Xác định thành phần các loại ký sinh trùng trên ghẹ xanh (portunus pelagicus, linnaeus 1758) tại một số vùng biển ở việt nam dựa trên đặc điểm hình thái và di truyền

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO TRƯỜNG ĐẠI HỌC NHA TRANG LÊ THỊ KIỀU OANH XÁC ĐỊNH THÀNH PHẦN CÁC LOÀI KÝ SINH TRÙNG TRÊN GHẸ XANH (Portunus pelagicus, Linnaeus 1758) TẠI MỘT SỐ VÙNG BIỂN Ở VIỆT NAM DỰA TRÊN ĐẶC ĐIỂM HÌNH THÁI VÀ DI TRUYỀN LUẬN VĂN THẠC SĨ KHÁNH HÒA - 2017 BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO TRƯỜNG ĐẠI HỌC NHA TRANG LÊ THỊ KIỀU OANH XÁC ĐỊNH THÀNH PHẦN CÁC LOÀI KÝ SINH TRÙNG TRÊN GHẸ XANH (Portunus pelagicus, Linnaeus 1758) TẠI MỘT SỐ VÙNG BIỂN Ở VIỆT NAM DỰA TRÊN ĐẶC ĐIỂM HÌNH THÁI VÀ DI TRUYỀN LUẬN VĂN THẠC SĨ Ngành: Công nghệ Sinh học Mã số: 60420201 Quyết định giao đề tài: 239/QĐ-ĐHNT ngày 23/3/2016 Quyết định thành lập hội đồng: 233/QĐ-ĐHNT ngày 24/2/2017 Ngày bảo vệ: 23/3/2017 Người hướng dẫn khoa học: TS ĐẶNG THÚY BÌNH Chủ tịch Hội đồng: GS TS NGUYỄN NGỌC LÂM Khoa sau đại học: KHÁNH HÒA - 2017 LỜI CAM ĐOAN Tôi xin cam đoan kết đề tài: “Xác định thành phần loài ký sinh trùng ghẹ xanh (Portunus pelagicus, Linnaeus 1758) số vùng biển Việt Nam dựa đặc điểm hình thái di truyền” công trình nghiên cứu cá nhân chưa công bố công trình khoa học khác thời điểm Khánh Hòa, ngày tháng Tác giả luận văn Lê Thị Kiều Oanh iii năm 2017 LỜI CẢM ƠN Xin chân thành cảm ơn giúp đỡ quý phòng, ban trường Đại học Nha Trang, thầy cô giáo Viện Công nghệ Sinh học Môi trường tạo điều kiện tốt cho suốt thời gian học tập thực đề tài Xin gửi lời cảm ơn sâu sắc tới TS Đặng Thúy Bình, người tận tình bảo hướng dẫn suốt thời gian thực nghiên cứu Cuối xin gửi lời cảm ơn chân thành đến gia đình tất bạn bè, đồng nghiệp giúp đỡ, động viên trình học tập Tôi xin chân thành cảm ơn! Khánh Hòa, ngày tháng năm 2017 Tác giả luận văn Lê Thị Kiều Oanh iv MỤC LỤC LỜI CAM ĐOAN iii LỜI CẢM ƠN iv MỤC LỤC v DANH MỤC CHỮ VIẾT TẮT .viii DANH MỤC BẢNG ix DANH MỤC HÌNH x TRÍCH YẾU LUẬN VĂN xi MỞ ĐẦU Chương TỔNG QUAN 1.1 Tổng quan khu vực nghiên cứu .3 1.2 Một số đặc điểm sinh học, sinh sản ghẹ xanh Portunus pelagicus 1.2.1 Vị trí phân loại 1.2.2 Đặc điểm phân bố 1.2.3 Đặc điểm hình thái .4 1.2.4 Đặc điểm dinh dưỡng sinh sản .6 1.2.5 Tình hình khai thác nuôi ghẹ xanh 1.3 Tình hình nghiên cứu ký sinh trùng cua, ghẹ 1.3.1 Tình hình nghiên cứu ký sinh trùng cua ghẹ giới 1.3.1.1 Động vật nguyên sinh 1.3.1.2 Động vật hình rêu (Bryozoa) 10 1.3.1.3 Giáp xác (Crustacea) .10 1.3.1.4 Giun sán (Helminthes) 12 1.3.1.5 Giun nhiều tơ (Polychaete) 13 1.3.2 Tình hình nghiên cứu Việt Nam 13 1.4 Tổng quan thị phân tử nghiên cứu tiến hóa ký sinh trùng .14 1.4.1 Nghiên cứu đặc điểm gen nhân gen ty thể .14 1.4.2 Nghiên cứu định danh mối quan hệ phát sinh loài ký sinh trùng cua, ghẹ 17 Chương ĐỐI TƯỢNG VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU .19 2.1 Đối tượng nghiên cứu 19 2.2 Phạm vi nghiên cứu 19 2.3 Sơ đồ khối nghiên cứu 21 v 2.4 Phương pháp nghiên cứu 22 2.4.1 Phương pháp thu mẫu ghẹ xanh .22 2.4.2 Phương pháp xử lý mẫu ghẹ 22 2.4.3 Thu mẫu KST ghẹ .22 2.4.4 Nhuộm làm tiêu bảo quản KST 23 2.4.5 Phương pháp đo KST .24 2.4.6 Xác định tỷ lệ mật độ nhiễm KST ghẹ xanh 25 2.4.7 Phân loại, mô tả KST dựa vào đặc điểm hình thái 25 2.4.8 Nghiên cứu di truyền KST ký sinh ghẹ xanh Việt Nam 26 2.4.8.1 Định danh loài dựa thị phân tử 28S rDNA COI mt DNA .26 2.4.8.2 Phân tích liệu xây dựng mối quan hệ phát sinh loài .28 Chương 3: KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU VÀ THẢO LUẬN .31 3.1 Thành phần đặc điểm hình thái loài ký sinh trùng ghẹ xanh Portunus pelagicus 31 3.1.1 Thành phần loài ký sinh trùng ghẹ xanh 31 3.1.2 Phân loại, mô tả đặc điểm hình thái vị trí ký sinh ký sinh trùng ghẹ xanh 35 A Ngành trùng lông Ciliophora .35 3.1.2.1 Loài trùng loa kèn Epistylis sp .35 3.1.2.2 Loài trùng loa kèn Zoothamnium sp 37 3.1.2.3 Loài trung loa kèn Vorticella sp .39 B Ngành Entoprocta 40 3.1.2.4 Loài Loxosomella sp 40 C Ngành Động vật hình rêu Bryozoa 42 3.1.2.5 Loài Triticella flavar Dalyell, 1848 .42 D Ngành giun Nemertea 44 3.1.2.6 Loài giun Carcinonemertes sp .44 E Ngành giun dẹp Platyhelminthes 47 3.1.2.7 Loài giun dẹp Notoplana sp 47 F Ngành giun đốt Annelida .49 3.1.2.8 Loài giun nhiều tơ Hydroides sp 49 G Ngành chân khớp