- Theo Nguyễn Thị Thu Trang (2008), nguyên nhân gây ô nhiễm môi
trường của nước thải cá tra là do:
+ Kỹ thuật nuôi cá truyền thống sử dụng nguồn thức ăn tự chế làm cho các vật chất trong ao nuôi ngày càng tăng.
+ Lượng các hóa chất và kháng sinh sử dụng cho cá trong quá trình nuôi tăng.
+ Chưa có ao xử lý chất thải trước khi thải ra môi trường chiếm tỷ lệ cao (98% tổng số hộ nuôi).
- Những người nuôi cá thường sử dụng các hóa chất vệ sinh cải tạo ao nuôi, các vật tư chuyên dụng như vôi bột, chế phẩm sinh hóa học và các loại
28
thuốc kháng sinh, chất kích thích tăng trưởng cá với số lượng nhiều và gây nguồnnước ngày càng trở nên ô nhiễm.
- Do người nuôi cá không tính kỹ lượng ăn của cá nên dẫn đến dư thừa trong quá trình nuôi. Đây là vấn đề thường thấy ở những người nuôi cá hiện
nay. Bên cạnh đó, Châu Thi Đa và ctv (2008), cho rằng lượng chất thải từ thức ăn dư thừa và sự chuyển hóa chất thải từ của hệ thống nuôi cá sử dụng thức ăn tự chế và thức ăn tươi từ xác cá tra thì rất cao và cao gấp 9 - 10 lần so với hệ thống nuôi sử dụng thức ăn viên. Qua đó cho thấy, sử dụng nguồn thức ăn tự chế trong nuôi cá tra sẽ tăng lượng chất hữu cơ trong đáy ao và nguồn nước trong ao nuôi ô nhiễm nhanh hơn.
29
CHƯƠNG III
PHƯƠNG TIỆN VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 3.1 Thời gian và địa điểm nghiên cứu
Đề tài sẽ được thực hiện từ tháng 08/2013 đến tháng 12/2013. Mẫu được phân tích tại phòng thí nghiệm Khoa Môi trường và Tài nguyên Thiên nhiên, Trường Đại học Cần Thơ.
3.2 Phương tiện nghiên cứu 3.2.1 Vật liệu 3.2.1 Vật liệu
- Máy sục khí, Máy bơm.
- Máy đo pH, nhiệt kế.
- Autoclave.
- Chai nhựa 110 ml, keo thủy tinh 10 lít. - Ống nhỏ giọt.
- Dụng cụ phân tích chỉ tiêu NO2-, NH4+; NO3-; PO43-; TP; TN, - Lưới lọc phiêu sinh với mắtlưới 5µm.
- Giấy lọc Whatman 0,2 µm.
3.2.2 Hóa chất
- Cồn 90o, MgCO3 1%, HCL 2N.
- Một số hóa chất phục vụ cho phân tích chỉ tiêu đạm, lân như:
+ NH4+: Sodium salicylate (Trung Quốc), Trisodium citrate (Trung Quốc), Sodium nitroprusside (MERCK), Sodium hydroxide (Trung Quốc),
Sodium dichloroisocyanurate (MERCK).
+ NO3-: Acid H2SO4 đậm đặc, Natri salicylate, C4H4KNaO6.4H2O, NaOH 10N.
+ NO2-: Acid Phosphoric (H3PO4) 85%, Sulfanilamine (C6H8N2O2S), N-(1-naphthyl)-ethylendiamine dihydrochloride (NED).
+ PO43-: Ammonium molybdate ((NH4)6C4H4O6.4H2O), Acid ascorbic, H2SO4 5N, Potassium antinomyltartrate (K(SbO)C4H4O6.1/2H2O), chất chỉ thị
Phenolphtalein.
+ TP: Dung dịch Sulfuric acid (H2SO4) đậm đặc, Potassiumpersulfate
30
+ TN: Dung dich NaOH 40%, H3BO3 2%, hỗn hợp công phá mẫu
K2SO4:CuSO4:Se (trộn đều với tỉ lệ 100:10:5), dung dich H2SO4.
3.2.3 Nguồn giống
Tảo Chlorella sp. được nuôi cấy tại phòng thí nghiệm Khoa Môi trường
và Tài nguyên Thiên nhiên, trường Đại học Cần Thơ để bảo quản và nhân giống bằng phương pháp cấy truyền trong môi trường Walne. Sau đó sẽ được nuôi kết hợp với cá tra trong bồn nhựa 500L
Nguồn tảo Spirulina sp. từ khoa Thủy sản, trường Đại học Cần Thơ. Sau đó, tiến hành nuôi thuần tảo Spirulina sp. trong môi trường Zarrouk tại phòng thí nghiệm Tài nguyên sinh vật - Bộ môn Khoa Học Môi trường.
