Xử lý thống kê bằng trắc nghiệm ANOVA sau khi chuyển dạng arcsin ở phần mềm Stagraphic 7.0. Kết quả đƣợc trình bày dƣới dạng X ± SE.
Chƣơng 4
KẾT QUẢ THẢO LUẬN
4.1Thí nghiệm 1: Khảo sát nồng độ β-mercaptoethanol sử dụng để nuôi chín trứng
β-mercaptoethanol có vai trò cải thiện tỷ lệ chín trứng và phát triển phôi ở một số loài động vật, vì nó có vai trò gián tiếp trong việc tổng hợp glutathione (GSH) - một hợp chất quan trọng bảo vệ tế bào khỏi các tác nhân oxy hóa.
Thí nghiệm bổ sung 3 nồng độ β-mercaptoethanol khác nhau (0 µM, 50 µM và 100 µM) vào môi trƣờng nuôi trứng.
Bảng 4.1 Tỷ lệ trứng chín với các nồng độ β-mercaptoethanol Nồng độ β-mercaptoethanol ( µM) Số lô Số trứng nuôi Tỷ lệ trứng chín (%) P 0 10 249 1,3 ± 0,54a 0,02 50 10 259 4,88 ± 1,37b 100 10 255 1,65 ± 0,6a 1.3 4.88 1.65 0 1 2 3 4 5 6 0 50 100 nồng độ β-mercaptoethanol ( µM) tỷ lệ tr ứ ng c hí n (% )
Từ kết quả trên cho thấy tỷ lệ trứng chín ở trƣờng hợp đối chứng với trƣờng hợp bổ sung 50 µM và 100 µM có sự khác biệt về mặt thống kê (p<0,05). Khi bổ sung ở nồng độ 50 µM là có sự khác biệt rõ nhất. Trung bình là 1,3% ở mẫu đối
chứng, 4,88% trong trƣờng hợp bổ sung 50 µM và 1,65% trong trƣờng hợp bổ sung
100 µM.
Tỷ lệ trứng chín ở hai nghiệm thức bổ sung β-mercaptoethanol cao hơn nghiệm thức đối chứng, nên β-mercaptoethanol có vai trò cải thiện tỷ lệ trứng chín mà tốt nhất là ở nồng độ 50 µM. Kết quả này phù hợp với nghiên cứu của Kim (2004), tác giả đã báo cáo tỷ lệ trứng chín đạt 20% khi bổ sung 50 µM β- mercaptoethanol và đạt tỷ lệ cao hơn so với các nồng độ khác.
β-mercaptoethanol đóng vai trò nhƣ một chất đồng xúc tác, giúp tăng cƣờng tổng hợp glutathione (GSH) nội bào, mà GSH có vai trò phân hủy các chất oxy hóa trong môi trƣờng, tăng cƣờng vận chuyển amino acid và đẩy mạnh quá trình tổng hợp DNA, protein trong tế bào,…(Kim et.al., 2004). Do đó, trứng sẽ phát triển tốt và đạt tỷ lệ chín cao hơn đối chứng. Nhƣng nếu nồng độ GSH quá cao cũng sẽ làm mất cân bằng thành phần của các chất trong môi trƣờng nội bào, gây ảnh hƣởng xấu đến sự phát triển của trứng. Do vậy, khi bổ sung β-mercaptoethanol với nồng độ 100 µM đã cho tỷ lệ trứng chín thấp hơn so với 50 µM.
Kết quả của chúng tôi thấp hơn của Kim (2004), có thể do ảnh hƣởng của rất nhiều yếu tố trong quá trình nuôi trứng. Trứng đƣợc lấy từ chó cái ở nhiều giai đoạn sinh sản khác nhau, nên chất lƣợng trứng không đồng nhất, và có thể là do sự nhiễm khuẩn trong quá trình nuôi cấy làm ảnh hƣởng xấu đến sự phát triển của trứng. Nhiễm khuẩn là vấn đề rất khó giải quyết. Trong đề tài này, chúng tôi phải dùng hóa chất tự pha chứ không có nguồn hóa chất tổng hợp nên rất khó kiểm soát. Mặt khác, nguồn mẫu đƣợc lấy trực tiếp từ lò mổ nên nguy cơ nhiễm là rất cao.
