chì
Kết quả nghiên cứu cho thấy hoạt tính CAT trong gan cá trôi sau 15 và 30 ngày phơi nhiếm thấp hơn rất nhiều lần so với thời điểm 0 ngày trước khi bị phơi nhiễm Pb. Sau 45 và 60 ngày phơi nhiễm hoạt tính CAT đã bắt đầu cao hơn thời điểm trước khi phơi nhiễm, cụ thể ngày thứ 45 của quá trình thí nghiệm ở bể 1 hoạt tính CAT đo được là 63,063±12,89 (units/mg), ở bể 2 hoạt tính CAT là 73,97±3,27 và ở bể 3 hoạt tính CAT là 68,42±8,12; đến thời điểm 60 ngày bể 1 có hoạt tính CAT là 82,14±3,34 (units/mg), bể 2 có hoạt tính CAT là 93,23±2,37 và bể 3 là 95,66±9,7. Như vậy sau 45 đến 60 ngày phơi nhiễm hoạt tính CAT của các bể thí nghiệm đã tăng gấp 1,8 đến 3,5 lần so với thời điểm 0 ngày. Ngay cả ở bể đối chứng cũng có sự tăng nhưng không mang ý nghĩa thống kê vì p<0,05. Còn đối với các bể thí nghiệm ta thấy sự sai khác là có ý nghĩa thống kê với p<0,05 và p<0,001.
Giải thích kết quả trên có thể do ở giai đoạn 15 và 30 ngày đầu khi phơi nhiễm Pb đã có sự tác động vào cơ chế giải độc bằng CAT của cá trôi làm cho hoạt tính CAT có sự sụt giảm, hay nói cách khác cá bị sốc với môi trường có Pb trong thời gian đầu phơi nhiễm. Đến giai đoạn 45 và 60 ngày sau cá Trôi mới bắt đầu hình thành cơ thể giải độc nên hoạt tính CAT đo được ở thời điểm này tăng lên.
Khi chúng ta đem so sánh hoạt tính CAT của gan cá trôi ở các bể thí nghiệm có nồng độ chì khác nhau ta thấy sự sai khác không có ý nghĩa thống kê (p>0,05).
Điều này cho thấy hoạt tính CAT có đáp ứng với ô nhiễm chì nhưng không đáp ứng với các nồng dộ chì khác nhau.
3.2.1.4 So sánh sự hoạt tính CAT giữa các loài cá nghiên cứu sống trong môi trường có chứa chì
Kết quả so sánh hoạt tính enzyme CAT trong môi trường chứa chì của ba loài cá sau 60 ngày phơi nhiễm được thể hiện ở bảng 16 và hình 16.
Bảng 16. Hoạt tính CAT của gan 3 loài cá nghiên cứu trong môi trường có Pb sau 60 ngày phơi nhiễm (units/mg)
Ngày Bể 1 0,02mg/l Bể 2 0,05mg/l Bể 3 0,2mg/l Rô phi 79,33±6,1 76,99±6,63 93,01±6,29 Chép 81,99±19,76 103,76±6,6 120,7±9,92 Trôi 82,14±3,34 93,23±2,37 95,66±9,7
Hình 16. Đồ thị so sánh hoạt tính của enzyme CAT giữa 3 loài cá nghiên cứu trong môi trường có chì
Số liệu cho thấy: trong môi trường chứa Pb hoạt tính của enzyme CAT trong gan cá của cả 3 loài cá nghiên cứu đều cao nhất là ở bể thí nghiệm 3, bể có nồng độ chì cao nhất (0,2 mg/l). Như vậy hoạt tính CAT trong gan cá của cả 3 loài rô phi, chép và trôi đều đáp ứng với ô nhiễm chì.
Khi so sánh hoạt tính CAT giữa 3 loài ở cả 3 bể thí nghiệm thì đều cho thấy hoạt tính CAT trong gan cá chép là cao nhất, tiếp đến trôi và rô phi. Liên hệ với hàm lượng chì trong thịt cá ta thấy cá chép cũng cao nhất so với hai loài cá trên. Điều này cho thấy cá chép nhạy cảm với ô nhiễm chì hơn cá rô phi và cá trôi.
3.2.2. Trong môi trường nước có Cd 3.2.2.1. Cá Rô phi 3.2.2.1. Cá Rô phi
Kết quả phân tích hoạt tính enzyme catalaza trong gan cá rô phi được thể hiện trong bảng 17 và hình 17.