Cá tra dùng trong thí nghiệm được nuôi trong bồn nhựa compsite tại Khoa Môi trường và Tài nguyên Thiên nhiên, Đại học Cần Thơ, mỗi ngày thay nước và cho ăn 1 lần vào buổi sáng. Thức ăn dạng viên loại BG625 của
công ty thức ăn thủy sản Aquafeed. Nguồn nước dùng trong thí nghiệm là nước máy được lọc và trữ trong bể một thời gian trước khi đưa vào bể thí nghiệm nhằm làm cho các chất tẩy như Clo thoát ra khỏi môi trường, tránh
ảnh hưởng đến cá và tảo. Cá được cho ăn với khối lượng thức ăn bằng 5% khối lượng cá.
Bể thí nghiệm nuôi 50 con cá tra, cân khối lượng từng con trước khi đưa vào bể. Cho ăn với khối lượng bằng 5% khối lượng cá trong bồn, cá được nuôi 3 ngày trước khi đưa tảo vào.
3.3 Phương pháp nghiên cứu 3.3.1 Bố trí thí nghiệm 3.3.1 Bố trí thí nghiệm
Gồm 3 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức được bố trí lặp lại 3 lần.
Thể tích nước bố trí thí nghiệm là 400 lít. Bồn nhựa với dung tích 500 lít được sử dụng để bố trí thí nghiệm. Các nghiệm thức bố trí được cung cấp nguồn ánh sáng đèn huỳnh quang và được sục khí liên tục trong quá trình bố trí thí nghiệm.Các nghiệm thức bố trí được tổng hợp trong bảng sau:
31
Bảng 3.2: Bảng nghiệm thức bố trí thí nghiệm NGHIỆM
THỨC BỐ TRÍ THÍ NGHIỆM LẶP LẠI
1 Bể nuôi cá tra 3
2 tảoBể nuôi cá tra +
Spirulina sp. 3
3
Bể nuôi cá tra +
tảo Chlorella sp. 3
Ghi chú: Cá tra giống ở kích cỡ 10 – 15 cm/con. Mật độ thả nuôi là 50 con/ 400 lít
Hình 3.1: Sơ đồ bể thí nghiệm 3.3.2 Chu kỳ thu mẫu
Khi bắt đầu thí nghiệm. Mẫu sẽ được thu liên tục trong 15 ngày từ ngày 9 đến ngày 23/12, mỗi ngày 1 lần vào lúc 8 - 10 giờ sángđể xác định tínhbiến động của các yếu tố đạm, lân và chu kỳ sinh trưởng của tảo Chlorella sp. và
tảoSpirulina sp..
Các chỉ tiêu nhiệt độ, pH được đo 2 lần mỗi ngày lúc 8 - 10 giờ sáng và
14 – 16 giờ chiều trong suốt thời gian bố trí thí nghiệm.
3.3.3 Phương pháp thu mẫu và bảo quản mẫu
Mẫu được thu vào chai nhựa 110mL với thể tích và cách bảo quản khác
nhau:
+ Đối với các chỉ tiêu NO2-, NO3-, NH4+, PO43-: thu 100 mL (1 mẫu/ ngày), trữ lạnh 4oC.
32 + Đối với tổng N, tổng P: Thu 100 mL
+ Đối với mẫu xác định sinh khối tảo: Thu 100 mL (1 mẫu/ngày).
+ Bên cạnh việc thu mẫu sẽ đo các chỉ tiêu: nhiệt độ, pH của bể thí nghiệm 2lần/ngày bằng máy đo và nhiệt kế.
3.3.4 Phương pháp phân tích Xác định mật độ tảo Xác định mật độ tảo
- Đếm số lượng tảo Chlorellasp. dưới kính hiển vi bằng buồng đếm hồng cầu (Improved Neubauer).
- Đếm số lượng tảo Spirulina sp. Dưới kính hiển vi bằng buồng đếm
Sedgwick-Rafter theo phương pháp của Boyd và Tucker (1992).
Xác định mật độ tảo theo công thức: + Trong đó: Y: mật độ tảo (tế bào/ml). X: tổng số cá thể đếm được / 25 ô lớn. S: diện tích 1 ô (0,0025 x16 = 0 ,04 mm2). N: số ô đếm.