Arthropoda .51 vi 3.1.2.9 Loài giáp xác chân tơ Chelonibia patula Ranzani, 1818 51 3.1.2.10 Loài giáp xác Semibalanus sp 53 3.1.2.11 Loài giáp xác Octolasmis angulata Aurivillius, 1894 54 3.1.2.12 Loài giáp xác Octolasmis neptuni McDonald, 1869 56 3.1.2.13 Loài giáp xác Octolasmis warwickii Gray, 1825 58 3.1.2.14 Loài giáp xác Octolasmis tridens Aurivillius, 1894 60 3.1.2.15 Loài giáp xác Choniosphaera indica Gnanamuthu, 1954 62 3.2 Tình trạng nhiễm ký sinh trùng ghẹ xanh .63 3.2.1 Mức độ đa dạng thành phần loài KST ghẹ xanh 63 3.2.2 Tình trạng nhiễm KST theo mùa, theo khu vực nghiên cứu theo giới tính ghẹ xanh 64 3.2.2.1 Tình trạng nhiễm KST ghẹ xanh 64 3.2.2.2 Tình trạng nhiễm loài KST ghẹ xanh theo mùa 67 3.2.2.3 Tình trạng nhiễm loài KST ghẹ xanh theo khu vực nghiên cứu 70 3.2.2.4 Tình trạng nhiễm loài KST theo giới tính ghẹ xanh .72 3.3 Nghiên cứu di truyền loài ký sinh trùng ghẹ xanh số vùng biển Việt Nam 75 3.3.1 Khuếch đại đoạn gen 28S rDNA COI mtDNA 75 3.3.2 Xây dựng phát sinh loài loài ký sinh trùng 76 3.3.2.1 Mối quan hệ tiến hóa gen 28S rDNA loài KST .76 3.3.2.2 Mối quan hệ tiến hóa gen COI mtDNA loài KST 79 Chương KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 82 KẾT LUẬN .82 KIẾN NGHỊ .82 TÀI LIỆU THAM KHẢO 83 PHỤ LỤC vii DANH MỤC CHỮ VIẾT TẮT COI : Cytochrome coxidase acid cs : Cộng DNA : Deoxyribonucleic acid mtDNA : Mitochondrial deoxyribonucleic acid NCHT : Nghiên cứu NTTS : PCR : Polymerase Chain Reaction rDNA : Ribosomal deoxyribonucleic acid Nuôi trồng thủy sản viii DANH MỤC BẢNG Bảng 2.1: Số liệu mẫu ghẹ nghiên cứu 22 Bảng 2.2: Thông tin loài KST ghẹ xanh loài từ Genbank sử dụng phân tích di truyền gen 28S rDNA COI mtDNA 29 Bảng 3.1: Thành phần loài ký sinh trùng ghẹ xanh Việt Nam 33 Bảng 3.2: So sánh số đặc điểm hình thái loài Loxosomella 42 Bảng 3.3: So sánh số đặc điểm hình thái loài Carcinonemertes spp 47 Bảng 3.4: Tỷ lệ mật độ nhiễm trung bình loài KST ghẹ xanh 65 Bảng 3.4: Tỷ lệ mật độ nhiễm trung bình loài KST ghẹ xanh 66 Bảng 3.5: Tỷ lệ mật độ nhiễm KST theo mùa khô mùa mưa 69 Bảng 3.6: Tỷ lệ mật độ nhiễm KST theo khu vực nghiên cứu 71 Bảng 3.7: Tỷ lệ nhiễm mật độ nhiễm KST theo giới tính ghẹ 73 ix DANH MỤC HÌNH Hình 1.1 : Ghẹ xanh Portunus pelagicus Linnaeus, 1758 .4 Hình 1.2: Cấu tạo phận thể ghẹ xanh Portunus pelagicus .5 Hình 1.3: Vùng rDNA .15 Hình 1.4: DNA ty thể loài Campylorhynchus zonatus 16 Hình 2.1: Bản đồ khu vực thu mẫu Việt Nam 20 Hình 2.2: Sơ đồ khối nghiên cứu 21 Hình 3.1: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh trùng loa kèn Epistylis sp 36 Hình 3.2: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh trùng loa kèn Zoothamnium sp 38 Hình 3.3: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh trùng loa kèn Vorticella sp 40 Hình 3.4: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh loài Loxosomella sp 41 Hình 3.5: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh loài Triticella flavar .43 Hình 3.6: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh loài giun Carcinonemertes sp 45 Hình 3.7: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh loài giun dẹp Notoplana sp 48 Hình 3.8: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh loài giun nhiều tơ Hydroides sp 50 Hình 3.9: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh loài giáp xác Chelonibia patula 52 Hình 3.10: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh loài giáp xác Semibalanus sp .53 Hình 3.11: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh giáp xác Octolasmis angulata 53 Hình 3.12: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh loài Octolasmis neptuni 57 Hình 3.13: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh giáp xác Octolasmis warwickii 59 Hình 3.14: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh giáp xác Octolasmis tridens 61 Hình 3.15: Đặc điểm hình thái vị trí ký sinh giáp xác Choniosphaera indica 63 Hình 3.16: Tỷ lệ nhóm ghẹ xanh nhiễm từ đến loài ký sinh trùng 64 Hình 3.17: Kết điện di sản phẩm PCR đoạn gen 28S rDNA COI mt DNA loài KST ghẹ xanh 75 Hình 3.18: Cây phát sinh loài dựa vào trình tự gen 28S rDNA loài KST ghẹ xanh 76 Hình 3.19: Cây phát sinh loài dựa vào trình tự gen COImt DNA loài ký sinh trùng ghẹ xanh .80 x 41 Glenner, H, Lutzen, J & Takahashi, T 2003, "Molecular and Morphological