Sự biến động các chỉ tiêu nhiệt độ, pH, DO và COD- 123docz.net

4.1.1 Biến động nhiệt độ theo thời gian

Bảng 4.1: Biến động nhiệt độ của các nghiệm thức theo thời gian (buổi sáng)

Bảng 4.2: Biến động nhiệt độ của các nghiệm thức theo thời gian (buổi chiều)

Ghi chú : Nghiệm thức đối chứng: Bể nuôi cá tra không có tảo Spirulina sp.; Nghiệm thức Spirulina sp.: Bể nuôi cá tra kết hợp nuôi tảo Spirulina sp. với mật độ tảo ban đầu: 61.700 cá thể/lít.

Nhiệt độ là nhân tố quan trọng trong đánh giá chất lượng nước vì nhiệt độ ảnh hưởng đến tất cả các tiến trình hóa – sinh học xảy ra trong môi trường nước nên tác động lớn đến tốc độ phát triển của các loài thủy sản. Nhiệt độ có ảnh hưởng đến một số yếu tố khác như lượng oxy hòa tan trong nước, tốc độ chuyển biến thức ăn, đạm ammonia… Khi nhiệt độ và pH tăng thì độc tính ammonia càng tăng cao, và hàm lượng oxy hòa tan trong nước càng giảm, có thể gây độc cho tôm cá (Tebbut, 1997 trích bởi Nguyễn Huỳnh Phương, 2013).

Nhiệt độ của các nghiệm thức dao động trong khoảng 26,6 – 28,20

C (sáng) và 27,1 – 28,70C (chiều) (Bảng 4.1 và 4.2). Nhiệt độ của từng nghiệm thức qua từng ngày tương đối thấp, nhiệt độ vào buổi sáng thấp hơn nhiệt độ vào buổi chiều. Vào buổi sáng, nhiệt độ trung bình của nghiệm thức đối chứng là 27,51 ± 0,450

C và 27,46 ± 0,450C đối với nghiệm thức Spirulina sp.. Tương tự, vào buổi chiều nhiệt độ trung bình của nghiệm thức đối chứng là 28,05 ± 0,380C và nghiệm thức

Spirulina sp. là 27,93 ± 0,440C. Kết quả này cho thấy không có sự khác biệt giữa các nghiệm thức.

Kết quả đo nhiệt độ chịu sự chi phối của nhiều nguyên nhân: thời tiết, nơi bố trí, thời gian đo đạc thu mẫu,...Thí nghiệm được bố trí trong nhà lưới có mái che,

Ngày Nghiệm thức Đối chứng Spirulina sp. 0 27.8 27.7 1 27.5 27.5 2 28.0 28.0 3 27.8 27.8 4 28.0 27.9 5 27.5 27.5 6 27.6 27.6 7 27.4 27.3 8 28.2 28.1 9 27.7 27.7 10 27.5 27.3 11 27.0 26.8 12 26.6 26.6 13 26.8 26.8 14 27.3 27.3 Ngày Nghiệm thức Đối chứng Spirulina sp. 0 28.2 28.0 1 28.2 28.0 2 28.5 28.5 3 28.5 28.3 4 28.5 28.4 5 27.9 27.7 6 28.0 28.1 7 27.7 27.7 8 28.7 28.7 9 28.1 28.1 10 27.9 27.7 11 27.4 27.1 12 27.8 27.7 13 27.5 27.3 14 27.9 27.7

tương đối thoáng nên khả năng nhận ánh sáng Mặt Trời thấp (các bể nuôi không nhận được sự chiếu sáng trực tiếp trong suốt quá trình thí nghiệm). Mặt khác, thí nghiệm bố trí trong các bể composite (400L/nghiệm thức) nên khả năng hấp thụ ánh sáng kém. Đây có thể là những nguyên nhân lí giải cho việc nhiệt độ có giá trị thấp trong suốt thí nghiệm.

Theo Zarrouk (1996), tảo Spirulina sp. có khả năng phát triển ở nhiệt độ khá cao trong khoảng 32 – 400C. Nhiệt độ tối ưu cho tảo Spirulina sp. là ở 350C (Vũ Thành Lâm, 2006).