H: chiều cao cột nước của buồng đếm (0,1 mm).
Phương pháp xác định trọng lượng tươi:
- Lấy dịch tảo nuôi, đem lọc bằng giấy lọc sấy khô (giấy lọc đã sấy khô và cân đến trọng lượngkhông đổi).
- Lọc qua giấy lọc và rửa bằng nước cất nhiều lần, cho đến khi nước rửa trong. Chú ý cần lọc nhanh và tránh sự co cụm hay phá vỡ tế bào.
- Cân ngay sau khi lọc.
Xác định các yếu tố môi trường
+ Chỉ tiêu pH được đo bằng máy HANNA, nhiệt độ đo bằng máy HANNA.
+ Các chỉ tiêu NO3-, NH4+, PO43- , NO2-, TN, TP phân tích tại phòng thí nghiệm theo các phương pháp:
*1000 * * X Y N S H =
33
ü NO3-: Dùng phương pháp Salicylate, APHA (so màu ở bước sóng 410nm bằng máy so màu U 2800).
ü NO2-: Dùng phương pháp Colorimetric Method, APHA (so màu ở
bước sóng 543nm bằng máy đo U 2800).
ü TP: Dùng phương pháp Persulfate Digestion Method Total Phosphorus (so màu ở bước song 880nm bằng máy so màu U 2800).
ü TN: Dùng phương pháp Kjeldahl Method, APHA,1998và được tính bằng công thức: 1000 14 01 . 0 ) (V (mg/L) TKN - N = that- ´ ´ ´ m au trang V V (Kjeldahl, 1989)
ü NH4+: Dùng phương pháp Salicylate Method (so màu ở bước sóng
660nm bằng máy so màu U 2800).
ü PO43-: Dùng phương pháp Ascorbic Acid Method, APHA, 1998 (so màu ở bước sóng 880nm bằng máy so màu U 2800).
3.4 Phương pháp xử lý số liệu
Số liệu được xử lý bằng Excel và xử lý Duncan bằng phần mềm SPSS 16.0 để so sánh độ sai biệt có ý nghĩa giữa các nghiệm thức ở mức p < 0,05.
So sánh các chỉ tiêu pH, NO2-, NO3-, NH4+, TKN, PO43-, tổng N, tổng P với QCVN 38 :2011/BTNMT – Quy chuẩn kỹ thuật quốc gia về chất lượng nước mặt bảo vệ đời sống thuỷ sinh và thông tư 45/2010/TT-BNNPTNT – Quy định cơ sở vùng nuôi cá tra thâm canh đảm bảo an toàn vệ sinh thực phẩm.
34
CHƯƠNG IV
KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 4.1 Sự biến động nhiệt độ, pH và DO theo thời gian 4.1.1 Biến động của nhiệt độ theo thời gian
Nhiệt độ là một trong những yếu tố quan trọng ảnh hưởng đến sự tăng trưởng và sống còn của thủy sinh vật nói chung cũng như tảo nói riêng. Nhiệt độ không chỉ ảnh hưởng trực tiếp hoặc gián tiếp lên quá trình trao đổi chất mà còn tác động lên cấu trúc tế bào của tảo (Payer, 1980). Thủy sinh vật thường xuyên chịu đựng những mức biến động hẹp về nhiệt độ hơn là các sinh vật trên cạn (Dương Trí Dũng, 2003). Nhiệt độ ở môi trường nước có thể do năng lượng sinh ra từ quá trình oxy hóa các hợp chất hữu cơ, vô cơ... trong nước nhưng không đáng kể, nguồn nhiệt cung cấp chủ yếu cho nước là do bức xạ mặt trời (Lê Văn Khoa, 1995).
Dưới đây là kết quả do nhiệt độ trong thời gian bố trí thí nghiệm.
Bảng 4.1: Biến động nhiệt độ của các nghiệm thức theo thời gian (sáng) (TB) Nghiệm thức Ngày 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 NT1 27,8 27,5 28,0 27,8 28,0 27,5 27,6 27,4 28,2 27,7 27,5 27,0 26,6 26,8 27,3 NT2 27,7 27,5 28,0 27,8 27,9 27,5 27,6 27,3 28,1 27,7 27,3 26,8 26,6 26,8 27,3 NT3 27,6 27,5 27,9 27,6 27,7 27,3 27,6 27,3 28,0 27,6 27,3 26,8 26,6 26,7 27,2
Ghi chú: NT1: Bể nuôi cá tra không có tảo; NT2: Bể nuôi cá tra và tảo Spirulina sp.; NT3: Bể nuôi cá tra và tảo Chlorella sp..
