1.6. Sensor huỳnh quang phát hiện biothiol và ion Hg(II) dựa trên fluorophore là cyanine và coumarin
1.6.2. Sensor huỳnh quang phát hiện biothiol và ion Hg(II) dựa trên fluorophore là coumarin
Coumarin có cấu tạo gồm một dị vòng pyrone gắn liền với một vòng benzen.
Trong đó, nhóm cacbonyl ở vị trí tạo nên cấu trúc tran-stilbene, các liên kết đôi được cố định bởi cấu trúc lactone. Điều này tránh được quá trình chuyển đổi tran- cis của các liên kết đôi dưới bức xạ của tia cực tím, dẫn đến coumarine và các dẫn xuất của nó là những hợp chất phát huỳnh quang mạnh mẽ, được sử dụng nhiều để phát triển các sensor huỳnh quang, trong đó có cả các sensor huỳnh quang phát hiện ion Hg(II) và biothiol [46].
Hình 1.28. Sensor phát hiện Hg(II) có fluorophore là dẫn xuất coumarin và dựa trên vài trò thúc đẩy phản ứng loại bỏ nhóm bảo vệ dithioacetals của Hg(II) [166]
33
Năm 2018, Xiaohong Cheng và nhóm nghiên cứu đã thiết kế sensor 33 và 34, sử dụng dẫn xuất của coumarin làm fluorophore, phát hiện chọn lọc ion Hg(II) dựa trên phản ứng đặc trưng của ion Hg(II), phản ứng loại bỏ nhóm bảo vệ dithioacetals (Hình 1.28). Sensor 33 có thể phát hiện chọn lọc ion Hg(II) theo kiểu bật-tắt huỳnh quang, với bước sóng kích thích 380 nm, bước sóng phát quang 470 nm, trong dung dịch HEPES/DMSO (9:1, v/v), pH=7,4. Sensor 34 phản ứng với ion Hg(II) làm phổ huỳnh quang chuyển dịch từ bước sóng 440 về 500 nm. Sensor 34 có thể phát hiện chọn lọc ion Hg(II) theo kiểu biến đổi tỷ lệ cường độ huỳnh quang ở hai bước sóng 500 và 440nm, với giới hạn phát hiện ion Hg(II) là 90 nM trong dung dịch HEPES/DMSO (9:1, v/v), pH=7,4 [166].
Từ một tính chất đặc trưng khác của ion Hg(II) đó là thúc đẩy phản ứng tách loại lưu huỳnh và đóng vòng oxadiazole, Kun Huang và nnc đã thiết kế sensor 35 từ dẫn xuất của coumarin (Hình 1.29). Ở trạng thái ban đầu, sensor 35 có cấu trúc vòng spirolactam nên không phát huỳnh quang. Ion Hg(II) phản ứng với sensor 35 dẫn đến tách loại lưu huỳnh và đóng vòng oxadiazole, tạo sản phẩm mở vòng spirolactam và phát huỳnh quang mạnh mẽ. Sensor 35 có thể phát hiện chọn lọc ion Hg(II) theo kiểu tắt-bật huỳnh quang trong dung dịch CH3CN/H2O (1/1, v/v), với khoảng pH từ 5 đến 9, thời gian phản ứng 3 phút. Sensor 35 có thể phát sử dụng để phỏt hiện Hg(II) trong tế bào HeLa ở nồng độ 9 àM [79].
Hình 1.29. Sensor phát hiện Hg(II) có fluorophore là dẫn xuất coumarin và dựa trên vài trò thúc đẩy phản ứng tách loại lưu huỳnh và đóng vòng oxadiazole [79]
Banu Babür và nhóm nghiên cứu đã công bố sensor 36 từ dẫn xuất của coumarin dùng để phát hiện Cys và GSH (Hình 1.30). Ở trạng thái ban đầu, quá trình ICT từ nhóm cho electron N-methyl pyrrole đến nhóm nhận electron
34
pyrazolone đã dẫn đến sensor 36 không phát huỳnh quang. Phản ứng cộng Michael của Cys/GSH vào β-carbon (nối đôi C=C) của sensor 36 đã ngăn chặn quá trình ICT, dẫn đến tạo sản phẩm phát huỳnh quang mạnh mẽ. Sensor 36 có thể phát hiện Cys và GSH trong dung dịch đệm PBS (10 mM, pH 7,4, chứa 0,05% DMSO). Mặc dù sensor 36 đã được sử dụng thành công để phát hiện biothiol trong tế bào ung thư CRL-2638, nhưng khả năng sử dụng sensor 36 để phát hiện định lượng biothiol là rất khó, vì để đạt được cường độ huỳnh quang cực đại, lượng biothiol sử dụng phải gấp 500 lần so với lượng phản ứng [7].
