8. Cấu trúc luận văn
3.2.5. Tỷ lệ muỗi đực, cái khi cho ă nở các phương pháp khác nhau
Hình 3.6. Biểu đồ biểu diễn tỷ lệ đực, cái của các loài muỗi khi cho đốt trực tiếp trên chuột và đốt máu qua màng ăn nhân tạo
Điều kiện thử nghiệm: To: 29±1oC, H (độ ẩm): 70±5%
0 10 20 30 40 50 60 70 Tỷ lệ đực Tỷ lệ cái Tỷ lệ đực Tỷ lệ cái Tỷ lệ đực Tỷ lệ cái Chuột Màng Hemotek Màng ruột heo Ae. aegypti 35,9 64 43,5 56,5 36,7 63,3 Ae. albopictus 32,4 67,6 34,3 65,7 41,5 58,5 An. dirus 31,4 68,6 35 65 33,1 66,9 An. epiroticus 35,1 64,9 34,2 65,8 33,5 66,5
Ae. aegypti Ae. albopictus
An. dirus An. epiroticus
Tỷ lệ đực, cái của các loài muỗi khi cho đốt trên chuột, màng Hemotek và màng ruột heo
Nhìn vào biểu đồ hình 3.6 cho thấy, các loài muỗi Ae. aegypti, Ae. albopictus và An. dirus, An. epiroticus khi cho đốt trực tiếp trên chuột và cho
ăn nhân tạo qua hai loại màng Hemotek và màng ruột heo cho tỷ lệ muỗi nở lên con đực và con cái giữa các loài là không có sự khác biệt (p>0,05). Cụ thể, cả 4 loài muỗi khi cho đốt trực tiếp trên chuột có tỷ lệ con đực, con cái lần lượt là từ 31,4 - 35,9% và 64 -68,6%, cho ăn nhân tạo qua màng Hemotek có tỷ lệ con đực, con cái lần lượt là từ 34,2 - 35% và 56,5 - 65,8%, cho ăn qua màng ruột heo có tỷ lệ con đực, con cái lần lượt là 33,1 - 41,5% và 58,5 - 66,9%.
Từ kết quả trên cho thấy rằng, tỷ lệ muỗi cái cao hơn muỗi đực khi cho đốt máu qua các phương pháp khác nhau. Tỷ lệ muỗi đực, cái không bị ảnh hưởng bởi các phương pháp cho ăn bằng hệ thống máy Hemotek.
Như vậy, qua nghiên cứu này chúng tôi xác định rằng, cho muỗi ăn nhân tạo qua màng ruột heo có tỷ lệ ăn máu, tỷ lệ sinh sản và tỷ lệ trứng nở ở cả 4 loài muỗi là gần tương đương với phương pháp cho đốt máu trực tiếp trên chuột bạch, trong đó các loài muỗi Ae. aegypti và Ae. albopictus là chiếm ưu
thế. Cho ăn nhân tạo qua màng Hemotek có tỷ lệ đốt máu và tỷ lệ sinh sản là rất thấp, tuy nhiên từ giai đoạn trứng nở đến giai đoạn trưởng thành thì các tỷ lệ này không còn bị ảnh hưởng bởi phương pháp cho ăn qua màng Hemotek.
KẾT LUẬN
1. Xác định tỷ lệ hút máu no, chu kỳ tiêu sinh và tuổi thọ của các loài muỗi Aedes và Anopheles trong điều kiện nuôi nhân tạo bằng máy Hemotek
- Muỗi Aedes và Anopheles có tỷ lệ đốt no máu qua màng Hemotek và màng ruột heo là khá cao chiếm 70 - 78%.
- Thời gian hoàn thành chu kỳ sinh thực của muỗi Aedes khi đốt máu trực tiếp trên chuột, đốt qua màng ruột heo là 2 ngày và đốt qua màng Hemotek là 3 ngày. - Thời gian hoàn thành chu kỳ sinh thực của muỗi Anopheles khi đốt máu trực tiếp trên chuột, đốt qua màng ruột heo là 2,5 ngày và đốt qua màng Hemotek là 3 ngày. - Tuổi thọ trung bình của muỗi Aedes khi cho đốt máu trực tiếp trên chuột và đốt qua màng ruột heo là 47 - 53 ngày, cao hơn nhiều so với tuổi thọ trung bình của muỗi Anopheles là 31 - 38 ngày.
2. Yếu tố liên quan đến khả năng cho trứng, tỷ lệ nở đến muỗi cái trưởng thành trong quy trình nuôi muỗi bằng hệ thống máy Hemotek
- Các phương pháp cho muỗi đốt máu khác nhau, đốt máu trực tiếp trên chuột, đốt nhân tạo qua màng ruột heo và màng Hemotek ảnh hưởng đến khả năng cho trứng của muỗi Aedes và Anopheles.
- Các phương pháp cho muỗi đốt máu khác nhau, đốt máu trực tiếp trên chuột, đốt nhân tạo qua màng ruột heo và màng Hemotek không ảnh hưởng nhiều đến tỷ lệ trứng nở thành bọ gậy, bọ gậy thành quăng và quăng phát triển lên muỗi. - Phương pháp cho ăn nhân tạo qua màng ruột heo có thể thay thế được phương pháp cho đốt muỗi trực tiếp trên chuột để duy trì các chủng muỗi trong phòng thí nghiệm.