Bảng 4.2: Biến động nhiệt độ của các nghiệm thức theo thời gian (chiều) (TB) Nghiệm thức Ngày 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 NT1 28,2 28,2 28,5 28,5 28,5 27,9 28,0 27,7 28,7 28,1 27,9 27,4 27,8 27,5 27,9 NT2 28,0 28,0 28,5 28,3 28,4 27,7 28,1 27,7 28,7 28,1 27,7 27,1 27,7 27,3 27,7 NT3 27,9 28,0 28,4 28,3 28,3 27,7 28,0 27,7 28,5 28,2 27,6 27,3 27,6 27,3 27,6
Ghi chú: NT1: Bể nuôi cá tra không có tảo; NT2: Bể nuôi cá tra và tảo Spirulina sp.; NT3: Bể nuôi cá tra và tảo Chlorella sp..
Nhiệt độ qua các đợt thu mẫu dao động từ 26,4 - 28,4 oC (sáng) và 27 - 29 oC (chiều), kết quả này tương dương với nghiên cứu của Lê Hồng Y (2011) khảo sát nhiệt độ ao nuôi cá tra ở ĐBSCL. Theo Boyd (1998) thì khoảng nhiệt độ thích hợp cho sự phát triển của cá nhiệt đới là 28 - 32 oC. Riêng cá Tra có
35
khả năng chịu đựng nhiệt độ từ 16,7 oC đến 40,8 oC (Dương Thuý Yên, 2003). Nhiệt độ này cũng thích hợp cho sự phát triển của tảo Spirulina sp. và
Chlorella sp. , song đây chưa phải là nhiệt độ tối ưu cho sự phát triển của
Spirulina sp.. Nhiệt độ nước trong các nghiệm thức ít dao động trong suốt quá trình thí nghiệm do thí nghiệm được bố trí trong nhà có mái che, ít chịu ảnh hưởng bởi ánh nắng mặt trời.
4.1.2 Biến động của pH theo thời gian
Đây là một đại lượng đặc trưng thể hiện tính kiềm hay tính acid của môi trường nước, nó có giá trị biến thiên từ 1-14 và mỗi loài thùy sinh vật có khả năng chịu đựng pH ở mức riêng biệt. Sự thay đổi giá trị pH có thể dẫn đến những thay đổi về thành phần các chất trong môi trường nước do quá trình hòa tan hay kết tủa sẽ thúc đẩy hay ngăn chặn những phản ứng hóa học, sinh học xảy ra trong nước (Đặng Kim Chi, 2001). pH có ảnh hưởng trực tiếp đến đời sống thủy sinh vật như: tỉ lệ sống, sinh sản, sinh dưỡng. Giá trị pH thích hợp cho thủy sinh vật phát triển là 6,5 –9,0; pH quá cao hay quá thấp đều ảnh hưởng bất lợi cho thủy sinh vật (Dương Trí Dũng, 2003).
Dưới đây là kết quả do pH trong thời gian bố trí thí nghiệm.
Bảng 4.3: Biến động pH của các nghiệm thức theo thời gian (sáng) (TB)
Nghiệm thức Ngày 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 NT1 6,81 7,25 7,09 7,21 6,83 7,32 7,50 7,02 7,00 6,89 6,51 6,84 6,84 6,90 7,02 NT2 7,55 7,28 6,95 6,88 6,88 7,19 6,98 6,79 6,78 6,76 6,79 6,77 6,83 6,87 6,85 NT3 7,46 7,26 6,95 7,03 6,87 7,04 7,11 6,88 6,82 6,76 6,70 6,82 6,80 6,82 6,87
Ghi chú: NT1: Bể nuôicá tra không có tảo; NT2: Bể nuôi cá tra và tảo Spirulina sp.; NT3: Bể nuôi cá tra và tảo Chlorella sp..
Bảng 4.4: Biến động pH của các nghiệm thức theo thời gian (chiều) (TB)
Nghiệm thức Ngày 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 NT1 6,81 6,62 7,02 6,98 7,03 7,00 7,08 7,15 7,10 7,12 7,13 6,62 6,81 7,00 7,13 NT2 7,53 7,66 7,55 7,62 6,87 7,62 7,52 6,77 6,82 7,41 6,83 7,66 6,91 6,98 6,78 NT3 7,45 7,62 7,56 7,60 6,85 7,55 7,33 6,61 6,52 7,15 6,59 7,62 7,07 6,99 6,59
Ghi chú: NT1: Bể nuôi cá tra không có tảo; NT2: Bể nuôi cá tra và tảo Spirulina sp.; NT3: Bể nuôi cá tra và tảo Chlorella sp..
Nhìn chung giá trị pH buổi sáng ở nghiệm thức NT2 và NT3 thấp hơn buổi chiều do khi đo vào buổi chiều lúc cường độ ánh sáng mạnh nhất (14-15
36
Nhìn chung giá trị pH trong 15 ngày thí nghiệm dao động trong khoảng
6,51 – 7,55 (sáng) và 6,59 – 7,66 (chiều). Giá trị pH trong tất cả các nghiệm thức nằm trong giới hạn cho phép của TT45/2010-BNNPTNT về chất lượng
nước nuôi cá tra thâm canh (pH: 6,5 - 9). Với khoảng giá trị pH trên thì tảo vẫn phát triển bình thường. Tuy nhiên đây chưa phải là pH tối ưu cho sự phát triển của tảo Spirulina sp. (pH: 8,5 – 9, Nguyễn Đức Lượng, 2002) và
Chlorella sp.(pH: 8 –9, Trần ThịThuỷ, 2008).
4.1.3 Biến động của DO theo thời gian
Oxy hoà tan tham gia vào quá trình trao đổi chất, duy trì năng lượng cho quá trình phát triển, sinh sản và tái sản xuất cho sinh vật sống dưới nước. Oxy hoà tan trong nước là một trong những chỉ tiêu quan trọng để dánh giá chất lượng nước. Nếu chỉ số DO thấp, điều đó cho thấy nước có nhiều chất hữu cơ, nhu cầu oxy hoá tăng nên tiêu thụ nhiều oxy trong nước (Đặng Kim
Chi, 1998).
Dưới đây là kết quả do DO trong thời gian bố trí thí nghiệm.
Bảng 4.5: Biến động DO của các nghiệm thức theo thời gian (TB)
Nghiệm thức Ngày 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 NT1 4,40 4,44 4,43 4,44 4,39 4,55 5,15 4,80 4,75 4,82 5,48 4,98 4,99 5,03 4,96 NT2 4,39 4,61 4,23 4,15 4,52 4,51 4,95 4,38 4,32 4,63 5,52 4,96 5,31 5,02 5,14 NT3 4,16 4,51 4,39 4,28 4,71 4,03 4,48 4,27 4,45 4,88 5,48 5,12 4,93 4,76 4,77
Ghi chú: NT1: Bể nuôi cá tra không có tảo; NT2: Bể nuôi cá tra và tảo Spirulina sp.; NT3: Bể nuôi cá tra và tảo Chlorella sp..
Tuy sục khí liên tục nhưng DO trong các nghiệm thức không cao (4,03
–5,52 mg/l) do lượng chất hữu cơ trong bể nuôi lớn. Giá trị DO từ ngày 0 đến ngày 9 của nghiệm thức NT2 và NT3 thấp do sự phân giải tảo chết.
Giá trị DO trong tất cả các nghiệm thức đáp ứng tốt TT45/2010-
BNNPTNT về chất lượng nước nuôi cá tra thâm canh (DO ≥ 2 mg/l) và yêu cầu chất lượng nước thải từ ao nuôi cá tra sau khi xử lý (DO ≥ 2 mg/l).
4.2 Sự biến động mật độ và trọng lượng tươi của tảo Spirulina sp. và
Chlorella sp. theo thời gian.
4.2.1 Sự biến động mật độ tảo Spirulina sp. và Chlorella sp. theo thời gian. gian.
Một số yếu tố ảnh hưởng đến sự phát triển của tảo Spirulina sp. và
37
- Nhiệt độ: nhiệt độ thích hợp cho tảo Chlorella sp. thích hợp là 25- 35oC nhưng tảo có thể chịu đựng nhiệt độ 37oC (Liao và ctv, 1983) Spirulina
sp. có khả năng phát triển ở nhiệt độ khá cao trong khoảng 32 – 40oC. Nhiệt độ tốt nhất của chúng thường là ở 35oC (Zarrouk, 1966).
- Ánh sáng: nuôi tảo Chlorella sp. trong quy trình nước xanh cải tiến