Evidence for a Monophyletic Clade of Asexually Reproducing Rhizocephala: Polyascus, New Genus (Cirripedia)", Journal of Crustacean Biology, 23 (3), pp 548557 42 Grande, C, Templado, J & Zardoya, R 2008, "Evolution of gastropod mitochondrial genome arrangements", BMC Evolutionary Biology, 8, pp 61-67 43 Guarro, JG & Tchigel, AM 1999, "Developments in fungal taxonomy", Clinical microbiology reviews, 12 (3), pp 454–500 44 Gurney, RH, Grewe, PM & Thresher, RE 2006, "Mitochondrial DNA Haplotype Variation in the Parasitic Cirripede Sacculina carcini Observed in the Cytochrome Oxidase Gene (COI)", Journal of Crustacean Biology, 26 (3), pp 326330 45 Hall, TA 1999, “BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT”, Nucleic Acid Symposium Series, 41, pp 95-98 46 Hayashi, R, Chan, BKK, Blecher, NS, Watanabe, H, Haim, TG, Yonezawa, T, Levy, Y, Shuto, T & Achituv, Y 2013, " Phylogenetic position and evolutionary history of the turtle and whale barnacles (Cirripedia: Balanomorpha: Coronuloidea)", Molecular Phylogenetics and Evolution, 67, pp.9-14 47 Hebert, PDN, Penton, EH, Burns, JM, Janzen, DH & Hallwachs, W 2004, "Ten species in one: DNA barcoding reveals cryptic species in the neotrop butterfly Astrapes fulgerator", Proceedings of the national Academy of Sciences of the United States of America, 101 (41), pp 14812-14817 48 Hebert, PDN, Ratnasingham, S, Zakharov, E, Telfer, AC, Beaudin, VL, Milton MA, Pedersen, S, Jannetta, P & Waard, JR 2016, " Counting animal species with DNA barcodes: Canadian insects", The Royal Society, 371, pp 1-10 49 Hu, X & Song, W 2001, "Description of Zoothamnium chlamydis sp n (Protozoa: Ciliophora: Peritrichida), an Ectocommensal Peritrichous Ciliate from Cultured Scallop in North China", Acta Protozoologica, 40, pp 215-220 87 50 Huang, X 1996, “An improved sequence assembly program”, Genomics, 33, pp 21-31 51 Hudson, DA & Lester, RLG 1994, "Parasites and symbionts of wild mud crabs Scylla serrata (Forskal ) of potential significance inaquaculture", Aquaculture, 120, pp 183-199 52 Humes, AG 1942, The Morphology, Taxanomy and Bionomic of Nemertean Genus Carcinonemertes, The University of Illinois Press 53 Iseto, T & Hirose, E 2010, "Comparative Morphology of the Foot Structure of Four Genera of Loxosomatidae (Entoprocta): Implications for Foot Functions and Taxonomy", Journal of Morphology, 271, pp 1185-1196 54 Jeffries, WB, Voris, HK & Yang, CM 1982, "Diversity and distribution of the Pedunculate barnacle Octolasmis in the seas adjacent to Singapore", Journal of Crustacean Biology, (4), pp 562-569 55 Jeffries, WB, Voris, HK, Naiyanetr, PN & Panha, S 2005, "Pedunculate Barnacles of the Symbiotic Genus Octolasmis (Cirripedia: Thoracica: Poecilasmatidae) from the Northern Gulf of Thailand", The Natural History Journal of Chulalongkorn University, (1), pp 9-13 56 Ji, D, Shin, M, Choi, J & Clamp, J 2011, "Redescriptions of five species of marine peritrichs, Zoothamnium plumula, Zoothamnium nii, Zoothamnium wang, Pseudovorticella bidulphiae, and Pseudovorticella marina (Protista, Ciliophora)", Zootaxa, 2930 (5), pp 47–59 57 Johnson, MW 1957, "The Copepod Choniosphaera cancrorum Parasitizing a New Host, the Green Crab Carcinides maenas", The Journal of Parasitology, 43 (4), pp 470–473 58 Jones, DS, Hewitt, MA & Sampey, A 2000, "A checklist of the Cirripedia of the South China Sea", Raffles Bulletin of Zoology, 48 (8), pp 233–307 59 Josileen, J 2004, “Larval stages of the blue swimmer crab, Portunus pelagicus (Linnaeus, 1758) (Decapoda, Brachyura)”, Crustaceana, 77 (7), pp 785803 88 60 Josileen, J & Menon, NG 2005, "Growth of the blue swimmer crab, Portunus pelagicus (Linnaeus, 1758) (Decapoda, Brachyura) in captivity", Crustaceana, 78 (1), pp 1-18 61 Josileen, J 2011, “Food and feeding of the blue swimmer crab, Portunus pelagicus (Linnaeus, 1758) (Decapoda, Brachyura) along the coast of Mandapam, Tamil Nadu, India”, Crustaceana, 84 (10), pp 1169-1180 62 Josileen, J 2014, "Seed production and farming of blue swimmer crab Portunus pelagicus", Central Marine Fisheries Research Institute India pp 241–248 63 Justine, JL, Beveridge, I, Boxshall, GA, Bray, RA, Moravec, F, Trilles, JP & Whittington, D 2010, “An annotated list of parasites (Isopoda, Copepoda, Monogenea, Digenea, Cestoda