxins on endogenous indole-3-acetic acid metabolism - The implications for carrot somatic embryogenesis, Plant Physiol, 1996, 112, 549-558 90 B Ayil-Gutiérrez, R.M Galaz-Ávalos, E Peña-Cabrera, V.M Loyola-Vargas, Dynamics of the concentration of IAA and some of its conjugates during the induction of somatic embryogenesis in Coffea canephora, Plant Signaling & Behavior, 2013, 8, e26998 91 H.H Chung, J.T Chen, W.C Chang, Plant regeneration through direct somatic embryogenesis from leaf explants of Dendrobium Biologia Plantarum, 2007, 51, 346-350 92 W.P Gow, J.T Chen, W.C Chang, Effects of genotype, light regime explants possion and orientation on direct somatic embryogenesis from leaf explants of Phalaenopsis orchids, Acta Physiologiae Plantarum, 2009, 31(2), 363-369 93 C.S Raju, A Aslam, K Kathiravan, P Palani, A Shajahan, Direct somatic embryogenesis and plant regeneration from leaf sheath explants of mango ginger (Curcuma amada Roxb.), In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant, 2014, 50, 752-759 94 Y Wang, F Chen, Y Wang, X Li, H Liang, Plant regeneration from immature embryos of Tapiscia sinensis Oliv., an endemic and endangered species in China, Hortscience, 2014, 49(12), 1558-1562 95 Bùi Văn Thế Vinh, Vũ Thị Thủy, Thái Thương Hiền, Đỗ Khắc Thịnh, Dương Tấn Nhựt, Nghiên cứu hình thái giải phẫu cấu trúc phơi q trình phát sinh phơi vơ tính sâm Ngọc Linh (Panax vietnamensis Ha et Grushv.), Tạp chí Khoa học Phát triển, 2014, 7, 1140-1148 96 H.J Shen, J.T Chen, H.H Chung, W.C Chang, Plant regeneration via direct somatic embryogenesis from leaf explants of Tolumnia Louise Elmore ‘Elsa’ Botanical Studies, 2018, 59, 97 H Liang, Y Xiong, B Guo, H Yan, S Jian, H Ren, X Zhang, Y Li, S Zeng, K Wu, F Zheng, J.A Teixeira da Silva, Y Xiong, G Ma, Shoot organogenesis and somatic embryogenesis from leaf and root explants of Scaevola sericea Scientific Reports, 2020, 10, 11343 98 E Rahmat and Y Kang, Adventitious root culture for secondary metabolite production in medicinal plants, A Review, Journal of Plant Biotechnology, 2019, 46(3), 143-157 99 J Yu, W Liu, J Liu, P Qin, L Xu, Auxin control of root organogenesis from callus in tissue culture, Frontiers in Plant Science, 2017, 8, 1835 100 X.H Cui, H.N Murthy, C.H Wu, K.Y Paek, Sucrose-induced osmotic stress affects biomass, metabolite, and antioxidant levels in root suspension cultures of Hypericum perforatum L., Plant Cell Tissue and Organ Culture, 2010, 103, 7-14 101 A.H Ahkami, M Melzer, M.R Ghaffari, S Pollmann, M.G Javid, F Shahinnia, M.R Hajirezaei, U Druege, Distribution of indole-3-acetic acid in Petunia hybrida shoot tip cuttings and relationship between auxin transport, carbohydrate metabolism and adventitious root formation, Planta, 2013, 238, 499–517 102 L Guan, R Tayengwa, Z Cheng, W.A Peer, A.S Murphy, M Zhao, Auxin regulates adventitious root formation in tomato cuttings, Plant Biology, 2019, 19, 435 103 K.H Lo, Factor affecting shoot organogenesis in leaf disc culture of African violet, Scientia Hoticulturae, 1997, 72(1), 49-57 104 R.J Rose, X.D Wang, K.E Nolan and B.G Rolfe, Root meristems in Medicago truncatula