KHUYẾN NGHỊ
Tiếp tục duy trì phương pháp cho ăn nhân tạo bằng hệ thống máy Hemotek qua màng ruột heo để thay thế phương pháp cho muỗi đốt máu trực tiếp trên chuột trong phòng thí nghiệm để nhân nuôi số lượng lớn muỗi phục vụ cho các nghiên cứu khoa học.
Tiếp tục thử nghiệm nuôi các dòng muỗi từ thực địa bằng hệ thống Hemotek.
DANH MỤC TÀI LIỆU THAM KHẢO Tiếng việt
[1] Vũ Đình Chữ, Phạm Thị Hoan và c.s (2009), ‘‘Một số đặc điểm sinh học của chủng An. dirus (Phú Yên) trong phòng thí nghiệm’’. Tạp chí phòng chống bệnh sốt rét và các bệnh ký sinh trùng, số 3-2009, tr 36-40.
[2] Bùi Đại (1999), Dengue sốt xuất huyết, NXB Y học, Hà Nội.
[3] Huỳnh Trọng Đạo (2016). ‘‘Nghiên cứu mức độ nhạy, kháng của véc tơ sốt rét với hóa chất diệt côn trùng tại một số điểm sốt rét lưu hành khu vực Miền Trung – Tây Nguyên’’. Tr 7 -8
[4] Huỳnh Ly Na, Nguyễn Xuân Quang (2016), ‘‘Hiệu lực của chế phẩm diệt bọ gậy Pyriproxyfen (Sumilarv 0.5G) trong phòng chống muỗi Aedes aegypti tại Bình Định’’. Viện Sốt rét-KST-CT Quy Nhơn.
[5] Đỗ Công Tấn (2016), ‘‘Chuyên đề muỗi truyền bệnh sốt xuất huyết Aedes aegypti và các biện pháp phòng chống bệnh’’. Viện Sốt rét-KST-CT Quy Nhơn.
[6] Tạ Huy Thịnh (1997), Sách côn trùng Giáo trình côn trùng y học, Hà Nội, tr.10 ;
[7] Bộ Y tế (2002), Giáo trình côn trùng sốt rét, Viện sốt rét-KST-CT Quy
Nhơn, tr23
[8] Bộ Y tế (2014), Hướng dẫn giám sát và phòng, chống Sốt xuất huyết Dengue, Hà Nội.
[9] Bộ Y Tế (2000), Dịch sốt rét và phòng chống dịch sốt rét ở Việt Nam. Nhà xuất bản y học.
[10] Cục Y tế Dự Phòng Bộ Y tế (2016). Sốt xuất huyết vẫn đang diễn biến phức tạp. http://vncdc.gov.vn/vi/tin-tuc-trong-nuoc/981/%E2%80%8Bsot- xuat-huyet-van-dang-dien-bien-phuc-tap-nhieu-noi-tren-the-gioi
[12] https://pestcarepro.com/tin-tuc/dac-tinh-sinh-hoc-cua-loai-muoi pest care- đặc điểm sinh học của muỗi.
[13] https://alldrugs.net/tinh-hinh-benh-sot-ret-o-viet-nam.html [14] http://vncdc.gov.vn/vi/tin-tuc-trong-nuoc/981/%E2%80%8Bsot-xuat- huyet-van-dang-dien-bien-phuc-tap-nhieu-noi-tren-the-gioi [15] http://contrungyhoc.com/tin-tuc/511/Dac-diem-hinh-thai-muoi- Anopheles.html [16] https://blogysinhhoc.blogspot.com/2015/06/vai-tro-cua-muoi-trong-viec- truyen-benh.html [17] http://www.impe-qn.org.vn/impe qn/vn/portal/InfoDetail.jsp?area=58&cat=936&ID=6056 Tiếng anh
[18] Andre´ Luis Costa-da-Silva Fla´ via Rosa Navarrete1, Felipe Scassi Salvador, Maria Karina-Costa,(2013), ‘‘Glytube: A Conical Tube and Parafilm M-Based Method as a Simplified Device to Artificially Blood-Feed the Dengue Vector Mosquito, Aedes aegypti’’.PLoS ONE 8(1): e53816. doi: 10.1371/journal.pone.0053816
[19] Cheong, H. T et al. (2016), ‘‘Membrane feeding of dengue patient’s blood as a substitute for direct skin feeding in studying Aedes dengue virus
interaction’’. Parasites & Vectors20169:211. https://doi.org/10.1186/s13071-016-1469-6
[20] Dias Luciana, Bauzer Luíz, Lima José (2018), “Artificial blood feeding for Culicidae colony maintenance in laboratories: does the blood source condition matter?”, Original article, Rev Inst Med Trop São Paulo. 2018; 60: e45.