and Nematoda) collected in groupers (Serranidae, Epinephelinae) in New Caledonia emphasizes parasite biodiversity in coral reef fish”, Folia Parasitological, 57(4), pp 237–262 64 Kajihara, H & Kuris, AM 2013, "Ovicides paralithodis (Nemertea, Carcinonemertidae), a new species of symbiotic egg predator of the red king crab Paralithodes camtschaticus (Tilesius, 1815) (Decapoda, Anomura)", ZooKeys, 258, pp 1-15 65 Kluijver, MJ, Ingalsuo, SS, Nieuwenhuijzen, AJL & Veldhuijzen, HH 2000, Macrobenthos of the North Sea - Keys to Polychaeta, Nemertina, Sipuncula, Platyhelminthes and miscellaneous worm-like groups, Expert Center for Taxonomic Identification, Amsterdam 66 Kumar MS, Xiao, Y, Venema, S & Hoope, G 2003, “Reproductive cycle of the blue swimmer crab, Portunus pelagicus, off southern Australia”, Journal of Marine Biology, 83 (5), pp 983-994 67 Kumaravel, K, Ravichandran, S & Rameshkumar, G 2009, "Distribution of barnacle Octolasmis on the gill region of some edible crabs", Academic Journal of Entomology, (1), pp 36–39 68 Kunsook, C, Gajaseni, N & Paphavasit, N 2014, “The feeding ecology of the blue swimming crab, Portunus pelagicus (Linnaeus, 1758), at Kung Krabaen Bay, Chanthaburi Province, Thailand”, Tropical Life Sciences Research, 25 (1), pp 13-19 89 69 Kupriyanova, EK, Zavala, B, Halt, MN, Lee, MSY & Rouse, GW 2008, Phylogeny of the Serpula–Crucigera–Hydroides clade (Serpulidae : Annelida) using molecular and morphological data: implications for operculum evolution", Csiro Publishing, 22, pp 425-437 70 Kuris, AM 1987, "Life Cycle, Distribution and Abundance of Carcinonemertes epialti, a Nemertean Egg predator of the Shore Crab, Hemigrapsus oregonensis, in Relation to Host Size, Reproduction and Molt Cycle", Biology Bulleton, 154, pp 121–137 71 Lai, JCY 2010, “A revision of the Portunus pelagicus (Linnaeus, 1758) species complex (Crustacea: Brachyura: Portunidae), with the recognization of four species”, Raffles Bulletin of Zoology, 58 (2), pp 199-237 72 Leborans, GF & Gabilondo, R 2005, "Hydrozoan and protozoan epibionts on two decapod species, Liocarcinus depurator (Linnaeus, 1758) and Pilumnus hirtellus (Linnaeus, 1761), from Scotland", Zoologischer Anzeiger, 244, pp 59-72 73 Leborans, GF & Gabilondo, R 2008, "Invertebrate and protozoan epibionts on the velvet swimming crab Liocarcinus puber (Linnaeus, 1767) from Scotland, Acra Zoologica, 89, pp 1-17 74 Lin, HC, Hoeg, JT, Yusa, Y & Chan, BKK 2015, "The origins and evolution of dwarf males and habitat use in thoracican barnacles", Molecular Phylogenetics and Evolution, 91, pp.1-11 75 Linse, K, Jackson, JA, Fitzcharles, E, Sand, CJ & Buckeridge, JS 2013, "Phylogenetic position of Antarctic Scalpelliformes (Crustacea: Cirripedia: Thoracica)", Deep Dea Research, 73, pp 99-116 76 Lockyer, AE, Olson, PD & Littlewood, DTJ 2003, " Utility of complete large and small subunit rRNA genes in resolving the phylogeny of the Neodermata (Platyhelminthes): implications and a review of the cercomer theory", Biological Journal of the Linnean Society, 78, pp 155–171 77 Losada, MP, Hoeg, JT & Crandall, KA 2004, "Unraveling the Evolutionary Radiation of the Thoracican Barnacles Using Molecular and Morphological Evidence: 90 A Comparison of Several Divergence Time Estimation Approaches", Systemegic Biology, 53 (2), pp 244-264 78 Losada, MP, Harp, M, Hoeg, JT, Achituv, Y, Watanabe, H & Crandall, KA 2008, "The tempo and mode of barnacle evolution", Molecular Phylogenetics and Evolution, 46, pp 328–346 79 Love, DC, Rice, SD, Moles, DA & Eaton, WD 1993, "Seasonal prevalence and intensity of bitter crab dinoflagellate infection and host mortality in Alaskan Tanner crabs Chionoecetes bairdi from Auke Bay, Alaska, USA" Diseases of Aquatic Organisms, 15, pp 1–7 80 Lützen, J & Jespersen, A 1990, "Records of Thompsonia ( Crustacea: Cirripedia: Rhizocephala ) From Singapore , Including Description of Two New Species, T littoralis and T pilodiae", Raffles Bulletin of Zoology, 38 (2), pp 241– 249 81 Lützen, J, Pham, TD 1999, "Three Colonial Rhizocephalans from Mantis Shrimps and a Crab in Vietnam, including Pottsia serenei, New Species (Cirripedia: Rhizocephala: Thompsoniidae)", Journal of Crustacean Biology, 19 (4), pp 902–907 82 Ma, H & Overstreet, RM 2006, "Two new species of Epistylis (Ciliophora: Peritrichida) on the blue crab (Callinectes sapidus) in the Gulf of Mexico", Journal of Eukaryotic Microbiology, 53 (2), pp 85–95 83 MacLean, SA & Ruddell, CL 1978, "Three New Crustacean Hosts for the Parasitic Dinoflagellate Hematodinium perezi (Dinoflagellata: Syndinidae)", Journal of Parasitology, 64 (1), pp 158–160 84 Madkour, FF, Sallam, WS, & Wickisten, MK 2012, "Epibiota of the spider crab Schizophrys dahlak (Brachyura: Majidae) from the Suez Canal with special reference to epizoic diatoms", Marine Biodiversity Records, 5, pp 1-7 85 Maheswarudu, G, Jose, J, Manmadhan, KR, Arputharaj, MR, Ramakrishna, A, Vairamani, A & Ramamoorthy, N 2008 "Evaluation of the seed production and grow out culture of blue swimming crab Portunus pelagicus (Linnaeus, 1758) in India", Indian Journal of Marine Sciences, 37 (3), pp 313–321 91 86 Mcdermott, JJ 2007, "Ectosymbionts of the nonindigenous Asian shore crab, Hemigrapsus sanguineus (Decapoda: Varunidae), in the western north Atlantic, and a search for its parasites", Journal of Natural History, 41, pp 37-40 87 McGaw, IJ 2006, "Epibionts of sympatric species of Cancer crab in Barkley Sound, British Columbia", Journal of Crustacean Biology, 26 (1), pp.85-93 88 Meyers, TR, Morado, JF, Sparks, AK, Bishop, GH, Pearson, T, Urban, D & Jackson, D 1996, "Distribution of Bitter Crab Syndrome in Tanner crabs (Chionoecetes bairdi, C opilio) from the Gulf of Alaska and the Bering Sea", Diseases of Aquatic Organisms, 26 (3), pp 221–227 89 Mireia, A, Guiomar, R & Chaoshu, Z 2010, "Surrvival, development and growth off larvae of the blue swimmer crab, Portunus pelagicus, cultured inder different photoperiod conditions", Aquaculture, 300 (1-4), pp 218-222 90 Mushtaq, S & Mustaquim, J 2009, "The Occurrence and distribution of stalked barbacles of the genus Octolasmis on the gills of mud crab or mangrove crab, genus Scylla"", Crustaceana, 82 (1), pp 56-61 91 Nielsen, C 1971, "Entoprocta life-cycles and the Entoproct/Ectoproct Relationship", Ophelia, 9, pp 209-341 92 Olson, PD, Cribb, TH, Tkach, VV, Bray, BA & Littlewood, DTJ 2003, 93 "Phylogeny and classification of the Digenea (Platyhelminthes: Trematoda) Nucleotide sequence data reported in this paper are available in the GenBankTM, EMBL and DDBJ databases under the accession numbers AY222082–AY222285", International Journal for Parasitology, 33 (7), pp 733–755 93 Page, RD 1996, "TreeView: an application to display phylogenetic trees on personal computers", Computer Applications in the Biosciences, 12 (4), pp 357-365 94 Phillips, WJ & Cannon, LRG 1978, "Ecologcal observations on the commercial sand crab, Portunus pelagicus (L.), and its parasite, Sacculina granifera Boschma 1973 (Ciripedia: Rhizocephala), Journal of Fish Diseases,1, pp 137-149 95 Pitogo, CRL & Pena, LD 2004 Diseases in Farmed Fish and Mud Crabs, Scylla spp.: Diagnosis, Prevention, and Control Nutritional Diseases, Aquaculture 92 Department Southeast Asian Fisheries Development Center Tigbauan, Iloilo, Philippines 96 Poulin, R 2007, Evolutionary ecology of parasites, Princeton University Press 97 Raupach, MJ, Barco1, A, Steinke, D, Beermann, J, Laakmann, S, Mohrbeck, I, Neumann, H, Kihara1, TC, Pointner, K, Radulovici, A, Voigt, AS & Wesse, C 2015, The Application of DNA Barcodes for the Identification of Marine Crustaceans from the North Sea and Adjacent Regions, Research Article 98 Romano, N & Jeng, C 2006, “The effects of salinity on the survival, growth and haemolymph osmolality of early juvenile blue swimmer crabs, Portunus pelagicus”, Aquaculture, 260, pp 151-162 99 Romano, N & Zeng, C 2007 "Ontogenetic changes in tolerance to acute ammonia exposure and associated gill histological alterations during early juvenile development of the blue swimmer crab, Portunus pelagicus", Aquaculture, 266, pp 246–254 100 Romano, N & Zeng, C, 2007, "Acute toxicity of sodium nitrate, potassium nitrate, and potassium chloride and their effects on the hemolymph composition and gill structure of early juvenile blue swimmer crabs (Portunus pelagicus Linnaeus, 1758) (Decapoda, Brachyura, Portunidae)", Environmental Toxicology and Chemistry, 26 (9), pp 1955–1962 101 Romano, N & Zeng, C 2008, Blue swimmer crabs – Emerging species in Asia, Global