tissue culture arise from vascular-derived procambiallike cells in a process regulated by ethylene, Journal of Experimental Botany, 2006, 57(10), 2227-2235 105 T Murashige and F Skoog, A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue culture, Physiol Plant, 1962, 15, 473-497 106 O.L Gamborg, R.A Miller, K Ojima, Nutrient requirement of suspensions cultures of soybean root cells, Experimental cell research, 1962, 50(1), 151158 107 R.U Schenk and A.C Hildebrandt, Medium and techniques for induction and growth of monocotyledonous and dicotyledonous plant cell culture, Canadian Journal Botany, 1972, 50, 199-204 108 S Merkle, W Parrott, B Flinn, Morphogenic Aspects of Somatic Embryogenesis, In vitro Embryogenesis in Plants (Current Plant Science and Biotechnology in Agriculture), 1995, 20, 155-203 109 R Fernández-Da Silva, L Hermoso-Gallardo, A Menéndez-Yuffá, Primary and secondary somatic enbryogenesis in leaf sections and cell suspensions of Coffea arabica cv Catimor, Interciencia, 2005, 30(11), 694-698 110 H.M.S Aboshama, Direct somatic embryogenesis of pepper (Capsicum annuum L.), World Journal of Agricultural Sciences, 2011, (6), 755-762 111 E Minyaka, N Niemenak, Fotso, A Sangare, D.N Omokolo, Effect of MgSO4 and K2SO4 on somatic embryo diffirentiation in Theobroma cacao L., Plant Cell Tissue and Organ Culture, 2008, 94(2), 149-160 112 M.S.D Ibrahima, R.S Hartatib, R Rubiyoa, A Purwitoc, S Sudarsono, Direct and indirect somatic embryogenesis on Arabica coffee (Coffea arabica), Indonesian Journal of Agricutural Science, 2013, 14(2), 79-86 113 Y Aoshima Y, Efficient embryogenesis in the callus of tea (Camellia sinensis) enhanced by the osmotic stress or antibiotics treatment, Plant Biotechnol, 2005, 22, 277-280 114 C Anjaneyulu, B Shyamkuma, C Giri, Somatic embryogenesis from callus cultures of Terminalia chebula Retz.: An important medicinal tree, Trees – Structure and function, 2004, 18(5), 547-552 115 Y.J Kim, M.K Kim, J.S Shim, R.K Pulla, D.C Yang, Somatic embryogenesis of two new Panax ginseng cultivars, Yun-Poong and ChunPoong, Russian Journal of Plant Physiology, 2010, 57(2), 283-289 116 A Prades, M Dornier, N Diop, J.P Pain, Coconut water uses, composition and properties: A review, Fruits, 2012, 67, 87–107 117 Mai Trường, Trần Thị Ngọc Hà, Phan Tường Lộc, Lê Tấn Đức, Trần Trọng Tuấn, Đỗ Đăng Giáp, Bùi Đình Thạch, Phạm Đức Trí, Nguyễn Đức Minh Hùng, Nguyễn Thị Thanh, Nguyễn Văn Kết, Trần Công Luận, Nguyễn Hữu Hổ, Nghiên cứu ni cấy mơ sẹo có khả sinh phơi mô phôi sâm Ngọc Linh (Panax vietnamensis Ha et Grushv., Tạp chí Sinh học, 2013, 35(3se), 145-157 118 J.Y Kim, P.B Adhikari, C.H Ahn, D.H Kim, Y.C Kim, J.K Han, S Kondeti, Y.E Choi, High frequency somatic embryogenesis and plant regeneration of interspecific ginseng hybrid between Panax ginseng and Panax quinquefolius, Journal Ginseng Research, 2019, 43,38-48 119 M Ali, A Mujib, D Tonk, N Zafar, Plant regeneration through somatic embryogenesis and genome size analysis of Coriandrum sativum L, Protoplasma, 2017, 254(1), 343-352 120 W.M Irene, H.L Alumiro, K.K Asava, C.O Agwanda, S.E Anami, Effects of genotype and plant