Hình 1.30. Sensor phát hiện biothiol từ dẫn xuất coumarin và dựa trên phản ứng cộng Michael của Cys/GSH vào nối đôi C=C [7]
Yan-Fei Kang và nhóm nghiên cứu đã công bố sensor 37, sử dụng dẫn xuất của coumarin làm fluorophore. Phản ứng cộng Michael giữa Cys vào acrylate trong sensor 37 đã tạo nên thioester và giải phóng fluorophore tự do, làm cho cường độ huỳnh quang gia tăng mạnh mẽ (Hình 1.31).
Hình 1.31. Sensor phát hiện Cys từ dẫn xuất coumarin và dựa trên phản ứng cộng Michael của Cys vào acrylate hình thành thioester [171]
Trong khi đó, GSH và Hcy làm gia tăng không đáng kể cường độ huỳnh quang. Sensor 37 có thể phát hiện chọn lọc Cys trong sự hiện diện của các amino acids khác, kể cả GSH và Hcy, trong dung dịch đệm PBS (pH 7,4, chứa 20%
35
acetonitrile). Giới hạn phát hiện Cys là 60 nM. Sensor 37 có thể phát hiện Cys trong tế bào HeLa bằng phương pháp ảnh huỳnh quang [171].
Hình 1.32. Sensor phát hiện biothiol từ dẫn xuất coumarin và dựa trên phản ứng cộng Michael [54]
Các sensor 38-43 cũng sử dụng fluorophore là dẫn xuất của coumarin và dựa trên phản ứng cộng Michael giữa biothiol vào nối đôi (Hình 1.32). Phản ứng cộng Michael của biothiol vào các sensor này dẫn đến phá vỡ hệ thống liên hợp electron π, ngăn chặn quá trình ICT, dẫn đến tạo các sản phẩm cộng với sự gia tăng mạnh mẽ cường độ huỳnh quang. Kết quả các sensor này có thể phát hiện các biothiol theo kiểu tắt-bật huỳnh quang [54]. Trong đó, sensor 38 hoạt động trong điều kiện dung dịch đệm DMSO–HEPES (1/2, v/v; 0,10 M, pH=7,4) [54]. Sensor 39 hoạt động trong điều kiện dung dịch đệm PBS (pH =7,4, chứa 1% DMF), có thể phát hiện Cys trong nước tiểu của người ở mức nồng độ 19,2 nM, cũng như phát hiện Cys trong máu người ở mức nồng độ 302 mg/L [191]. Sensor 40 có thể phát hiện GSH ở nồng độ 0,5 nM trong đệm pH=7,4, cũng như có thể sử dụng để phát hiện GSH trong tế bào sống do khả năng xâm nhập tốt vào màng tế bào, phản ứng nhanh với GSH ở mức nồng độ trong tế bào bình thường của con người [178]. Sensor 41 có thể phát hiện chọn lọc các biothiol trong dung dịch đệm DMSO/HEPES (4/1, v/v, pH =7,4); có khả năng phát hiện GSH trong tế bào sống bằng phương pháp hình ảnh huỳnh quang, sử dụng kính hiển vi quét laser đồng tiêu [37]. Sensor 42 có thể phát hiện GSH trong dung dịch DMF/HEPES (3/1, v/v, pH=7,4) với giới hạn phát hiện 0,18 mM; nó cũng có thể phát hiện GSH di động trong tế bào sống [139]. Cả Cys,Hcy và GSH đều phản ứng với sensor 43 và làm gia tăng cường độ huỳnh quang,
36
tuy nhiên, chỉ có Cys là làm gia tăng mạnh mẽ cường độ huỳnh quang (gấp 21 lần so với Hcy và GSH). Do đó, sensor 43 có thể phát hiện Cys trong sự hiện diện của Hcy và GSH, cùng các amino acids không chứa thiol khác. Giới hạn xác định Cys bởi sensor 43 là 30 nM [67].