4.2 Thí nghiệm 2: Khảo sát nồng độ orcein phù hợp cho quy trình nhuộm trứng
Hiện nay, để xác định các giai đoạn phát triển của nhiễm sắc thể, hầu hết các nhà khoa học đều nhuộm huỳnh quang với Hoechst 33342 cho kết quả rất khả quan.
Tuy nhiên, do thực tế chúng tôi không có điều kiện nhuộm huỳnh quang, nên chỉ có thể xác định tỷ lệ trứng chín bằng orcein, và thí nghiệm đã tiến hành thử trên 2 nồng độ orcein khác nhau: 1% và 0,75%.
Bảng 4.2. Tỷ lệ trứng đƣợc nhìn rõ các giai đoạn theo nồng độ orcein
Từ kết quả trên cho thấy không có sự khác biệt về mặt thống kê (p>0,05) giữa nồng độ orcein 0,75% và nồng độ 1%. Trung bình là 21,64% ở nồng độ 0,75% và 28,19% ở nồng độ 1%. Nhƣ thế, có thể sử dụng nồng độ nào cũng không ảnh hƣởng nhiều tới khả năng bắt màu nhiễm sắc thể của orcein.
Tuy nhiên, điều đáng nói ở đây là tỷ lệ nhìn thấy rõ các giai đoạn nhiễm sắc thể quá thấp, điều này sẽ gây sai lệch trong việc đánh giá tỷ lệ trứng chín để làm cơ sở cho quá trình thụ tinh. Các yếu tố gây ảnh hƣởng có thể là:
Nồng độ orcein
(%) Số lô Số trứng nhuộm Tỷ lệ trứng nhìn rõ các giai đoạn
(%) P 0,75 23 437 21,64 ± 3,28 0,26 1 50 975 28,19 ± 3,45 21.64 28.19 0 5 10 15 20 25 30 0,75 1 nồng độ orcein (%) tỷ l ệ tr ứ n g n h ìn r õ c ác g ia i đ o ạn ( % )
Kinh nghiệm của ngƣời thao tác: tất cả các khâu của quá trình nhuộm trứng đều thủ công, do đó kinh nghiệm là một yếu tố rất quan trọng để giữ trứng không bị thất lạc trong quá trình thao tác và ngâm trong dung dịch acetic-ethanol.
Orcein để thời gian lâu có thể bị lắng, do đó làm giảm khả năng bắt màu nhiễm sắc thể, hoặc để lâu nên acetic và ethanol có thể bay hơi làm sai lệch nồng độ.
Hình 4.2 . Trứng nhuộm orcein không nhìn thấy rõ giai đoạn
GV GVBD
GV
MI MII
4.3Thí nghiệm 3: So sánh hiệu quả thụ tinh trong môi trƣờng TYH và Fert- TALP
Yamada et. al (1992) đã khảo sát tỷ lệ xuất hiện tiền nhân đực sau 12 giờ thụ tinh là 37% trong môi trƣờng TYH. Kim et.al (2006) đã khảo sát tỷ lệ xuất hiện tiền nhân sau 20 giờ thụ tinh là 28% trong môi trƣờng Fert-TALP.
Trong đề tài này chúng tôi đã tiến hành thử nghiêm thụ tinh trong cả hai môi trƣờng trên, sau 24 giờ thụ tinh thì tiến hành nhuộm bằng orcein để quan sát sự hình thành tiền nhân.
Bảng 4.3. Tỷ lệ hình thành tiền nhân trong TYH và Fert-TALP
Từ kết quả trên cho thấy tỷ lệ hình thành tiền nhân trong thí nghiệm rất thấp so với kết quả của Yamada et. al (1992) và Kim et. al (2006). Trong môi trƣờng TYH không có kết quả tạo thành tiền nhân, còn khi dùng môi trƣờng Fert-TALP thì chỉ có một tiền nhân duy nhất đƣợc hình thành. Tuy nhiên cũng có thể nói rằng môi trƣờng Fert-TALP dùng trong quy trình này tƣơng đối phù hợp hơn môi trƣờng TYH.
Môi trƣờng
thụ tinh Số lô Số trứng thụ tinh Số trứng đạt
tiền nhân
Tỷ lệ (%)
Fert-TALP 15 252 1 0,4
TYH 12 213 0 0
Một số nguyên nhân có thể làm cho tỷ lệ thụ tinh thấp:
Tỷ lệ trứng chín thấp.