growth regulators on callus induction in leaf cultures of Coffea arabica L F1 hybrid, Journal Plant Biochemistry Physiology, 2019, 7, 236 121 P Giridhar, V Kumar, E.P Indu, G.A Ravishankar, A Chandrasekar, Thidiazuron induced somatic embryogenesis in Coffea arabica L and Coffea canephora P ex Fr, Acta Botanica Croatica, 2004, 63 (1), 25–33 122 N Burbulis, A Blinstrubiene, V Jonytiene, In vitro regeneration from leaf explants of Petunia hybrida L Propag Ornam Plants, 2015, 15, 47–52 123 A Blinstrubiene, N Burbulis, V Jonytiene, R Masiene R, Evaluation of factors affecting direct organogenesis in a somatic tissue culture of Sinningia speciosa (Lodd.) Hiern, Agronomy, 2020, 10(11), 1783 124 Y Zhang, T.A Bozorov, D.X Li, P Zhou, X.J Wen, Y Ding, D.Y Zhang, An efficient in vitro regeneration system from different wild apple (Malus sieversii) explants, Plant Methods, 2020, 16,56 125 S.B Mostafiz, A Wagiran, Efficient callus induction and regeneration in selected indica rice, Agronomy, 2018, 8, 77 126 X Deng, Y Xiong, J Li, D Yang, J Liu, H Sun, H Song, Y Wang, J Ma, Y Liu, M Yang, The establishment of an efficient callus induction system for lotus (Nelumbo nucifera), Plants, 2020, 9(11),1436 127 S.L Zhong, S.G Zhong, Morphological and ultrastructural characteristics of the embryogenic callus of American ginseng, Chin J Bot, 1992, 4, 92-98 128 M.D Gaj, Factors influencing somatic embryogenesis induction and plant regeneration with particular reference to Arabidopsis thaliana (L.) Heynh, Plant Growth Regulation, 2004, 43: 27–47 129 S Hussein, R Ibrahim, A.L.P Kiong, Somatic embryogenesis: an alternative method for in vitro micropropagation, Iranian Journal of Biotechnology, 2006, 4(3), 156-161 130 Y Sun, X Zhang, S Jin, S Liang, Y Nie, Somatic embryogenesis and plant regeneration in wild cotton (Gossypium klotzschianum), Plant Cell Tissue Organ Culture, 2003, 75, 247-253 131 K.P Martin, Plant regeneration through direct somatic embryogenesis on seed coat explants of cashew (Anacardium occidentale L.), Science Horticulturae, 2003, 98(3), 299-304 132 M Umehara and H Kamada H, Development of the embryo proper and the suspensor during plant embryogenesis, Plant Biotechnology, 2005, 22, 253260 133 O.J Parra-Penalosa and G.O Cancino-Escalante, Evaluation of induction of somatic embryogenesis from cotyledonary leaves of banana passion fruit (Passiflora mollissima) L.H Bailey, Respuestas, 2019, 24(3), 31-38 134 SA Kahrawat and S Chand, Continuous somatic embyogenesis and plant regeneration from hypocotyl segments of Psoralea corylifolia Linn., an endangered and medicinally important Fabaceae plant, Current Science Assocation, 2001, 81, 1328-1331 135 D Sharada, P.S Krishna, N.R Swamy, Plant Regeneration via somatic embryogenesis in Solanum nigrum L (Black nightshade) (Solanaceae), Biotechnology Journal International, 2019, 23(1), 1-9 136 E Corredoira, A Ballester, A.M Vieitez, Proliferation, maturation and germination of Castanea sativa Mill somatic embryos originated from leaf explants, Annals of Botany, 2003, 92(1), 129–136 137 T Hazubska-Przybyl, E Ratajczak, A Obarska, E Pers-Kamczyc, Different roles