Bảng 17. Biến động hoạt tính CAT trong gan cá Rô phi theo thời gian phơi nhiễm Cd (units/mg) Ngày Bể đối chứng Bể 1 0,005mg/l Bể 2 0,01mg/l Bể 3 0,05mg/l 0 14,61± 0,69 14,61± 0,69 14,61± 0,69 14,61± 0,69 15 33,7±5,64 52,48±7,61 40,9±8,1 24,21±2,01 30 22,84±9,94 28,66±5,97 26,36±4,08 19,71±2,76 45 47,96±2,83 69,35±10,02 67,52±9,37 89,07±6,42 60 10,32±1,35 19,69±3,65 22,28±1,58 20,22±1,56
Hình 17. Biến động hoạt tính CAT trong gan cá Rô phi theo thời gian phơi nhiễm cadimi
Qua phần số liệu và đồ thị ta có thể thấy ở cá rô phi CAT được tăng khá sớm ở tất cả các bể nuôi. Sau 15 phơi nhiễm Cd hoạt tính CAT trong gan cá rô phi đã tăng đáng kể so với thời điểm 0 ngày và sau 45 ngày hoạt tính CAT đo được đạt giá trị cao nhất chứng tỏ đây là thời điểm enzyme này được hình thành mạnh nhất với p<0,05, do vậy số liệu có ý nghĩa thống kê.
Sự biến thiên về hoạt tính CAT gần giống như đồ thị hình sin, tăng và giảm luân phiên nhau: Các thời điểm 30 và 60 ngày lượng enzyme có sự giảm sút so với thời điểm 15 và 45 ngày hoạt tính enzyme lại tăng có thể do thay đổi theo chu kì đào thải và tích lũy kim loại trong cá.
Khi so sánh hoạt tính CAT của gan cá giữa các bể thí nghiệm có nồng độ khác nhau thì ta thấy sự sai khác đều không có ý nghĩa thống kê chứng tỏ hoạt tính CAT có đáp ứng với môi trường ô nhiễm Cd nhưng không đáp ứng với các môi trường có nồng độ Cd khác nhau.
3.2.2.2. Cá Chép
Kết quả phân tích hoạt tính CAT trong gan cá chép được thể hiện trong bảng 18 và hình 18.
Bảng 18. Biến động hoạt tính CAT trong gan cá Chép theo thời gian phơi nhiễm Cd (units/mg) Ngày Bể đối chứng Bể 1 0,005mg/l Bể 2 0,01mg/l Bể 3 0,05mg/l 0 15,84 ± 0,79 15,84 ± 0,79 15,84 ± 0,79 15,84 ± 0,79 15 29,13±2,65 26,82±2,8 21,09±6,13 17,53±5,73 30 25,17±4,85 15,86±1,31 23,37±5,14 22,57±4,14 45 79,07±7,85 70,41±9,43 81,03±3,63 88,91±13,1 60 16,54±2,02 15,72±5,04 17,5±3,46 19,33±4,01
Hình 18. Biến động hoạt tính CAT trong gan cá chép theo thời gian phơi nhiễm Cadimi
Qua bảng số liệu và đồ thị ta thấy rằng hoạt tính CAT khác nhau ở các bể và qua mỗi đợt nghiên cứu. Trong giai đoạn 15 đến 30 ngày đầu của quá trình nghiên cứu hoạt tính catalaza ít biến động so với thời điểm 0 ngày đầu. Đến thời điểm 45 ngày ta thấy sự thay đổi đáng kể về hoạt tính CAT (với p>0,05) điều này chứng tỏ đây là thời điểm lượng Cd trong cá tích lũy đủ lớn để gây ra hiện tượng stress cho cá nên Catalaza bắt đầu được tổng hợp mạnh trong gan. Nhưng đến thời điểm 60 ngày chúng ta thấy hoạt tính CAT giảm mạnh ở tất cả các bể nghiên cứu. Nguyên
nhân có thể do cơ thể cá không còn đáp ứng giải độc Cd nữa nên hoạt tính CAT giảm xuống. Kết quả này tương tự như thí nghiệm với cá rô phi.