Lớp lipid trong nội chất của trứng chó nhiều do đó rất khó quan sát đƣợc
thể cực sau 72 giờ nuôi nên hầu hết trứng sau khi nuôi đƣợc đánh giá theo kinh nghiệm và mang đi thụ tinh.
Thí nghiệm nhuộm trứng bằng orcein vẫn chƣa đạt tỷ lệ cao, do đó việc đánh giá tỷ lệ trứng chín chƣa đƣợc chính xác, điều này gây khó khăn cho việc bổ sung các chất khác (β-mercaptoethanol, EGF…) vào môi trƣờng để tăng hiệu quả chín trứng.
Tinh trùng trong thí nghiệm lấy trực tiếp từ phần đuôi phó tinh hoàn của những chó đực từ lò mổ nên chất lƣợng tinh trùng không ổn định (nồng độ và hoạt lực), có thể là do chó đực bị nhốt một vài ngày trƣớc khi mổ nên dễ bị stress, ngoài ra trong thời gian đó chó còn bị bỏ đói… đã ảnh hƣởng rất lớn đến khả năng sinh tinh và chất lƣợng của tinh trùng. Do đó mà nồng độ và hoạt lực tinh trùng sau khi hoat hóa thƣờng không cao và có khi thấp hơn nồng độ cần cho thụ tinh rất nhiều.
Trong môi trƣờng thụ tinh của chúng tôi thiếu thành phần PHE stock so với môi trƣờng thụ tinh của Kim et.al. (2006), vì trong PHE stock có hypotaurine là yếu tố bảo vệ áp suất thẩm thấu trong môi trƣờng.
Điều kiện thí nghiệm của chúng tôi chƣa đạt điều kiện vô trùng nên rất dễ bị tạp nhiễm trong thao tác.
4.4 Một số kinh nghiệm trong IVF 4.4.1 Lấy mẫu 4.4.1 Lấy mẫu
Đặc tính sinh lý sinh sản của chó rất khác với những loài khác. Do đó, tỷ lệ trứng chín trong IVM và hình thành phôi trong IVF rất thấp. Mặt khác, theo khảo sát của Lâm Thị Ngọc Thanh (2006), tỷ lệ trứng thu đƣợc và tỷ lệ trứng chín cao nhất ở giai đoạn xoang nang, do đó nên chọn những chó trong giai đoạn động dục hoặc trƣớc động dục.
Chó đực phải có tinh hoàn lớn nhằm đảm bảo nồng độ và hoạt lực tinh trùng cho thụ tinh.
Dung dịch trữ mẫu phải đƣợc bổ sung kháng sinh vào mỗi ngày lấy mẫu để hạn chế sự nhiễm khuẩn.
Mẫu sau khi lấy phải đƣợc vận chuyển nhanh về phòng thí nghiệm càng nhanh càng tốt.
Buồng trứng nên đƣợc trữ ở 37oC trong quá trình bảo quản.
Chú ý khâu sát trùng mẫu và dụng cụ vì đây là nguồn mẫu lấy từ ngoài nên khả năng nhiễm là rất cao.
4.4.2 Thao tác trong phòng thí nghiệm
Tinh hoàn nếu nhƣ chƣa đƣa vào tủ cấy làm liền thì phải đƣợc trữ trong tủ lạnh, nhằm hạn chế sự hoạt động của tinh trùng do đó kéo dài thời gian sống của tinh trùng.
Tinh hoàn và buồng trứng sau khi mang về phòng thí nghiệm phải đƣợc sát trùng cẩn thận, tiến hành cắt bỏ màng bao ngoài, cho vào đĩa petri và đƣợc dán chặt bằng keo parafilm để hạn chế nhiễm khuẩn.
Tủ cấy và dụng cụ thao tác phải đƣợc chiếu tia UV trƣớc mỗi lần làm, tất cả dụng cụ phải đƣợc sát trùng cẩn thận trƣớc khi mang vào phòng cấy và tủ cấy vô trùng.
Tinh trùng từ phần đuôi phó tinh hoàn đƣợc lấy trực tiếp từ lò mổ, do đó hoạt lực và nồng độ thƣờng không ổn định nên tốt nhất là tiến hành hoạt hóa tinh trùng liền sau khi mang mẫu về phòng thí nghiệm.