of auxins in somatic embryogenesis efficiency in two Picea species, International Journal of Molecular Sciences, 2020, 21(9), 3394 138 D.E Sakr and R.M.S Sayed, Morpho- histological observations on somatic embryogenesis in mature embryo derived callus of Oryza sativa L cv Sakha, 101, Journal of Scientific Reseach in Science, 2018, 35(1), 126-141 139 J.L.D Cipriano, A.C.F Cruz, K.C Mancini, E.R Schmildt, J.C Lopes, W.C Otoni, R.S Alexandre, Somatic embryogenesis in Carica papaya as affected by auxins and explants, and morphoanatomical-related aspects Anais da Academia Brasileia de Ciencias, 2018, 90(1), 385-400 140 E Grzebelus, M Szklarczyk, R Baranski, An improved protocol for plant regeneration from leaf and hypocotyl-derived protoplasts of carrot Plant Cell Tissue Organ Culture, 2012, 109, 101-109 141 J Friml, A Vieten, M Sauer, D Weijers, H Schwartz, T Hamann, R Offringa, G Jürgens, Efflux-dependent auxin gradients establish the apical basal axis of Arabidopsis Nature, 2003, 426, 147-153 142 G.D Ascough and C.W Fennell, The regulation of plant growth and development in liquid culture, South African Journal of Botany, 2004, 70(2), 181–190 143 J.A Teixeira da Silva, J Dobranszki, Plant thin cell layers: update and perspectives, Folia Hort, 2015, 27(2), 183-190 144 V.T Hien, N.P Huy, B.V.T Vinh, H.X Chien, H.T Tung, N.B Nam, V.Q Luan, D.T Nhut Somatic embryogenesis from leaf transverse thin cell layer derived-callus of Vietnamese ginseng (Panax vietnamensis Ha et Grushv.), Tạp chí Cơng nghệ Sinh học, 2016, 14(1), 63-73 145 N Sabooni and A Shekafandeh, Somatic embryogenesis and plant regeneration of blackberry using the thin cell layer technique, Plant Cell Tissue Organ Culture, 2017, 130: 313–321 146 J.E Scherwinski-Pereira, R.S da Guedes, Jr P.C.P Fermino, T.L Silva, F.H.S Costa, Somatic embryogenesis and plant regeneration in oil palm using the thin cell layer technique, In Vitro Cellular and Development Biology Plant, 2010, 46, 378-385 147 M Pandey, U Dhar, S.S Samant, M.V Shirgurkar, S.R Thengane, Recurrent somatic embryogenesis and plant regeneration in Angelica glauca Edgew., a critically endangered medicinal plant of the Western Himalaya, Journal of Horticultural Science & Biotechnology, 2011, 86(5), 493–498 148 I Sivanesan, M.S Son, S Jana, B.R Jeong, Secondary somatic enbryogenesis in Crocus vernus (L.) Hill, Propagation of Ornamental Plants, 2012, 12(3), 163- 170 149 G Wang, C Xu, S Yan, B Xu, An efficient somatic embryo liquid culture system for potential use in large-scale and synchronic production of Anthurium andraeanum seedlings, Fronties in Plant Science, 2019, 10,29 150 M Malik, Comparison of different liquid/solid culture systems in the production of somatic embryos from Narcissus L ovary explants, Plant Cell Tissue and Organ Culture, 2008, 94, 337–345 151 A.L De Rezende Maciel, F.A Rodrigues, M Moacir Pasqual, C.H.S De Carvalho, Large-scale, high-efficiency production of coffee somatic embryos, Crop Breeding and Applied Biotechnology, 2016, 16, 102-107 152 T.S Mariani, Sjafrullatif, N.G Wardjo, H Miyake, Initiation and proliferation of globular somatic embryos