Khi phân tích thống kê để so sánh hoạt tính CAT của gan cá chép giữa các bể thí nghiệm có nồng độ khác nhau ta đều thu được kết quả có p>0,05 chứng tỏ rằng hoạt tính CAT có đáp ứng với môi trường bị ô nhiễm Cd nhưng không đáp ứng với các nồng độ Cd khác nhau.
3.2.2.3. Cá Trôi
Kết quả phân tích hoạt tính enzyme catalaza trong gan cá trôi được thể hiện trong bảng 19 và hình 19.
Bảng 19. Biến động hoạt tính CAT trong gan cá trôi theo thời gian phơi nhiễm Cd (units/mg) Ngày Bể đối chứng 0mg/l Bể 1 0,005mg/l Bể 2 0,01mg/l Bể 3 0,05mg/l 0 24,40 ± 1,69 24,40 ± 1,69 24,40 ± 1,69 24,40 ± 1,69 15 34,61±6,08 41,97±9,35 21,62±4,28 17,15±6,27 30 14,79±3,03 15,41±1,38 23,35±5,03 18,83±1,9 45 99,95±0,81 81,43±13,67 106,24±18,92 117,05±7,04 60 21,95±5,13 27,65±2,72 23,82±1,95 Cá chết hết
Hình 19. Biến động hoạt tính CAT trong gan cá trôi theo thời gian phơi nhiễm cadimi
Kết quả nghiên cứu cho thấy hoạt tính CAT trong gan cá trôi sau 15 và 30 ngày phơi nhiễm ít có sự biến động so với thời điểm 0 ngày, ở ngày thứ 15 hoạt tính CAT tăng nhẹ nhưng p>0,05 nên không có ý nghĩa thống kê. Hoạt tính CAT trong ga cá trôi của các bể thí nghiệm chỉ tăng mạnh ở thời điểm 45 ngày, thời điểm này lượng CAT có sự tăng vọt đáng kể. Cụ thể như sau: bể 1 hoạt tính CAT đo được trong gan cá trôi ở ngày thứ 45 là 81,43±13,67 units/mg, ở bể 2 hoạt tính CAT đo được là 106,24±18,92 units/mg và bể 3 là 117,05±7,04 units/mg. Nhưng đến thời điểm 60 ngày lượng CAT lại giảm mạnh, riêng ở bể 3 cá chết hết nên không có số liệu.
Kết quả trên có thể do trong giai đoạn 15 và 30 ngày đầu phơi nhiễm cá bị sốc với Cd trong môi trường nên CAT chưa được hình thành nên khi đo ta thấy hoạt tính CAT hầu như không đổi. Đến thời điểm 45 ngày cá mới bắt đầu hình thành cơ chế giải độc nên lượng CAT tăng lên. Nhưng đến thời điểm 60 ngày lượng CAT lại sụt giảm có thể do cơ thể cá không còn đáp ứng giải độc Cd nữa nên hoạt tính CAT giảm xuống. Kết quả này tương tự như thí nghiệm đối với cá rô phi và cá chép.
3.2.2.4. So sánh sự hoạt tính CAT giữa các loài cá nghiên cứu sống trong môi trường có chứa cadimi
Kết quả so sánh về hoạt tính enzyme CAT ở ngày thứ 45 giữa 3 loài cá nuôi trong môi trường chứa Cd được thể hiện ở bảng 20 và hình 20. Khác so với thí
nghiệm với chì, chúng tôi lựa chọn ngày thứ 45 vì đây là thời điểm hoạt tính CAT đáp ứng tốt nhất với ô nhiễm Cd (hoạt tính CAT cao nhất)
Bảng 20. Hoạt tính CAT của gan 3 loài cá nghiên cứu trong môi trường có Cd sau 45 ngày phơi nhiễm (units/mg)
Đối tượng Bể 1 0,005mg/l Bể 2 0,01mg/l Bể 3 0,05mg/l Rô phi 47,96±2,83 69,35±10,02 67,52±9,37 Chép 79,07±7,85 70,41±9,43 81,03±3,63 Trôi 99,95±0,81 81,43±13,67 106,24±18,92
Hình 20. Đồ thị so sánh hoạt tính của enzyme CAT với ba loài cá nghiên cứu trong môi trường Cadimi
Số liệu cho thấy: Ở ba bể với nồng độ Cd khác nhau tăng dần từ bể 1 đến bể 3 nhưng hoạt tính enzyme catalaza đo được lại biến thiên không đồng nhất giữa các
chép hoạt tính enzyme cao nhất là ở bể 3. Như vậy hoạt tính CAT trong gan cá của cả 3 loài rô phi, chép và trôi đều đáp ứng với ô nhiễm cadimi nhưng với nồng độ không giống nhau.
Ở cả 3 bể thí nghiệm có một điểm chung là hoạt tính catalaza cao nhất ở cá trôi sau đó đến cá chép và thấp nhất là cá rô phi, như vậy với cadimi thì cá trôi là loài nhạy cảm hơn so với hai loài còn lại, sau đó đến cá chép và rô phi.
KẾT LUẬN
Từ các kết quả nghiên cứu của đề tài có thể rút các các kết luận sau:
1. Kết quả nghiên cứu cho thấy lượng Pb và Cd ở các bể đều tăng theo thời gian phơi nhiễm. Với ba bể có nồng độ kim loại khác nhau nhưng sự tích tụ kim loại không phụ thuộc vào nồng độ các kim loại Pb và Cd trong môi trường. 2. Mức độ tích tụ Pb ở cả ba loài cá được đánh giá như sau: Chép >Rô phi >
Trôi. Sự tích tụ Cd là: Chép > Trôi > Rô phi.
3. Enzyme CAT là một chất chỉ thị sinh học giúp xác định sự có mặt của các kim loại nặng là Pb và Cd trong môi trường và sự biến thiên về hoạt tính enzyme khác nhau với từng kim loại. So sánh về hoạt tính enzyme với từng kim loại ta có nhận xét như sau: Trong môi trường chứa Pb hoạt tính enzyme CAT: cá chép > cá trôi > cá rô phi; trong khi đó trong môi trường chứa Cd thì hoạt tính emzyme CAT là: cá rô phi > cá chép >cá trôi.
KIẾN NGHỊ
Trên cơ sở những kết quả đã đạt được và những vướng mắc chưa giải quyết được của đề tài, chúng tôi đề xuất một số kiến nghị như sau:
1. Kết quả thí nghiệm chưa cho thấy mối tương quan giữa hàm lượng kim loại nặng trong nước và trong thịt cá, cũng như các mô cơ quan khác nên cần có những nghiên cứu với quy mô rộng hơn nữa để tìm mối tương quan này.
2. Cần có thêm nghiên cứu về mối liên quan giữa hàm lượng kim loại nặng với hoạt tính enzim CAT với tần suất phân tích mẫu nhiều hơn để xác định vai trò chỉ thị của enzim này.
TÀI LIỆU THAM KHẢO Tài liệu Tiếng Việt
1. Bộ Tài nguyên Môi trường, (2008), “Quy chuẩn kỹ thuật Quốc gia về chất lượng mặt nước” QCVN 08:2008/BTNMT
2. Bộ Y tế, (2007), “Quy chuẩn kỹ thuật Quốc gia đối với giới hạn ô nhiễm kim loại nặng trong thực phẩm” NĐ46/BYT
3. Đặng Đình Bạch, Nguyễn Văn Hải, (2006), Giáo trình hóa môi trường.
NXB Khoa học và Kỹ Thuật Hà Nôi, Hà Nội.
4. Lê Huy Bá, (2005), Sinh thái môi trường học cơ bản. NXB ĐH Quốc gia
TP.HCM, 575 trang.
5. Hoàng Văn Bính, (2007), Độc chất học công nghiệp và dự phòng nhiễm độc. NXB khoa học kỹ thuật.
6. Hoàng Nhâm, (2000), Hóa học vô cơ, tập 3. NXB Giáo dục.
7. Lê Thị Mùi, (2008), “Sự tích tụ chì và đồng trong một số nhuyễn thể hai
mảnh vỏ vùng ven biển Đà Nẵng”, Tạp chí khoa học công nghệ, Đại Học Đà Nẵng- số 4 (27) 2008.
8. Mai Đình Yên, (1978), Định loại cá nước ngọt các tỉnh phía bắc Việt Nam.
NXB khoa học kĩ thuật Hà Nội.
9. Nguyễn Thị Hà, (2007), “ Nghiên cứu khả năng hấp thị một số KLN (Cu2+ , Pb2+ , Zn2+ ) trong nước của nấm men Saccharomyces cerevisiae”, Tạp chí khoa học ĐH Quốc gia Hà Nội, khoa học và công nghệ, 23 (2007)
10. Nguyễn Văn Hảo, Ngô Sĩ Vân, (2006), Cá nước ngọt Việt Nam tập 1.
NXB Nông nghiệp.
11. Nguyễn Thị Hường, (2010), “Xây dựng quy trình phân tích hàm lượng
kim loại đồng trong rau muống ở một số khu vực thuộc thành phố Đà Nẵng”, tạp chí Khoa Học và Công Nghệ, ĐH Đà Nẵng- số 5 (40) 2010.
12. Nguyễn Thị Thương Huyền và các cộng sự, (2013), “Khảo sát khả năng
tích tụ cadimi trên cá ngựa vằn Danio Rerio”, Tạp chí khoa học ĐHSP thành phố Hồ Chí Minh, 51 (2013).
13. Nguyễn Văn Mùi, (2002), Xác định hoạt độ Enzym, NXB Khoa Học Kĩ
Thuật
14. Trần Văn Quang, Phan Thị Kim Thủy, (2012), “Nghiên cứu đánh giá mức độ ô nhiễm kim loại nặng trong hồ công vên 29/3 – TP Đà Nẵng”,
15. Trịnh Thị Thanh, (2000), Độc học môi trường và sứ khỏe con người.NXB
ĐHQG Hà Nội Tài liệu Tiếng Anh
16. Allen P., (1995), “Accumulation profiles of lead and cadmium in the
edible tissues of Oreochromis aure us during acute exposure”. J. Fish. Biol., 47(4)
p. 559-568.+
17. Alves L. C., Glover C. N. and Wood C. M., (2006), Dietary Pb accumulation in juvenile freshwater rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Archiv.
Environ. Contam. Toxicololy, 51 (4) p. 615-625.
18. Ahmed M.S. and Bibi S, (2010), Uptake and bioaccumulation of waterborne lead (Pb) in the fingerllings of a freshwater cyprinid, catla catla L., The
Journal of Animal & Plant Sciences, 20(3) p. 201-207.
19. Boon EM, Downs A, Marcey D, (2007), "Proposed Mechanism of Catalase".Catalase: H2O2: H2O2 Oxidoreductase: Catalase Structural Tutorial. Retrieved
20. Chelikani P, Fita I, Loewen PC, (January 2004), Diversity of structures and properties among Catalaza”. Cell. Mol. Life Sci. 61(2): 192 – 208.
21. Hammond P. B. &Bililes R.P. (1980) “Casarett and Doull’s Toxicology”, 2nd edition, Macmillan Publishing Corp., New York,pp.409-467.
22. Potter I, C, Bird D, J, Claridge P, N, Clarke K, R, Hyndes G, A, Newton L,
C, (2001), Fish fauna of the Severn Estuary, Are there long term changes in abundance and species composition and are the recruitmet patterns of the main marine species correlated?, Journal of Experimental Marine Biology and Ecology
258, pp, 15-37
23. WHO, (1992), Environmental Health Criteria 135: Cadmium-
24. Zera Haji Hosseini, Maliheh khanlarian, mahlagha ghoranli, (2007), “Effect of lead Germination, Growth and Activity of Catalaza and Peroxidase
enzym in Rooth and Shoot of two cultivars of Brassica napus L.”, Journal of Biological Sciences 7 (4): 592 - 598 Websites 25. http://dnulib.edu.vn:1025/collect/bstcvdbs/index/HASH0133.dir/RoPhiVan.j pg 26. http://www.ria1.org/projects/datagenbank/Images/For%20fish/troi_an.jpg 27. http://www.ria1.org/projects/datagenbank/Images/For%20fish/chep_v1.jpg 28. https://voer.edu.vn/m/anh-huong-cua-cac-chat-o-nhiem-toi-hoat-dong-song- cua-sinh-vat-bien/8fe282f6
PHỤ LỤC
PHỤ LỤC 1: quy chuẩn kỹ thuật quôc gia về chất lượng nước mặt Bảng 1: Giá trị giới hạn các thông số chất lượng nước mặt
TT Thông số Đơn vị Giá trị giới hạn A B A1 A2 B1 B2 1 pH 6-8,5 6-8,5 5,5-9 5,5-9
2 Ôxy hoà tan (DO) mg/l ≥ 6 ≥ 5 ≥ 4 ≥ 2