Kết quả theo dõi sự biến động nhiệt độ trong suốt quá trình thí nghiệm cho thấy nhiệt độ của các nghiệm thức không đạt ở mức nhiệt độ tối ưu cho sự phát triển của tảo Spirulina sp. nhưng vẫn nằm trong khoảng thích hợp cho hoạt động sống và phát triển bình thường của tảo Spirulina sp.

Kết quả nghiên cứu của Nguyễn Thị Dung (2002) trong ao nuôi cá tra thâm canh cũng cho thấy nhiệt độ biến động trong ao nuôi dao động từ 25 – 300

C. Theo kết quả nghiên cứu của Nguyễn Thanh Phương et al. (2004), nhiệt độ của các ao nuôi cá tra thâm canh ở tỉnh An Giang dao động từ 27 – 340C, và Nguyễn Hữu Lộc (2009) cũng báo cáo kết quả tương tự (26,8 – 320C). Qua đó cho thấy nhiệt độ nước của các bể nuôi cá trong nghiên cứu này phù hợp với các ao nuôi cá tra thực tiễn (Bảng 4.1 và 4.2).

4.1.2 Biến động pH theo thời gian

Bảng 4.3: Biến động pH của các nghiệm thức theo thời gian (buổi sáng)

Bảng 4.4: Biến động pH của các nghiệm thức theo thời gian (buổi chiều)

Ngày Nghiệm thức Đối chứng Spirulina sp. 0 6.81 7.55 1 7.25 7.28 2 7.09 6.95 3 7.21 6.88 4 6.83 6.88 5 7.32 7.19 6 7.50 6.98 7 7.02 6.79 8 7.00 6.78 9 6.89 6.76 10 6.51 6.79 11 6.84 6.77 12 6.84 6.83 13 6.90 6.87 14 7.02 6.85

Kết quả đo pH trong suốt quá trình thí nghiệm cho thấy, pH dao động trong khoảng 6,51 – 7,55 (buổi sáng) và 6,62 – 7,66 (buổi chiều) (Bảng 4.3) phù hợp với QCVN 08:2008/BTNMT. pH trung bình của nghiệm thức đối chứng và nghiệm thức Spirulina sp. lần lượt là 7,0 ± 0,25 và 6,94 ± 0,23 (buổi sáng); 6,98 ± 0,17 và 7,16 ± 0,3 (buổi chiều). Theo Bùi Quang Tề (2006), trong ao nuôi cá tra thâm canh, hàm lượng luôn được tích lũy, cá càng lớn hàm lượng dinh dưỡng trong ao càng cao và thúc đẩy quá trình phát triển của tảo ảnh hưởng đến sự biến động pH. Nhìn chung, pH trong những ngày đầu tiên của nghiệm thức có tảo Spirulina sp. có giá trị cao hơn những ngày còn lại do ảnh hưởng bởi nguồn tảo đầu vào. Do pH là một yếu tố phụ thuộc chủ yếu vào lượng oxy hòa tan trong nước có từ quá trình quang hợp. Quá trình quang hợp sẽ thúc đẩy quá trình hấp thu CO2 nhanh hơn lượng CO2 tạo ra từ quá trình hô hấp của tảo nên cần lấy CO2 hòa tan trong môi trường nước từ sự chuyển hóa HCO3

và sinh ra nhiều carbonate làm pH của nước tăng theo phương trình sau:

HCO3-  CO2 + CO32- + H2O CO32- + H2O  OH-

+ H2O

(Đặng Kim Chi, 1998)

Mặt khác, trong những ngày đầu của thí nghiệm pH được đo vào buổi sáng thấp hơn pH đo được vào buổi chiều do buổi chiều lúc cường độ ánh sáng mạnh (14-15 giờ) nên quá trình quang hợp của tảo diễn ra mạnh, hấp thu nhiều CO2 hòa

Ngày Nghiệm thức Đối chứng Spirulina sp. 0 6.81 7.53 1 6.62 7.66 2 7.02 7.55 3 6.98 7.62 4 7.03 7.14 5 7.00 6.94 6 7.08 6.97 7 7.15 6.85 8 7.10 6.93 9 7.12 7.17 10 7.13 7.12 11 6.70 7.22 12 6.81 6.91 13 7.00 6.98 14 7.13 6.78

tan trong nước làm tăng độ pH. Đó là lý do làm cho pH sáng thấp hơn pH chiều ở các nghiệm thức.

Nhưng sau đó, pH có xu hướng giảm do mật độ tảo giảm. Cụ thể là giảm từ ngày đầu thí nghiệm đến ngày thứ 4 giảm từ 7,53 xuống 6,88 (buổi sáng) và giảm từ 7,53 xuống còn 6,85 từ ngày đầu thí nghiệm đến ngày 7 (buổi chiều). Trong những ngày tảo chết dần có hiện tượng phân hủy xác tảo thành các chất hữu cơ bởi các vi khuẩn, đồng thời quá trình chuyển đổi các chất hữu cơ thành vô cơ cũng xảy ra tạo nên các chất dinh dưỡng trong nước. Để thực hiện quá trình phân hủy các chất thì vi khuẩn cần phải sử dụng lượng oxy hòa tan trong nước. Khi đó khí CO2 liên tục tạo ra thay thế cho lượng oxy mất đi, đồng thời phản ứng với nước tạo ra H+

và bicarbonate làm giảm pH của nước theo phương trình phản ứng sau:

C6H12O6 + O2  CO2 + H2O + Q CO2 + H2O  H2CO3 H2CO3  H+ + HCO3 - (Đặng Kim Chi, 1998)

Qua kết quả thống kê cho thấy, pH vào buổi chiều của nghiệm thức Spirulina

sp. khác biệt có ý nghĩa so với nghiệm thức đối chứng (p<0,05), pH vào buổi sáng của 2 nghiệm thức thì không có sự khác biệt (p>0,05).

Ở nghiệm thức đối chứng không có nguồn tảo đầu vào, pH có sự dao động không đồng nhất, do pH lúc này phụ thuộc chủ yếu vào lượng oxy cung cấp từ máy sục khí. Mặt khác, ở tất cả các nghiệm thức sự thay đổi pH còn do ảnh hưởng của vi khuẩn, Vi khuẩn trong nước đã sử dụng một phần oxy để phân hủy các chất hữu cơ chuyển đổi thành chất dinh dưỡng, do đó lượng oxy hòa tan trong nước giảm sẽ làm pH giảm.

Các loài vi khuẩn thực hiện các quá trình nitrat hóa, khử nitrat hoặc chu trình phosphor trong nước đều chịu ảnh hưởng của pH trong nước, mỗi loài đều có giới hạn pH nhất định như: vi khuẩn nitrat hóa, khử nitrat thì pH thích hợp trong khoảng: 7,0 – 8,5 và các quá trình này sẽ dừng lại khi pH nhỏ hơn 6.

pH là chỉ tiêu quan trọng vì ảnh hưởng trực tiếp đến đời sống của thủy sinh vật: tỉ lệ sống, sinh sản, dinh dưỡng. Giá trị pH thích hợp cho thủy sinh vật là 6,5 – 8,5 (Wurst và Durborow, 1992). pH quá cao hay quá thấp đều bất lợi cho quá trình phát triển của thủy sinh vật. Tuy nhiên, pH thích hợp cho tảo Spirulina sp. phát triển từ 8,5 – 11 (Zarrouk, 1996). Theo Vũ Thành Lâm (2006), pH môi trường tối ưu cho sự phát triển của tảo Spirulina sp. là 9,5. Tuy khoảng pH của thí nghiệm phù hợp với QCVN 08:2008/BTNMT nhưng vẫn không nằm trong khoảng pH phù hợp cho sự phát triển của tảo Spirulina sp.

4.1.3 Biến động DO theo thời gian

Trong môi trường nước, ngoài sự khuếch tán từ không khí vào, oxy còn được cung cấp từ quá trình quang hợp của thực vật thủy sinh. Biến động của oxy trong nước ảnh hưởng lớn đến sự phát triển của thủy sinh vật (Thái Mỹ Anh, 2006). Ngoài ra, hàm lượng oxy hòa tan trong nước còn phụ thuộc vào các yếu tố như áp suất và nhiệt độ. Oxy hòa tan trong nước sẽ tham gia vào quá trình trao đổi chất, duy trì năng lượng cho quá trình phát triển, sinh sản và tái sản xuất cho các vi sinh vật sống dưới nước (Đặng Kim Chi, 1998). DO của thí nghiệm thể hiện qua bảng sau:

Bảng 4.5: Biến động DO của các nghiệm thức theo thời gian (buổi chiều)

Ngày Nghiệm thức Đối chứng Spirulina sp. 0 4.40 4.39 1 4.44 4.61 2 4.43 4.23 3 4.44 4.15 4 4.39 4.52 5 4.55 4.51 6 5.15 4.95 7 4.80 4.38 8 4.75 4.32 9 4.82 4.63 10 5.48 5.52 11 4.98 4.96 12 4.99 5.31 13 5.03 5.02 14 4.96 5.14

Qua bảng 4.5 cho thấy, trong suốt quá trình thí nghiệm giá trị DO của thí nghiệm dao động trong khoảng 4,15 – 5,52 mg/L (Bảng 4.5). Cá tra là loài chịu được điều kiện khắc nghiệt, khi oxy thấp thì cá có thể lấy oxy qua cơ quan hô hấp phụ. Theo kết quả nghiên cứu của Dương Thúy Yên (2003) cho thấy ngưỡng oxy dưới của cá tra là 1,88 ± 0,07 mg/L, và cá tra có thể chịu được hàm lượng oxy < 2,0 mg/L ngay từ nhỏ.

Nồng độ DO trung bình của nghiệm thức đối chứng và nghiệm thức

Spirulina sp. lần lượt là 4,77 ± 0,33 mg/L và 4,71 ± 0,42 mg/L. Thống kê cho thấy không có sự khác biệt về nồng độ DO giữa 2 nghiệm thức (p>0,05). Các bể nuôi cá được sục khí liên tục nhưng nồng độ DO không cao, kết quả này có thể lý giải là do hoạt động phân hủy các chất hữu cơ trong nước của các vi sinh vật đã lấy đi một lượng lớn oxy hòa tan trong nước làm giảm nồng độ DO. Tuy nhiên, nồng độ DO trong nước của các bể nuôi cá đều nằm trong ngưỡng cho phép của QCVN

08:2008/BTNMT (DO: ≥ 2). Hàm lượng DO trong thí nghiệm này thấp hơn nhiều so với kết quả đo đạc hàm lượng DO trong nghiên cứu của Nguyễn Thị Thanh Nhiễn (2010) - “Sử dụng nước thải ao nuôi cá trê để nuôi tảo Spirulina sp. trong phòng thí nghiệm vào mùa mưa”, điều này có thể lý giải là do khác biệt về thể tích bố trí thí nghiệm, mật độ tảo thả nuôi, nơi bố trí thí nghiệm,…

4.1.4 Biến động COD theo thời gian

Hình 4.1: Biến động COD theo thời gian (trung bình)

Kết quả phân tích cho thấy, hàm lượng COD trong suốt thí nghiệm có nhiều biến động, dao động từ 6,048 mg/L đến 75,2 mg/L đối với nghiệm thức đối chứng và từ 2,484 mg/L đến 55,113 mg/L đối với nghiệm thức tảo Spirulina (Hình 4.1). Nghiệm thức đối chứng có giá trị COD trung bình là 56,889 ± 12,363 mg/L cao hơn so với nghiệm thức tảo Spirulina với giá trị COD trung bình là 39,644 ± 1,629 mg/L. Kết quả thống kê cho thấy, COD của nghiệm thức tảo Spirulina sp. khác biệt có ý nghĩa so với nghiệm thức đối chứng (p<0,05).

Trong 2 ngày đầu của thí nghiệm mật độ tảo còn nhiều (190 – 617 cá thể/mL) nên COD có xu hướng giảm nhưng sau đó, tảo chết dần làm gia tăng thêm lượng hữu cơ trong nước dẫn đến hàm lượng COD có xu hướng tăng (từ 2,5 mg/L ở ngày thứ 2 tăng lên 29,3 mg/L ở ngày thứ 3). Đến ngày thứ 8 khi hàm lượng DO bắt đầu tăng lên thì ngược lại COD có xu hướng giảm (giảm từ 61,7 mg/L xuống 23,5 mg/L ở nghiệm thức đối chứng và từ 50,7 mg/L xuống 10 mg/L ở nghiệm thức tảo

Spirulina sp.). Sau đó, hàm lượng DO trong nước có chiều hướng giảm làm cho hàm lượng COD tăng trở lại ở cả 2 nghiệm thức (nghiệm thức đối chứng: tăng lên 75,2 mg/L đạt cực đại và 54,4 mg/L ở nghiệm thức tảo Spirulina sp.). Nhìn chung hàm lượng COD ở nghiệm thức Spirulina sp. luôn thấp hơn hàm lượng COD của

0 10 20 30 40 50 60 70 80 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 C OD ( m g/L )

Thời gian thu mẫu (ngày)

NT đối chứng NT Spirulina sp.

nghiệm thức đối chứng. Trong ngày thu mẫu cuối cùng, lượng COD đo được là 56,9 mg/L và 39,6 mg/L lần lượt của nghiệm thức đối chứng và nghiệm thức tảo

Spirulina sp.. Kết quả này cho thấy, hàm lượng COD trung bình của nghiệm thức tảo Spirulina sp. nằm trong giới hạn cho phép của QCVN 08:2008/BTNMT (COD: 10 – 50 mg/L). Ngược lại, hàm lượng COD trung bình của nghiệm thức đối chứng thì vượt tiêu chuẩn cho phép.

4.2 Biến động mật độ và sinh khối tảo Spirulina sp. theo thời gian 4.2.1 Biến động mật độ tảo Spirulina sp.

Sự biến động mật độ tảo Spirulina sp. được thể hiện bởi biểu đồ sau:

Hình 4.2: Biến động mật độ tảo Spirulina sp. theo thời gian (trung bình)

Qua hình 4.2 cho thấy, mật độ tảo liên tục giảm trong suốt quá trình thí nghiệm, cụ thể mật độ tảo qua từng đợt thu mẫu là 617 cá thể/mL, 190 cá thể/mL, 85 cá thể/mL, 33 cá thể/mL, 23 cá thể/mL và 6 cá thể/mL tương ứng với lần thu mẫu ở các ngày 0, 2, 5, 8, 11 và 14.

Các yếu tố (nhiệt độ, pH và DO) có ảnh hưởng khá lớn đến sự phát triển của tảo. Nhiệt độ thích hợp để tảo Spirulina sp. phát triển là khoảng 32 – 400

C (Zarrouk, 1996) và tối ưu ở 350C (Vũ Thành Lâm, 2006). Trong khi đó, diễn biến nhiệt độ của thí nghiệm này dao động trong khoảng 26,40C đến 28,90C (Bảng 4.1 và 4.2), không nằm trong khoảng nhiệt độ thuận lợi cho tảo Spirulina sp. phát triển. Bên cạnh đó, kết quả đo pH (Bảng 4.3 và 4.4) của thí nghiệm cho thấy, pH dao động từ 6,44 – 7,76 (buổi sáng) và 6,43 – 7,7 (buổi chiều), trong khi pH thích hợp cho tảo

Spirulina sp. phát triển là 8,5 – 11 (Zarrouk, 1996) và pH tối ưu là 9,5 (Vũ Thành Lâm, 2006). Trên đây có thể là những nguyên nhân lí giải cho việc mật độ tảo giảm liên tục theo thời gian.

0 100 200 300 400 500 600 700 1 2 3 4 5 6 M ật độ ( cá th ể/m L ) Đợt thu mẫu NT Spirulina sp.

Mật độ tảo đầu vào cũng là yếu tố ảnh hưởng đến sự suy giảm mật độ của tảo trong thời gian thí nghiệm. Mật độ tảo thích hợp sẽ làm cho mật độ tảo tăng nhanh chóng, và ngược lại. Trong thí nghiệm này, mật độ tảo được bố trí (610 cá thể/mL) thấp hơn rất nhiều so với nghiên cứu của Bùi Thiên Trúc (2010) với mật độ tảo

Spirulina sp. đầu vào là 30.000 cá thể/mL.

4.2.2 Biến động sinh khối tảo Spirulina sp. theo thời gian

Dưới đây là kết quả xác định sinh khối tảo Spirulina sp. theo thời gian. Bảng 4.6: Biến động sinh khối tảo theo thời gian

Đợt thu mẫu 1 2 3 4 5 6

Trọng lượng tươi

(mg/400L) 10.097,6 310,746 139,407 53,608 37,480 9,540

Sự biến động các chỉ tiêu nhiệt độ, pH, DO và COD theo thời gian

Thời gian và chu kỳ thu mẫu

Biến động pH theo thời gian