Thao tác hoạt hóa và đếm các chỉ tiêu tinh trùng phải tiến hành nhanh và chính xác vì tinh trùng sau khi hoạt hóa rất dễ bị kết dính và thời gian sống không lâu, do đó sẽ ảnh hƣởng rất lớn đến hiệu quả thụ tinh.
Chƣơng 5
KẾT LUẬN VÀ ĐỀ NGHỊ
5.1 Kết luận
Bổ sung β-mercaptoethanol vào môi trƣờng nuôi trứng đã tăng tỷ lệ trứng chín: đạt 1,3% khi không bổ sung, 4,88% khi bổ sung 50 µM, và 1,65% khi bổ sung 100 µM.
Nhuộm trứng với nồng độ orcein 0,75% hay 1% không cho kết quả khác biệt về mặt thống kê. Tỷ lệ nhìn thấy rõ các giai đoạn của trứng khi nhuộm với nồng độ 0,75% là 21,64% và với nồng độ 1% là 28,19%.
Tỷ lệ trứng thụ tinh còn thấp, trong môi trƣờng Fert-TALP là 0,4% và trong môi trƣờng TYH là 0%.
5.2 Đề nghị
Nên bổ sung β-mercaptoethanol với nồng độ 50 µM vào môi trƣờng nuôi trứng. Nghiên cứu bổ sung EGF, huyết thanh chó đang lên giống với nồng độ thích hợp vào môi trƣờng nuôi trứng để tăng tỷ lệ trứng chín.
Dùng tinh trùng từ nhiều nguồn để đảm bảo nồng độ và hoạt lực tinh trùng nhằm cải thiện hiệu quả thụ tinh.
Bổ sung thành phần PHE stock (2µl/giọt) vào môi trƣờng thụ tinh.
Thử nghiệm quy trình tạo phôi chó bằng môi trƣờng TYH, trong đó TYH dùng cho tất cả các giai đoạn nuôi trứng, hoạt hóa tinh trùng, thụ tinh và nuôi phôi.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
Tài liệu tiếng Việt
1. Nguyễn Tấn Anh và Nguyễn Quốc Đạt, 1997. Thụ tinh nhân tạo gia súc gia
cầm. NXB Nông Nghiệp Tp. Hồ Chí Minh.
2. Ngô Duy Bình, 2007. Khảo sát ảnh hưởng của EGF (epidermal growth factor)
lên sự trưởng thành của trứng bò in vitro. Khóa luận tốt nghiệp, Đại học Khoa
Học Tự Nhiên TP.Hồ Chí Minh
3. Quách Hoa Thiên Cung, 2007. Tạo phôi bò bằng kỹ thuật thụ tinh trong ống
nghiệm (in vitro fertilization-IVF). Khóa luận tốt nghiệp, Đại học Khoa Học Tự
Nhiên TP.Hồ Chí Minh
4. Trần Thị Dân và Dƣơng Nguyên Khang, 2006. Sinh lý vật nuôi. NXB Nông Nghiệp
5. Phạm Thị Minh Đức, 2001. Sinh lý học, tập 2. NXB Y học Hà Nội
6. Nguyễn Thị Hà, 2007. Thử nghiệm tạo phôi dâu bằng kỹ thuật thụ tinh trong
ống nghiệm trên heo. Khóa luận tốt nghiệp, Đại học Khoa Học Tự Nhiên TP.Hồ
Chí Minh
7. Thái Thị Mỹ Hạnh, 2005. Khảo sát khả năng khai thác tinh trên chó và khả
năng bảo quản của một số môi trường pha chế tinh. Luận văn thạc sĩ, Đại học
Nông Lâm Tp. Hồ Chí Minh.
