Sensor huỳnh quang phát hiện biothiol và ion Hg(II) dựa trên fluorophore là cyanine

1.6. Sensor huỳnh quang phát hiện biothiol và ion Hg(II) dựa trên fluorophore là cyanine và coumarin

1.6.1. Sensor huỳnh quang phát hiện biothiol và ion Hg(II) dựa trên fluorophore là cyanine

1.6.1. Sensor huỳnh quang phát hiện biothiol và ion Hg(II) dựa trên fluorophore là cyanine

Các dẫn xuất cyanine bao gồm 3 dạng: streptocyanines hoặc cyanine mạch hở R2N+=CH[CH=CH]n-NR2 (I); hemicyanines Aryl=N+=CH[CH=CH]n-NR2 (II);

và cyanine mạch vòng Aryl=N+=CH[CH=CH]n-N=Aryl (III) (Hình 1.23). Các dẫn xuất cyanine đều có cấu trúc kiểu: nhóm đẩy electron (donor) - hệ liên hợp π - nhóm rút electron (acceptor). Trong đó, nhóm đẩy electron là một nhóm amino, nhóm rút

29

electron là ion amoni. Chúng được biết đến là những hợp chất màu, phát huỳnh quang mạnh mẽ, được sử dụng nhiều để phát triển các sensor huỳnh quang, trong đó có các sensor huỳnh quang phát hiện ion Hg(II) và biothiol [11], [40], [61], [88], [126], [170], [179], [182], [186].

Hình 1.23. Các dạng dẫn xuất cyanine

Hình 1.24. Các sensor phát hiện Hg2+/MeHg+ dựa trên fluorophore là cyanine, sử dụng phản ứng desulfurization và tạo vòng guanidine bởi xúc tác Hg2+/MeHg+[186]

Dựa trên fluorophore là cyanine, Tian và nhóm nghiên cứu đã công bố các sensor 22-24 dùng để phát hiện ion Hg2+ và MeHg+ (Hình 1.24). Ở trạng thái sensor ban đầu, quá trình ICT diễn ra mạnh mẽ bởi sự hiện diện của nhóm đẩy electron (nhóm amin bậc 2). Sự hiện diện của ion Hg2+ hoặc MeHg+ đã thúc đẩy quá trình desulfurization và tạo vòng guanidine, làm giảm quá trình ICT, tạo nên sự dịch chuyển đỏ (red shift) mạnh mẽ trong phổ hấp thụ và phố phát xạ huỳnh quang. Kết quả, các sensor 22-24 có thể phát hiện ion Hg2+ và MeHg+ theo kiểu dựa trên sự biến đổi tỷ lệ cường độ huỳnh quang giữa hai bước sóng F830 nm/F780nm (ratiometric sensor). Giới hạn phát hiện ion Hg2+ ở mức nồng độ nM, trong dung môi methanol/nước (80/20, v/v) [186].

30

Hình 1.25. Sensor phát hiện ion Hg(II) dựa trên fluorophore là cyanine, sử dụng 3,9-dithia-6-monoazaundecane làm receptor tạo phức với Hg(II) [11]

Năm 2008, Tang và nhóm nghiên cứu thiết kế sensor 25 dựa trên fluorophore là tricarbocyanine, một dẫn xuất cyanine gắn với receptor là 3,9-dithia-6- monoazaundecane có khả năng tạo phức với ion Hg(II) (Hình 1.25). Ở trạng thái tự do, quá trình PET từ tiểu phần 3,9-dithia-6-monoazaundecane đến tiểu phần tricarbocyanine làm cho sensor 25 không phát huỳnh quang. Sau khi sensor 25 phản ứng tạo phức với ion Hg(II), ngăn chặn quá trình PET, dẫn đến phức phát huỳnh quang mạnh mẽ ở bước sóng 783 nm (bước sóng kích thích 685 nm). Sensor 25 có thể sử dụng để phát hiện chọn lọc ion Hg(II) theo kiểu tắt-bật huỳnh quang với giới hạn phát hiện là 13,9 nM, trong đệm pH=7,4 [11].