aquacuture Advocade 102 Rubinnoff, D 2006, "Utility of mitochondrial DNA barcodes in species conservation", Conservation Biology, 20 (4), pp 1026-1033 103 Saccone, C, De, DC, Gis, C, pesole, G & Reyes, A 1999, "Evolutionary genomics in the Metazoa: the mitochondrial DAn as a model system", Gene, 238 (1), pp 195-210 104 Sadeghian, PS & Kuris AM 2001, "Distribution and abundance of a nemertean egg predator (Carcinonemertes sp.) on a leucosiid crab, Randallia ornata", Hydrobiologia, 456, pp 59–63 93 105 Santos, C & Bueno, SLS 2001, "Prevalence and mean intensity of infestation by Carcinonemertes carcinophila imminuta (Nemertea: Carcinonemertidae) in the gills of Callinectes danae and Callinectes ornatus (Decapoda: Portunidae) from São Sebastião, Brazil", Hydrobiologia, 456, pp.65-71 106 Santos, C & Bueno, SLS 2002, "Infestation by Octolasmis lowei (Cirripedia: Poecilasmatidae) in Callinectes danae and Callinectes orrnatus (Decapoda: Portunidae) from São Sebastião, Brazil", Journal of Crustacean Biology, 22 (2), pp 241-248 107 Santos, C, Norenburg, JL & Bueno, SLS 2006, "Three new species of Carcinonemertes (Nemertea, Carcinonemertidae) from the southeastern coast of Brazil", Journal of Natural History, 40 (15), pp 915-930 108 Schander, C & Willassen, E 2005, "What can biological barcoding for marine biology", Marine Biology Research, 1, pp 79-83 109 Shahib, IMA 2012, "Some biological aspects of the swimming crab Portunus pelagicus (Linnaeus, 1766) (Decapoda: Portunidae) in NW Arabian Gulf", Search Results Mesopotamian Journal of Marine Science, 27 (2), pp 78 - 87 110 Shields, JD, Wickham, DE & Kuris, AM 1989, "Carcinonemertes regicides n.sp (Nemertea), a symbiotic egg predator from the red king crab, Paralithodes camtschatica (Decapoda, Anomura), in Alaska", Canadian Journal of Zoology, 67, pp 923–930 111 Shields, JD 1992, "Parasites and symbionts of the crab Portunus pelagicus from Moreton Bay, Eastern Australia", Journal of Crustacean Biology, 12 (1), pp 94– 100 112 Shields, JD 1993, "The infestation and dispersion patterns of Carcinonemertes spp (Nemertea) on their crab host", Hydrobiologia, 266, pp 45-56 113 Shields, JD & Squyars, CM 2000, "Mortality and hematology of blue crabs, Callinectes sapidus, experimentally infected with the parasitic dinoflagellate Hematodinium perezi", Fishery Bulletin, 98 (1), pp 139–152 94 114 Shields, JD 2001, "Ovicides jilieae n sp (Nemertea: Carcinonemertidae) on xanthid crabs from Great Barrier Reef, Australia", Journal of Crustacean Biology, 21 (1), pp 304-312 115 Shields, JD & Overstreet, RM 2003, "The blue crab: Diseases, Parasites, and Other Symbionts Blue Crab", Faculty Publications from the Harold W Manter Laboratory of Parasitology University of Nebraska, pp 223-339 116 Shields, JD & Segonzac, M 2007, "New Nemertean worm (Carcinonemertidae) on bythograeid crabs (Decapoda: Brachyura) from pacific hydrothermal vent sites", Journal of Crustacean Biology, 27 (4), pp 681-692 117 Stentiford, GD, Feist, SW, Bateman, KS, & Hine, PM 2004, "Haemolymph parasite of the shore crab Carcinus maenas: pathology, ultrastructure and observations on crustacean haplosporidians", Diseases of Aquatic Organisms, 59 (1), pp 57–68 118 Sun, Y & Qiu, JW 2012 "A new species of Lagis (Polychaeta: Pectinariidae) from Hong Kong", Zootaxa, 3264, pp 61-68 119 Tamura, K, Stecher, G, Peterson, D, Filipski, A & Kumar, S 2013, " MEGA 6: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 6.0", Molecular Biology and Evolution, 30 (12), pp 2725–2729 120 Tan, AN, Christianus, A & Satar, MKA 2011, "Epibiont infestaion on horseshoe crab Tachypleus gigas (Muller) at Pantai Balok in Peninsular Malaysia", Our Nature, 9, pp 9-15 121 Tandon, V, Prasad, PK, Chatterjee, A & Bhutia, PT 2007, "Surface fine topography and PCR-based determination of metacercaria of Paragonimus sp from edible crabs in Arunachal Pradesh, Northeast India", Parasitology Research, 102, pp 21-28 122 Taylor RW & Turnbull, DM 2005, "Mitochondrial DNA mutations in human diseases", Nature Review Genetics, 6, pp 389-402 123 Tholleson, M & Norenburg, JL 2003, " Ribbon worm relationships: a phylogeny of the phylum Nemertea", The Royal Society, 270, pp 407-415 124 Varela, C, Gigueroa, MT & Tocino, LS 2011, "A new species of