[21] D. Damiens, S. M. Soliban, F. Balestrino, R. Alsir, M.J.B. Vreysen And J.R.L. Gilles, ‘‘Different Blood and Sugar Feeding Regimes Affect the Productivityof Anopheles arabiensis Colonies (Diptera: Culicidae)’’.
http://dx.doi.org/10.1603/ME12212
[22] Doreen J. Siria, Elis P. A. Batista, Mercy A. Opiyo1 (2018), ‘‘Evaluation of a simple polytetrafluoroethylene (PTFE)-based membrane for blood- feeding of malaria and dengue fever vectors in the laboratory’’.
https://doi.org/10.1186/s13071-018-2823-7
[23] Deng. L, Koou S.Y, Png A.B, Ng L.C (2011), ‘‘A novel mosquito feeding system for routine blood-feeding of Aedes aegypti and Aedes albopictus’’. Tropical Biomedicine 29(1): 169–174.
[24] Finlayson. C, Saingamsook. J and Somboon.P (2015), ‘‘This is a repository copy of A simple and affordable membrane - feeding method for Aedes aegpyti and Anopheles minimus (Diptera: Culicidae)’’.White Rose Research Online URL for this paper.
http://eprints.whiterose.ac.uk/139037/
[25] Gunathilaka. N, Ranathunge. T, Udayanga. L, and Abeyewickreme W (2017), “Efficacy of Blood Sources and Artificial Blood Feeding Methods in Rearing of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) for Sterile Insect Technique and Incompatible Insect Technique Approaches in Sri Lanka”, Biomed Res Int. 2017;2017:3196924
[26] http://hemotek.co.uk/accessories/
[27] Kondrachine A & Trigg PI., (1997), “Control of malaria in the world”, Indian
Journal of Malariology , 34, pp. 92-110.
[28] Kristina K. Gonzales, Hitoshi Tsujimoto, Immo A. Hansen (2015), ‘‘Blood serum and BSA, but neither red blood cells nor hemoglobin can support vitellogenesis and egg production in the dengue vector Aedes aegypti’’. Published online 212.
[29] Luciana dos Santos Dias, Luíz Guilherme Soares da Rocha Bauzer, José Bento Pereira Lima (2018), ‘‘Artificial blood feeding for Culicidae colony
maintenance in laboratories: does the blood source condition matter’’. Published online 2018 Sep 13. doi: 10.1590/S1678-9946201860045.
015 May 5. doi: 10.7717/peerj.938
[30] Mark G. Novak, William J. Berry, Wayne A. Rowley (1991), ‘‘Comparison of four membranes for artificially blood feeding mosquitoes’’.
Department of Entomology, Iowa State University, Ames, IA 5001 | -3222.
[31] Pothikasikorn, Boonplueang. R, Suebsaeng. C, Khaen-graeng. R, Chareonviriyaphap. T (2010), ‘‘Feeding response of Aedes aegypti and Anopheles dirus (Diptera: Culicidae) using out-of-date human blood in a
membrane feeding apparatus’’. Journal of Vector Ecology 35 (1): 149-155. 2010.
[32] Phasomkusolsil S, Tawong J, Monkanna N, Pantuwatana K, Damdangdee N, Khongtak W, et al (2013), “Maintenance of mosquito vectors: effects of
blood source on feeding, survival, fecundity, and egg hatching and maintaining Aedes aegypti and Aedes albopictus mosquitoes”, J Vector Ecol.
2014;39:271-7.
[33] Tseng. M (2003), ‘‘A Simple Parafilm M-Based Method for Blood- Feeding Aedes aegypti and Aedes albopictus (Diptera: Culicidae)’’. Journal of Medical Entomology 40(4),pp.588-589.
https://doi.org/10.1603/0022-2585-40.4.588
[34] WHO, (1998), Techniques to detect insecticide resistance mechanism,
WHO/CDS/CPC/MAL/98.6.
[35] WHO, (1967), Expert Committee on Malaria: 13th Report. Technical
Report Series N°357, Geneva.
[36] WHO, (1998), Techniques to detect insecticide resistance mechanism, WHO/CDS/CPC/MAL/98.6.
Series N°357, Geneva
[38] Yi-Pey Luo (2014), ‘‘A novel multiple membrane blood-feeding system for investigating and maintaining Aedes aegypti and Aedes albopictus
mosquitoes’’.Journal of vector ecology 2014 Dec; 39(2):271-7. doi: 10.1111/jvec.12101.
Phụ lục 1:
Phiếu theo dõi các kết quả
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Tổng trứng BGT2 % trứng nở bọ gậy BGT3 BGT4 Quăng % BG nở quăng Muỗi % quăng nở muỗi MĐ % MĐ MC % MC
Phụ lục 2: Một số hình ảnh trong quá trình thực hiện đề tài tại labo Viện
Phòng nuôi muỗi
Bể chứa máu đã gắn
màngHemotek Bể chứa máu đã gắn màngParafilm
Bể chứa máu đã gắn màng ruột heo Feeder
Bộ nguồn PS6
Bình chứa máu có sẵn Lắc đều và liên tục bình chứa máu các hạt thủy tinh
Mặt trước nguồn chứa máu Mặt sau nguồn chứa máu
Gắn nguồn chứa máu vào Feeder
Kết nối Feeder với nguồn điện