of oil palm (Elaeis guineensis, Jacq.) observed by inverted and transmission electron microscopy International Journal of Basic & Applied Sciences, IJBAS-IJENS 2014, 14(1), 1-7 153 C Guillou, A Fillodeau, E Brulard, D Breton, S De Faria Maraschin, D Verdier, M Simon, J.D Ducos, Indirect somatic embryogenesis of Theobroma cacao L in liquid medium and improvement of embryo-to-plantlet conversion rate, In Vitro Cellular & Developmental Biology, Plant, 2018, 54, 377-391 154 B.B Misra and S Dey, Culture of East Indian sandalwood tree somatic embryos in air-lift bioreactors for production of santalols, phenolics and arabinogalactan proteins, AoB Plants, 2013, 5, plt 025 155 L García-Águila, R Gómez-Kosky, Y Alvarado Capó, Z Sarría Hernández, N Albany, J Vílchez, M Reyes Vega, B Pérez Pérez, A Rodríguez Concepción, Effect of inoculation density of somatic embryos for obtaining plantain FHIA-21 (AAAB) cultivars, Cultivos Tropicales, 2016, 37(1), 57-64 156 R.R Nair and S.D Gupta, High-frequency plant regeneration through cyclic secondary somatic embryogenesis in black pepper (Piper nigrum L.), Plant Cell Reports, 2006, 24(12), 699-707 157 S Te-chato and A Hilae, High-frequency plant regeneration through secondary somatic embryogenesis in oil palm (Elaeis guineensis Jacq var Tenera) Journal of Agricultural Technology, 2007, 3(2), 345-357 158 S Hussein, R Ibrahim, A.L.P Kiong, N.M Fadzillah, S.K Daud, Micropropagation of Eurycoma longifolia Jack via formation of somatic embryogenesis, Asian Journal of Plant Sciences, 2005, 4(5),472-485 159 T Cosic, B Vinterhalter, D Vinterhalter, N Mitic, A Cingel, J Savic, B Bohanec, S Ninkovic, In vitro plant regeneration from immature zygotic embryos and repetitive somatic embryogenesis in kohlrabi (Brassica oleracea var gongylodes), In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant, 2013, 49(3), 294-303 160 M.S.D Ibrahima, R.S Hartatib, Rubiyoa, A Purwitoc, Sudarsono Direct and indirect somatic embryogenesis on Arabica coffee (Coffea arabica), Indonesian Journal of Agricultural Science, 2013, 14(2), 79-86 161 E Corredoira, A Ballester, M Ibarra, A.M Vieitez, Induction of somatic embryogenesis in explants of shoot cultures established from adult Eucalyptus globulus and E saligna × E maidenii trees Tree Physiology, 2015, 35, 678690 162 G Daigny, H Paul, R.S Sangwan, B.S Sangwan-Norreel, Factors influencing secondary somatic embryogenesis in Malus x domestica Borkh (cv 'Gloster 69'), Plant Cell Reports, 1996, 16(3-4), 153-157 163 M Al Shamari, H.Z Rihan, M.P Fuller, An effective protocol for the production of primary and secondary somatic embryos in cauliflower (Brassica oleraceae var Botrytis), Agri Res & Tech, 2018, 14(1), 38-46 164 J.W.H Yong, L Ge, Y.F Ng, S.N Tan, The chemical composition and biological properties of coconut (Cocos nucifera L.) water, Molecules, 2009, 14, 5144-5164 165 S.M Khalil, K.T Cheah, E.A Perez, D.A Gaskill, J.S Hu, Regeneration of banana (Musa spp AAB cv Dwarf Brazilian) via secondary somatic embryogenesis, Plant Cell Reports, 2002, 20,1128-1134 166 H.K Moon, S.Y Park, Y.W Kim, S.H Kim, Somatic embryogenesis and plantlet production using rejuvenated tissues from serial grafting of a mature Kalopanax septemlobus tree, In Vitro Cellular & Developmental Biology.Plant, 2008, 44(2), 119-127 167 I.M Al-Khayri, Somatic Embryogenesis of Date Palm (Phoenix dactylifera L.) Improved by Coconut Water Biotechnology, 2010, 9(4), 477-484 168 Y Chirakiattikun and S Prakaisrithongkham, Micropropagation of Schefflera leucantha Thai Science and Technology Journal, 2004, 12(2), 34-40 169 J.L Yang, E.S Seong, M.J Kim, B.K Ghimire, W.H Kang, C.Y Yu, C.H, Direct somatic embryogenesis from pericycle cells of broccoli (Brassica oleracea L var Italica) root explants Plant Cell Tissue and Organ Culture, 2010, 100(1), 49-58 170 K.D Xu, W Wang, D.S Yu, X.L Li, J.M Chen, B.J Feng, Y Zhao, M.J Cheng, X.X Liu, C.W Li, NAA at a high concentration promotes efficient plant regeneration via direct somatic embryogenesis and SE-mediated transformation system in Ranunculus sceleratus, Scientific Reports, 2019, 9, 18321 171 M Sukhada, K.Y Prathibha, H.D Soumya, R.M Ranganath, The origin and development of secondary somatic embryos in banana cv Nanjangud Rasbale (Silk GP Rasthali, AAB) Acta Horticulture, 2010, 865, 349-351 172 E.U Kurczynska, M.D Gaj, A Ujczak, E Mazur, Histological analysis of direct somatic embryogenesis in Arabidopsis thaliana (L.) Heynh Planta, 2007, 226(3), 619-628 173 A Onay, Histology of somatic embryogenesis in cultured leaf explants of pistachio (Pistacia vera L.), Turkisk Journal Botany, 2000, 24, 91-95 174 N Imin, M Nizamidin, D Daniher, K.E Nolan, R.J Rose and B.G Rolfe Proteomic analysis of somatic embryogenesis in Medicago truncatula, Plant Physiology, 2005, 137, 1250-1260 175 C Thomas, D Meyer, C Himber C and A Steinmetz, Spatial expression of a sunflower SERK gene during induction of somatic embryogenesis and shoot organogenesis Plant Physiology and Biochemistry, 2004, 42, 35-42 176 S.V Eduardo, In vitro root induction and plumule explants of Helianthus annuus, Environmental and Experimental Botany, 1998, 39, 271-277 177 J Yu, W Liu, J Liu, P Qin, L Xu, Auxin control of root organogenesis from callus in tissue culture, Frontiers in Plant Science, 2017, 8, 1835 178 Dương Tấn Nhựt, Một số phương pháp, hệ thống nghiên cứu công nghệ sinh học thực vật, NXB Nông nghiệp TP HCM, 2010, 218 tr 179 A.P.K Ling, K.P Tan, S Hussein, Comparative effects of plant growth regulators on leaf and stem explants of Labisia pumila var, Alata Journal of Zhejiang University-SCIENCE B (Biomedicine & Biotechnology), 2013, 14(7), 621-631 180 K Roberts, Auxin, In: Handbook of Plant Science, John Wiley & Sons Ltd., USA, 2007, 352-360 181 S Hussein, A.P.K Ling, T.H Ng, R Ibrahim and K.Y Paek, Adventitious roots induction of recalcitrant tropical woody plant, Eurycoma longifolia Romanian Biotechnological Letters, 2012, 17(1), 7026-7025 182 M.Z Saiman, N.R Mustafa, A.E Schulte, R Verpoorte, Y.H Choi, Induction, characterization, and NMR-based metabolic profiling of adventitious root cultures from leaf explants of Gynura procumbens, Plant Cell Tissue Organ Culture, 2012, 109, 465–475 183 S.N Sharmaa, Z Jhaa and R.K Sinha, Establishment of in vitro adventitious root cultures and analysis of andrographolide in Andrographis paniculata, Natural Product Communications, 2013, 8(8), 1045-1047 184 S Nandagopal and B.D.R Kumari, Effectiveness of auxin induced in vitro root culture in chicor, Journal of Central European Agriculture, 2007, 8(1), 7380 185 M.M Khalafalla, H.M Daffalla, H.A El-Shemy and E Abdellatef, Establishment of in vitro fast-growing normal root culture of Vernonia amygdalina - a potent African medicinal plant, African Journal of Biotechnology, 2009, 8(21), 5952-5957 186 K.W Yu, W.Y Gao, E.J Hahn and K.Y Paek, Effects of macro elements and nitrogen source on adventitious root growth and ginsenoside production in ginseng (Panax ginseng C.A Meyer), Journal of Plant Biology, 2001, 44(4), 179-184 187 Nguyễn Thị Liễu, Nguyễn Trung Thành, Nguyễn Văn Kết, Nghiên cứu khả tạo rễ bất định sâm Ngọc Linh (Panax vietnamensis Ha et Grushv.) ni cấy in vitro, Tạp chí Khoa học ĐHQGHN, Khoa học Tự nhiên Công nghệ, 2011, 27, 30-36 188 H.J Kim, E.J Chang, H.I Oh, Saponin production in submerged adventitious root culture of Panax ginseng as affected by culture conditions and elicitors Asia Pacific Journal Molecular Biology Biotechnology, 2005, (13), 87-91 189 D.J James, Adventitious root formation in vitro in apple rookstock (Malus pumila), Phyosilogia Plantarum, 1983, 57, 213 -218 190 A.P.K Ling, M.F Chin, S Hussein, Adventitious roots production of Centella asiatica in response to plant regulators and sucrose concentration, Medicinal and Aromatic Plant Science and Biotechnology, 2009a, 3(1), 36-41 191 F Taj, M.A Khan, H Ali and R.S Khan, Improved production of industrially important essential oils through elicitation in the adventitious roots of Artemisia amygdalina, Plants, 2019, 8(10), 430 192 V.P Pandey, E Cherian and G Patani, Effect of growth regulators and culture conditions on direct root induction of Rauwolfia serpentina L (Apocynaceae) Benth by leaf explants, Tropical Journal of Pharmaceutical Research, 2010, 9(1), 27-34 193 A.P.K Ling, K.M Kok, S Hussein and S.L Ong SL, Effects of plant growth regulators on adventitious roots induction from different explants of Orthosiphon stamineus, American-Eurasian Journal of Sustainable Agriculture, 2009b, 3(3), 493-501 194 J Samaj, M Bobak, D Kubosnikova, J Kristin, E Kolarik, M Ovecka, A Blehova, Bundle sheet cells are responsible for direct root regeneration from leaf explants of Helianthus occidentalis, Journal Plant Physiology, 1999, 154, 89-94 195 N.A Yusuf, N.S.M Rahim, S.Z.A Azhar, K.A Ghani, S Sommano, N Khalid, Adventitious root cultures of Boesenbergia rotunda as a source of pinostrobin International Journal on Advanced Science, Engineering and Information Technology, 2018, 8(2), 377-383 196 H Fazal, B.H Abbasi, N Ahmad, Optimization of adventitious root culture for production of biomass and secondary metabolites in Prunella vulgaris L, Applied Biochemistry and Biotechnology, 2014, 174(6), 2085-2095 197 P.S Kaushik, M.K Swamy, S Balasubramanya, M Anuradha, Rapid plant regeneration, analysis of genetic fidelity and camptothecin content of micropropagated plants of Ophiorrhiza