Loxosomatidae (Entoprocta) from the Atlantic Ocean: Loxosomella cubana n sp.", Zootaxa, 3051, pp 57-61 95 125 Voris, HK & Jeffries, WB 1997, "Size, distribution, and significance of capitular plates in Octolasmis (Ciripedia: Poecilasmatidae), Journal of Crustacean Biology, 17 (2), pp 217-226 126 Voris, HK, Jeffries, WB & Poovachiranon, S 2000, "Size and location relationships of stalked barnacles of the genus Octolasmis on the mangrove crabs Scylla serrata", Journal of Crustacean Biology, 20 (3), pp 483-494 127 Walker, G 2001, "Some observations on the epixoic barnacle Octolasmis angulata within the branchial chambers of an Australia swimming crab", Journal of Crustacean Biology, 21 (2), pp 450-455 128 Weng, HT 1987, "The parasitic barnacle, Sacculina granifera Boschma, affecting the commercial san crab, Portunus pelagicus, in populations from two different environments in Queensland", Journal Fish Diseases, pp 221–227 129 Wickham, DE & Kuris, AM 1985, "The comparative ccology of Nemertean egg predators", American Zoology, 25, 127-134 130 Windsor, DA 1998, “Most of the species on Earth are parasites”, International Journal for Parasitology, 28, pp 1939-1941 131 Wolstenholme, DR 1992, "Animal mitochondrial genome: structure and evolution", International Review of Cytology, 141, pp 172-216 132 Xiao, Y & Kumar, M 2004, “Sex ratio and probability of sexual maturity of females at size of the blue swimmer crabs, Portunus pelagicus Linnaeus, off southern Australia”, Fisheries Research, 68, pp 271-282 133 Yan, Y, Huang, L & Miao, S 2004, "Occurrence of the epizoic barnacle Octolasmis angulata on the crab Charybdis feriatus from Daya Bay, China", Search Results Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom, 84, pp 619-629 134 Yang, CP, Li, HX & Yan, Y 2014, “Occurrence and effects of the rhizocephalan parasite Piplothylacus sinensis (Cirripedia: Rhizocephala: Thomsoniidae) in the swimming crab Portunus sanguinolentus (Decapoda: Portunidae) in Honghai Bay, South China sea”, Journal of Crustacean Biology, 34 (5), pp 573-580 96 135 Zainal, KA 2013, "Natural food and feeding of the commercial blue swimmer crab, Portunus Pelagicus (Linnaeus, 1758) along the coastal waters of the Kingdom of Bahrain", Journal of the Association of Arab Universities for Basic and Applied Sciences, 13 (1), pp 1–7 136 Zar, JH 1996, Biostatistical Analysis - Fifth edition, Pearson 137 Zardus, JD, Lake, DT, Frick, MG & Rawson, PD 2013, Deconstructing an assemblage of “turtle” barnacles: species assignments and fickle fidelity in Chelonibia, Springer 97 PHỤ LỤC Phụ lục Nội dung Quy trình tách chiết DNA kit Qiagen Sự tương đồng trình tự loài ký sinh trùng phân tích di truyền gen 28S rDNA COI mtDNA Số trang Phụ lục QUY TRÌNH TÁCH CHIẾT DNA BẰNG BỘ KIT QIAGEN  Hút mẫu KST cho vào tube 1,5ml  Thêm 180µl đệm ATL  Thêm 20µl proteinase K, mix  Ủ 56 0C mẫu tan hoàn toàn, mix 15s  Thêm 200µl Buffer AL, mix  Thêm 200µl ethanol (96 – 100 0C), mix  Dùng pipet hút toàn dịch chuyển sang tube có cột lọc 2ml (có sẵn)  Ly tâm 6.000g (8.000 vòng/phút) 1phút  Loại bỏ dịch thu cột lọc  Đặt cột lọc sang tube 2ml (có sẵn)  Thêm 500µl đệm AW1, ly tâm phút 6.000g  Loại bỏ dịch thu cột lọc  Đặt cột lọc sang tube 2ml (có sẵn)  Thêm 500µl buffer AW2, ly tâm phút 13.000 vòng/phút  Loại bỏ dịch chuyển cột lọc trênsang tube 1,5ml (không có sẵn)  Thêm 50µl đệm AE, ủ 3-5 phút nhiệt độ phòng, ly tâm phút 6.000g thu 100µl bảo quản DNA -20 0C Phụ lục SỰ TƯƠNG ĐỒNG TRÌNH TỰ CỦA CÁC LOÀI ĐƯỢC PHÂN TÍCH DI TRUYỀN Bảng 2.1 Sự tương đồng trình tự 25 loài phân tích di truyền gen 28S rDNA (đơn vị: %) 1 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 ID 90,7 88 88,2 92,4 90,9 99,5 88,2 87,0 79,4 77,8 79,3 78,8 79,2 78,4 67,7 38,4 39,4 44 45 45,1 29,5 32,2 48,9 49 ID 89,8 90 90,5 97,3 90,3 87,0 86,5 81, 78,1 80 80,1 80,4 78,7 68,0 38,1 38,5 44,2 45 45,2 28,9 31,4 47,8 47,9 ID 99,8 87,8 89,2 88 84,7 85 79,8 77 77,1 76,6 77,7 77,3 66,4 38 38,5 43,1 44,3 44,1 28,4 30,6 46,9 47 ID 88 89,4 88,2 84,9 85,2 80 77,2 77,3 76,8 77,9 77,5 66,6 37,8 38,4 43,3 44,5 44,3 28,6 30,8 46,7 46,8 ID 90,7 92 88,5 87,2 79,7 77,5 79,4 79 79,2 77,7 68,8 38,7 39,8 43,4 44,4 44,4 29,5 31,5 48,3 48,8 ID 90,5 86,8 86,3 81,5 78,8 79,6 79,6 80,2 78,9 68,1 38,5 38,7 44,3 45,3 45,6 29,5 31,6 48,5 