8. Đỗ Hoàng Khiêm, 2006. Một số yếu tố ảnh hưởng kết quả nuôi cấy tế bào biểu
mô ống dẫn trứng và phản ứng hoạt hóa tinht trùng chó. Khóa luận tốt nghiệp,
Đại học Nông Lâm TP.Hồ Chí Minh hóa tinh
9. Nguyễn Quang Mai và Cù Xuân Dần, 2005. Sinh lý học vật nuôi. NXB Đại học
Sƣ Phạm Hà Nội
10.Phan Kim Ngọc và Phạm Văn Phúc, 2006. Công nghệ sinh học người và động
vật. NXB Giáo Dục
11.Nguyễn Đình Nhung và Nguyễn Minh Tâm, 2005. Giáo trình giải phẩu sinh lý
12.Lâm Thị Ngọc Thanh, 2006. Đánh giá ảnh hưởng của một số yếu tố sinh học lên chất lượng noãn chó trong điều kiện nuôi chín in vitro. Khóa luận tốt nghiệp, Đại học Nông Lâm TP.Hồ Chí Minh
13.Nguyễn Bạch Thảo Vy, 2005. Áp dụng quy trình nuôi chín noãn in vitro trên
heo và chó. Khóa luận tốt nghiệp, Đại học Nông Lâm TP. Hồ Chí Minh
14.Vũ Văn Vụ, Nguyễn Mộng Hùng, Lê Hồng Điệp, 2005. Công nghệ sinh học, tập
2: Công nghệ sinh học tế bào. NXB Giáo Dục
Tài liệu tiếng Anh
15. Ada Rota and Giorgina Cabianca, 2004. In vitro maturation rates of canine oocytes from anestrous bitches in simple media. Reprod. Nutr. Dev. 44: 105-109 16. Berenice de Avila Rodrigues, Lucila Carboneiro Dos Santos and Jose Luiz Rodrigues, 2004. Embryonic development of in vitro matured and in vitro
fetilized dog oocytes. Molecular reproduction and development 67: 215-223. 17.Cole H.H. and Cupps, 1959. Reproduction in domestic animals. Academic
press, New York and London, pp. 342 – 345, 369 – 374.
18.Dela Pena E.C., Takahashi Y., Katagiri S., Atabay E.C. and Nagano M., 2002.
Birth of pups after transfer of mouse embryos derived from vitrified preantral follicles. Reproduction 123: 593-600
19.Downs S.M. and Hudson E.D., 2000. Energy subtrates and the completion of spontaneous meiotic maturation. Zygote, 8: 339 – 351.
20.Masaya Geshi and Naoki Takenouchi, 2000. Effects of sodium pyruvate in nonserum maturation medium on maturation fertilization, and subsequent development of bovine oocytes with or without cumulus cells. Biol. Reprod., 63: 1730 – 1734.
21.Matins L.R., Ponchirolli C.B., Beier S.L., Landim-Alvarenga F.C. and Lopes M.D., 2006. Analysis of nuclear maturation in in vitro matured oocytes from estrous and anestrous bitches. Anim. Reprod., v.3, n.l, p.49-54
22.Kim Kyu Min, Fibrianto Heru Yuda, Oh Ju Hyun, Jang Goo, Kim Jin Hye, Lee
Effects of estradiol-17β and progesteron supplementation on in vitro nuclear maturation of canine oocytes. Theriogenology 63 [Abstract].
23.Kim Kyu Min, Fibrianto Heru Yuda, Oh Ju Hyun, Jang Goo, Kim Jin Hye, Lee
Seung Kyu, Kang Keun Sung, Lee Chun Byeong and Hwang Suk Woo, 2004. Effect of β-mercaptoethanol or epidermal growth factor supplementation on in vitro maturation of canine oocytes collected from dogs with different stages of the estrus cycle. J. Vet. Sci5 (3): 253-258.
24.Otoi T., Fujii M., Tanaka M., Ooka A. and Suzuki T., 1999. Effects of serum on the in vitro maturation of canine oocytes. Reprod. Fertil. Dev., 11:387 – 390.
25.CuiXiang-Shun, Jin Yong-Xun, Shen Xing-Hui, Lee Jae-Yeong, Lee Hyo-Sang,
Yin Xi-Jun, Kong Il-Keun and Kim Nam-Hyung, 2006. Epidemal growth factor enhances meiotic resumption of canine oocytes in the presence of BSA.
Theriogenology66: 267-274.
26.Yamada S., Shimazu Y., Kawaji H., Nakazawa M., Naito K. and Toyoda Y., 1992. Maturation, fertilization, and development of dog oocyte in vitro. Biology of reproduction46: 853-858.
27.Jin Yong-Xun, Lee Hyo-Sang, Yin Xi-Jun, Cui Xiang-Shun, Kong Il-Keun and
Kim Nam-Hyung, 2006. Chromatin, microtubule and microfilament configurations in the canine oocyte. Reproduction, fertility and development 18: