Sau khi thu được chế phẩm BC, chúng tôi tiến hành bố trí thí nghiệm để xác định khả năng chuyển hoá NH3 và NO2 của vi khuẩn. Sử dụng 4 erlen loại 2 L, mỗi erlen chứa 800 ml nước biển đã được vô trùng. Sau đó cho vào 3 erlen lần lượt 80 g chế phẩm BC ứng với mỗi chế độ cố định (tỉ lệ BC trên lượng nước xử lý là 1:10), erlen thứ 4 làm mẫu đối chứng. Sau 1 tuần xử lý, đây là thời gian vi khuẩn thích nghi với môi trường mới, các thông số như hàm lượng NH3, NO2-
, NO3- được xác định bằng TCVN như đã nêu ở trên. Thời gian theo dõi là trong 3 tuần tiếp theo, lấy mẫu định kì 48 giờ.
Hình 56. Chế phẩm BC ở các chế độ bẫy-hấp phụ khác nhau được đem thử nghiệm trên nước biển
55
Sau một tuần xử lý, 10 ml mẫu được lấy ra từ mỗi erlen và đem xác định hàm lượng NH3 (mg/L) còn lại, kết quả như sau:
Sau 7 ngày OD mg NH3/L Đối chứng 0,194 27,071
24h 0,187 26,071 48h 0,076 10,214 72h 0,134 18,429
Như vậy có thể kết luận sơ bộ rằng chế phẩm vi khuẩn cố định lên BC có hoạt lực phân giải NH3, và chế độ 48 giờ là thời gian bẫy-hấp phụ cho khả năng xử lý cao nhất. Cần lưu ý là
Nitrosomonas ngoài khả năng oxi hoá NH3 thành
nitrite thì trong điều kiện thiếu oxi, nó sẽ oxi hoá NH3 lên các hợp chất như NO, N2O và thậm chí khử NO2- về các hợp chất NO và N2O để thu năng lượng. Do đó tuy khả năng chỉ sử dụng một nguồn cơ chất là NH3, nhưng do linh hoạt trong việc thu năng lượng trong cơ chế sinh hoá, do đó lượng NH3 mà vi khuẩn tiêu thụ sẽ không nhiều.
3.5.2.2 Nồng độ NO2- (mg/L)
Sau một tuần xử lý, 10 ml mẫu được lấy ra từ mỗi erlen và đem xác định hàm lượng NO2- (mg/L) còn lại, kết quả như sau:
Sau 7 ngày OD mg NO2-/L Đối chứng 1,050 1,360
24h 0,016 0,086 48h 0,009 0,078 72h 0,022 0,094
Như vậy có thể kết luận sơ bộ rằng chế phẩm vi khuẩn cố định lên BC có hoạt lực phân giải NO2- rất mạnh , và chế độ 48 giờ là thời gian bẫy-hấp phụ cho khả năng xử lý cao nhất. Cần lưu ý là Nitrosomonas sử dụng NH3 để tạo ra NO2- bên cạnh lượng NO2- có sẵn trong môi trường, và
Nitrobacter thì sử dụng NO2- mạnh đến mức các giá trị thu được rất thấp. Sơ bộ có thể đánh giá vi khuẩn Nitrobacter được sử dụng có hoạt lực nitrate hoá cao.
56
Sau một tuần xử lý, 10 ml mẫu được lấy ra từ mỗi erlen và đem xác định hàm lượng NO3- (mg/L) còn lại, kết quả như sau:
Sau 7 ngày OD mg NO3- /L Đối chứng (x10) 0,334 79,878
24h 0,616 8,184 48h (x10) 0,171 36,974 72h (x10) 0,227 51,711
Như vậy có thể kết luận sơ bộ rằng chế phẩm vi khuẩn cố định lên BC có hoạt lực phân giải NO2- tạo ra NO3-, và chế độ 72 giờ là thời gian bẫy-hấp phụ cho khả năng xử lý cao nhất. Cần lưu ý là vi khuẩn
Nitrobacter ngoài khả năng oxi hoá nitrite lên nitrate để thu năng lượng, nó sẽ không thải trực tiếp nitrate ra môi trường mà còn sử dụng để đồng hoá tạo nên các acid amin trong tế bào, và trong nhiều trường hợp, nếu thiếu cơ chất nitrite thì Nitrobacter sẽ khử nitrate về các hợp chất nitơ khác để thu năng lượng, vì thế lượng nitrate đo được chưa phản ánh hết con đường chuyển hoá nitrate trong vi khuẩn.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
[1].Châu, Đ. N., Nghiên cứu thu nhận cellulose vi khuẩn làm chất mang trong kỹ thuật cố định tế bào vi sinh vật. Đại học Bách Khoa TPHCM: 2008;
[2].Phẩm, L. Đ.; Nhung, Đ. T. K.; Vân, T. C., Cơ sở khoa học trong Công nghệ bảo vệ môi trường - tập 2 - Cơ sở vi sinh trong Công nghệ bảo vệ môi trường. NXB Giáo Dục: Hà Nội, 2009;
[3].Bothe, H.; Ferguson, S. J.; Newton, W. E., Biology of the Nitrogen Cycle. 2007; p 453 [4].Brenner, D. J.; Krieg, N. R.; Staley, J. T.; Garrity, G. M., Bergey's Manual of Systematic Bacteriology-Part C. 2 ed.; Springer: 2005; Vol. The Proteobacteria, p 1414
[5].Chawla, P. R.; Bajaj, I. B.; Survase, S. A.; Singhal, R. S., Microbial Cellulose: Fermentative Production and Applications. Food technology and biotechnology 2009, 47 (2), 107–124
[6].Colliver, B. B.; Stephenson, T., Production of nitrogen oxide and dinitrogen oxide by autotrophic nitrifiers. Biotechnology Advances 2000, 219-232
[7].Dworkin, M.; Falkow, S.; Rosenberg, E.; Schleifer, K.-H.; Stackebrandt, E.,
Proteobacteria: Alpha and Beta Subclasses. 2 ed.; Springer: 2006; Vol. 5, p 964
[8].Dworkin, M.; Falkow, S.; Rosenberg, E.; Schleifer, K.-H.; Stackebrandt, E.,
Ecophysiology and Biochemistry. 2 ed.; Springer: 2006; Vol. 2, p 1156
[9].Hagopian, D. S.; Riley, J. G., A closer look at the bacteriology of nitrification.
Aquacultural Engineering 1998, 223-244
[10].Manju, N. J.; Deepesh, V.; Achuthan, C.; Rosamma, P.; Singh, I. S. B., Immobilization of nitrifying bacterial consortia on wood particles for bioaugmenting nitrification in shrimp culture systems. Aquaculture 2009, 294, 65-75
[11].Prescoot, L. M., Microbiology. 5 ed.; McGraw−Hill: New York, 2002; p 1147
[12].Sato, C.; Schnoor, J. L.; McDonald, D. B.; Huey, J., Test medium for the growth of
Nitrosomonas europaea. Applied and Environmental Microbiology 1985, 1101-1107
[13].Shan, H.; Obbard, J. P., Ammonia removal from prawn aquaculture water using immobilized nitrifying bacteria. Applied Microbiology and Biotechnology 2001, (57), 791- 798
[14].Skinner, F. A.; Walker, N., Growth of Nitrosomonas europaea in batch and continuous culture. Microbiology 1961, 38, 339-349
[15].Sorokin, D. Y.; Muyzer, G.; Brinkhoff, T.; Kuenen, J. G.; Jetten, M. S. M., Isolation and characterization of a novel facultatively alkaliphilic Nitrobacter species, N. alkalicus sp. nov.
Archives of Microbiology 1988, (170), 345–352
[16].Wallace, W.; Nicholas, D. J. D., The biochemistry of nitrifying microorganisms.
Biotechnology Review 1969, 44, 359-391
[17].Biofiltration for aquaculture. http://www.biofilters.com/webfilt.htm [18].Carboxysome. http://en.wikipedia.org/wiki/Carboxysome