48,6 ID 87,8 86,6 79,2 77,6 79,3 78,8 79,4 78,6 68,1 38,6 39,6 44,2 45,1 45,3 29,5 32,2 48,9 48,8 ID 95,7 78,9 76,5 77,9 77,9 78,4 77,4 69,5 39,8 40,8 43,7 44,5 44,7 29,1 30,8 46,3 46,6 ID 78,3 76,1 78,4 77,6 78,2 77,6 69,4 39,7 40,6 42,8 43,6 43,6 29 30,7 46,6 46,8 ID 86,1 79,2 79,6 80,3 80,5 66,3 39 39,2 45 46,2 46,2 29,8 30,8 46,7 46,9 ID 77,8 77,5 78,9 79,5 65,9 37,4 37,6 44 45,2 45 29,4 31 47,6 47,4 ID 89,9 87,3 86,5 70,1 37,7 38,1 43 43,8 43,9 29,1 31,2 51 50,8 ID 88,5 87,5 71,4 39,7 40,5 43,7 45 45 27,4 30,1 49,6 49,7 ID 94,2 69,8 38,5 39,4 44,2 45,3 46 28,6 30,7 49,4 49,4 ID 69 37,6 38,3 43,8 44,2 45 27,8 29,7 48,9 48,9 ID 38,7 38,7 40,7 42 41,5 28,9 30,2 42,6 42,2 ID 92,5 52,8 52,2 52,1 31,2 33,3 36,4 37.5 ID 53,2 53 52,3 33 36,2 36,3 37,5 ID 94,6 90,7 36,8 38,8 42 41,5 ID 91,8 35,5 37,1 41,2 40,8 ID 35,8 36,4 41 41,3 ID 77,2 28,6 27,8 ID 31,1 30,9 ID 93,5 ID Chú thích: 1: Octolasmis neptuni; 2: Octolasmis angulata; 3: Octolasmis warwickii; 4: Octolasmis warwickii EU082328; 5: Octolasmis tridens; 6: Octolasmis cor EU082326; 7: Octolasmis sp EU082327; 8: Poecilasma inaequilaterale AY520620; 9: Poecilasma kaempferi EU082329; 10: Scalpellum scalpellum EU082307; 11: Scalpellum sp EU489830; 12: Semibalanus sp.; 13: Semibalanus cariosus AY520593; 14: Chelonibia patula; 15: Chelonibia caretta AB723915; 16: Sacculina carcini AY520622; 17: Hydroides elegans EU195369; 18: Hydroides sp.; 19: Carcinonemertes sp., 20: Ovicides paralithodis AB704416; 21: Carcinonemertes sp AJ436846; 22: Loxosomella sp.; 23: Loxosoma axisadversum LC005491; 24: Notoplana sp.; 25: Notoplana australis AY157153 Các loài từ Genbank có mã số kèm theo Bảng 2-2 Sự tương đồng trình tự 22 loài phân tích di truyền gen COI mtDNA (đơn vị: %) 1 ID 84,8 84,8 81,3 82,2 84,8 82 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 95 79,9 78,7 78,3 79,5 78,7 76,4 73,8 74 71,7 73,2 57 58,4 71,6 70,8 ID 100 84,2 85,4 87,7 82,2 87,1 82,4 80,5 81,6 81,7 79,7 77,7 77,5 77 73,6 75,6 57 57,8 73,8 72,8 ID 84,2 85,4 87,7 82,2 87,1 82,4 80,5 81,6 81,7 79,7 77,7 77,5 77 73,6 75,6 57 57,8 73,8 72,8 ID 82 84 80,5 82,4 78,7 78,5 78,3 80,3 77,7 77 74,2 76,8 71,5 71,3 55,8 58,8 71,6 71,2 ID 82,2 79,3 84 81,3 79,1 79,7 79,3 78,9 78,9 73 72,8 70,9 71,5 55,4 56,4 70,2 71,4 ID 86 85 79,9 79,7 78,9 80,5 79,9 78,5 75,6 77,3 73,8 74,8 58,2 59,6 71,8 73 ID 82,8 78,3 80,7 77,5 77,3 78,3 77,3 74 74 71,7 71,7 57,2 59 70,6 71,6 ID 80,7 78,3 79,3 80,1 78,9 78,3 75 75,4 72,8 73,8 57,4 58,8 71,4 70,6 ID 83,6 82,8 81,3 82,2 79,9 73,6 72,8 72,1 72,3 56,8 57,8 70,4 73,4 10 ID 82,4 81,3 81,1 77,9 73 75,2 71,7 71,3 56 57,2 70,6 73,4 11 ID 85,7 81 78,5 75,5 75,7 74,4 72,8 57,4 57,8 70,6 70,8 12 ID 79,7 77,9 76,6 75 74,8 71,9 57,3 57,5 72,5 71,1 13 ID 81,1 74,8 75 72,3 72,3 56,6 56,6 70,8 71,8 14 ID 73,6 73,4 70,7 67,6 53,6 56,6 70,2 73 15 ID 89,3 85 78,1 59,8 61,6 76,1 74 16 ID 74,6 74,2 60,2 62,5 75,5 73,2 17 ID 82,6 59,4 59,2 76,3 76,1 18 ID 58,6 59,6 74,2 75,9 19 ID 78,3 56,9 56,3 20 ID 59,1 58,7 21 ID 78,1 ID 22 Chú thích: 1: Octolasmis angulata; 2: Octolasmis warwickii KC138501; 3: Octolasmis warwickii; 4: Octolasmis tridens; 5: Octolasmis cor KC138499; 6: Octolasmis hawaiense KF484230; 7: Octolasmis orthogonia EU884173; 8: Octolasmis angulata KC138498; 9: Chelonibia patula; 10: Chelonibia caretta JN589812; 11: Semibalanus sp.; 12: Semibalanus balanoides KT209273; 13: Scalpellum scalpellum KT208650; 14: Scalpellum stearnsii KF484216; 15: Notoplana sp.; 16: Leptocera limosa KR683698; 17: Carcinonemertes sp.; 18: Carcinonemertes carcinophila HQ848619; 19: Hydroides sp.; 20: Hydroides elegans JQ885939; 21: Loxosoma axisadversum LC006049; 22: Loxosomella sp Các loài từ Genbank có mã số kèm theo ... DỤC VÀ ĐÀO TẠO TRƯỜNG ĐẠI HỌC NHA TRANG LÊ THỊ KIỀU OANH XÁC ĐỊNH THÀNH PHẦN CÁC LOÀI KÝ SINH TRÙNG TRÊN GHẸ XANH (Portunus pelagicus, Linnaeus 1758) TẠI MỘT SỐ VÙNG BIỂN Ở VIỆT NAM DỰA TRÊN ĐẶC... Tôi xin cam đoan kết đề tài: Xác định thành phần loài ký sinh trùng ghẹ xanh (Portunus pelagicus, Linnaeus 1758) số vùng biển Việt Nam dựa đặc điểm hình thái di truyền công trình nghiên cứu... Nha Trang cho phép thực đề tài Xác định thành phần loài ký sinh trùng ghẹ xanh (Portunus pelagicus, Linnaeus 1758) số vùng biển Việt Nam dựa đặc điểm hình thái di truyền khuôn khổ chương trình