mungos Linn - a potent anticancer plant, Journal of Crop Science and Biotechnology, 2015, 18, 1-8 198 P Baskaran and N Jayabalan, Psoralen production in hairy roots and adventitious roots cultures of Psoralea coryfolia, Biotechnology Letters, 2009, 31, 1073-1077 199 N Praveen, S.H Manohar, P.M Naik, A Nayeem, J.H Jeong, H.N Murthy, Production of andrographolide from adventitious root cultures of Andrographis paniculata, Current Science, 2009, 96(5), 694-697 200 T Khan, B.H Abbasi, M.A Khan, M Azeem, Production of biomass and useful compounds through elicitation in adventitious root cultures of Fagonia indica Industrial Crops and Products, 2017, 108(1), 451-457 201 P.K Silja and K Satheeshkumar, Establishment of adventitious root cultures from leaf explants of Plumbago rosea and enhanced plumbagin production through elicitation, Industrial Crops and Products, 2015, 76, 479-486 202 H Wu, Y.H Dewir, E.J Hahn, K.Y Paek, Optimization of culturing conditions for the production of biomass and phenolics from adventitious roots of Echinacea angustifolia, Journal of Plant Biology, 2006, 49(3), 193199 203 J.Y Zhang, T.W Bae, K.H Boo, H.J Sun, I.J Song, C.H Pham, M Ganesan, D.H Yang, H.G Kang, S.M Ko, K.Z Riu, P.O Lim, H.Y Lee, Ginsenoside Production and morphological characterization of wild ginseng (Panax ginseng Meyer) mutant lines induced by g-irradiation (60Co) of adventitious roots, Journal Ginseng Research, 2011, 35(3), 283-293 204 A Ahmad, H Ali, H Khan, A Begam, S Khan, S.S Ali, N Ahmad, H Fazal, M Ali, C Hano, N Ahmad and B.H Abbasi, Effect of gibberellic acid on production of biomass, polyphenolics and steviol glycosides in adventitious root cultures of Stevia rebaudiana (Bert.), Plants, 2020, 9, 420 205 M Ziv, Quality of micropropagated plants - vitrification In Vitro Cellular Biology, 1991, 27, 64–69 PHỤ LỤC Thành phần môi trường MS (Murashige Skoog, 1962), SH (Schenk Hildebrandt, 1972) B5 (Gamborg cs., 1968) Thành phần MS (mg/L) SH (mg/L) B5 (mg/L) 1.900 1.650 2.500 2.500 Khoáng đa lượng KNO3 NH4NO3 NH4H2PO4 (NH4)2SO4 MgSO4.·7H2O CaCl2·2H2O KH2PO4 NaH2PO4·H2O Khoáng vi lượng MnSO4·H2O MnSO4·4H2O KI H3BO3 ZnSO4·7H2O CuSO4·5H2O Na2MoO4·2H2O CoCl2·6H2O FeSO4·7H2O Na2EDTA 300 370 440 170 400 200 134 250 150 150 22,3 0,83 6,2 8,6 0,025 0,25 0,025 27,8 37,3 10,0 10,0 1,0 5,0 1,0 0,2 0,1 0,1 15,0 20,0 0,75 3,0 2,0 0,025 0,25 0,025 27,8 37,3 5,0 0,5 5,0 1.000 1,0 1,0 10,0 100 Vitamin Nicotinic acid Pyridoxine-HCl Thiamine-HCl myo-Inositol Glycine 0,5 0,5 0,1 100 2.0 ... tạo, nhân phơi vơ tính rễ bất định Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla Lour Harms)? ?? phục vụ định hướng dài hạn sử dụng nguồn phơi vơ tính, rễ bất định cho nghiên cứu nhân giống, thu nhận... 1.1 Hình thái số phận Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla) Hình 2.1 Cây Ngũ gia bì chân chim (Schefflera octophylla) 35 Hình 2.2 Lá kép Ngũ gia bì chân chim vật liệu nuôi cấy... DỤC VÀ ĐÀO TẠO VIỆN HÀN LÂM KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ VIỆT NAM HỌC VIỆN KHOA HỌC VÀ CÔNG NGHỆ NGHIÊN CỨU TẠO, NHÂN PHƠI VƠ TÍNH VÀ RỄ BẤT ĐỊNH CÂY NGŨ GIA BÌ CHÂN CHIM (Schefflera octophylla