Sensor 26 đã được Zeng và nhóm nghiên cứu công bố dùng để phát hiện Hg(II) ion dựa trên fluorophore là cyanine, sử dụng phản ứng tạo phức với các nguyên tử N, O và Se có mặt trong sensor 26 (Hình 1.26). Sự hình thành phức đã dập tắt quá trình ICT trong sensor, dẫn đến phổ hấp thụ dịch chuyển về bước sóng ngắn hơn (từ 542 nm về 412 nm), đồng thời làm dập tắt huỳnh quang (bước sóng phát quang 590 nm). Sensor 26 có thể phát hiện ion Hg(II) với giới hạn phát hiện là 50 nM, trong dung dịch ethanol/nước (1/1, v/v) [182].

Hình 1.26. Sensor phát hiện ion Hg(II) dựa trên fluorophore là cyanine, sử dụng phản ứng tạo phức của Hg(II) với các nguyên tử N, O, Se [182]

31

Hình 1.27. Các sensor phát hiện biothiol dựa trên fluorophore là cyanine, sử dụng các phản ứng phân cắt receptor bởi biothiols [61], [88], [126], [170], [179]

Các sensor 27-32 đã được thiết kế dựa trên fluorophore là cyanine dùng để phát hiện các biothiol (Hình 1.27). Quá trình PET từ receptor đến fluorophore dẫn đến các sensor này không phát huỳnh quang. Các biothiol phản ứng với các sensor này dẫn đến sự phân cắt các receptor (phân cắt carbamate trong sensor 27, phân cắt liên kết S-N trong sensor 28, phân cắt liên kết C-O trong sensor 29 và 32, phân cắt liên kết Se-N trong sensor 30 và 31), ngăn chặn quá trình PET, tạo các sản phẩm phát huỳnh quang mạnh mẽ. Do đó, các sensor này có thể sử dụng để phát hiện các biothiol (Cys, Hcy và GSH) theo kiểu tắt-bật huỳnh quang. Trong đó, sensor 27 có thể phát hiện GSH, Cys và Hcy với giới hạn phát hiện lần lượt là 0,20 μM, 0,29 μM và 0,21 μM, trong đệm HEPES pH=7,4 chứa 5% DMSO [61]. Sensor 28 có thể phát hiện GSH, Cys và Hcy trong tế bào HeLa ở mức nồng độ 100 àM bằng phương pháp hình ảnh huỳnh quang, với thời gian đáp ứng khoảng 20 phút [179]. Sensor 29 có thể phát hiện chọn lọc GSH trong sự có mặt Cys và Hcy; giới hạn phát hiện GSH là 26 nM, trong môi trường đệm HEPES, pH=7,4. Tuy vậy, tốc độ phản ứng chậm, thời gian phản ứng lên đến 3 giờ [88]. Sensor 30 và 31 có thể phát hiện các thiol không thuộc về protein như GSH, Cys, N-acetylcysteine và dithiothreitol ở mức

32

nồng độ 5 mM; phát hiện các thiol thuộc về protein như thioredoxin, glutathione reductase và metallothionein ở mức nồng độ 10 àM. Cả hai sensor này đều cú thời gian phản ứng nhanh, khoảng pH làm việc rộng (4-8,6), phát xạ ở vùng hồng ngoại gần, có thể sử dụng để phát hiện biothiol trong tế bào đại thực bào chuột RAW 264.7 và mô gan của chuột [126]. Sensor 32 phản ứng với GSH và làm gia tăng mạnh mẽ cường độ huỳnh quang ở bước sóng 805 nm. Trong khi đó, sensor 32 phản ứng với Cys làm gia tăng mạnh mẽ cường độ huỳnh quang ở bước sóng 775 nm; ngược lại, sự có mặt của Hcy không làm thay đổi đáng kể cường độ huỳnh quang (trong cùng một bước sóng kích thích là 710 nm). Kết quả là, sensor 32 có thể phát hiện đồng thời GSH và Cys trong cùng một bước sóng kích thích là 710 nm, kể cả sự hiện diện của Hcy. Sensor 32 đã được ứng dụng để phát hiện GSH và Cys trong tế bào Hela. Hạn chế của sensor này là thời gian phản ứng chậm, lên đến 2 giờ [170].