Nguồn cá tra giống - sự phát triển của tảo spiruli- 123docz.net

Cá ban đầu có trọng lượng trung bình 37,15 g , chiều dài cơ thể 10 – 15 cm. Trước khi bố trí thí nghiệm, cá được nuôi trong các bể composite 1m3

, cho ăn và thay nước mỗi ngày 1 lần (với lượng thức ăn từ 3-5% so với trọng lượng cơ

thể cá); thức ăn dạng viên nổi có thành phần như sau: protein thô: ≥ 25%, béo thô: ≥ 3%, xơ thô: ≤ 8% và độ ẩm ≤ 11%, sau đó cho ăn dựa theo nhu cầu ăn của cá.

3.3 Phƣơng pháp nghiên cứu 3.3.1 Bố trí thí nghiệm

Thí nghiệm được bố trí trong các bể nuôi cá tra (bể được làm bằng vật liệu composite, dung tích 500 lít) với thể tích nước bố trí là khoảng 400 lít, và xác định mật độ tảo ban đầu trước khi đưa vào thí nghiệm. Các bể nuôi được bố trí trong nhà lưới, có mái che. Thí nghiệm gồm 6 bể nuôi với 2 nghiệm thức và 3 lần lặp lại. Các bể nuôi được sục khí liên tục trong suốt quá trình làm thí nghiệm.

Mật độ cá tra thả nuôi là: 50 cá thể/bể nuôi.

Các nghiệm thức bố trí được tổng hợp trong bảng sau. Bảng 3.1: Nghiệm thức bố trí thí nghiệm

Nghiệm thức Bố trí thí nghiệm Lặp lại

Đối chứng Bể nuôi cá tra không có tảo 3

Spirulina sp. Bể nuôi cá tra + tảo Spirulina sp. 3

3.3.2 Thời gian và chu kỳ thu mẫu

Thời gian thu mẫu: trong khoảng từ 8 giờ – 10 giờ sáng.

Chu kỳ thu mẫu: sau khi bố trí thí nghiệm thu mẫu liên tục mỗi ngày. Mật độ tảo được thu theo chu kỳ các ngày 0, 2, 5, 8, 11, 14 (Tính từ ngày bắt đầu thí nghiệm là ngày 0).

Riêng các chỉ tiêu nhiệt độ, pH được đo 2 lần mỗi ngày vào lúc 8 giờ – 10 giờ sáng và 14 giờ – 16 giờ chiều trong suốt thời gian thí nghiệm.

3.3.3 Phƣơng pháp thu mẫu và bảo quản mẫu

Mẫu được thu vào chai nhựa 110mL với thể tích và cách bảo quản khác nhau:

+ Đối với mẫu xác định mật độ tảo: thu 50 mL (1 mẫu/ngày), cố định bằng formol và bảo quản ở nhiệt độ phòng.

+ Đối với mẫu xác định sinh khối tảo và các chỉ tiêu NO3 - , NH4 + , PO4 3- , NO2 -

, COD, TP, TN : thu 100 mL (1 mẫu/ ngày), trữ lạnh ở 40C.

+ Bên cạnh việc thu mẫu còn đo các chỉ tiêu: nhiệt độ, pH của các bể thí nghiệm 2 lần trong ngày bằng máy đo nhiệt độ và máy đo pH.

3.3.4 Phƣơng pháp phân tích a) Các chỉ tiêu lý, hóa

+ Nhiệt độ: được đo bằng máy đo EUTECH.

+ pH: đo trực tiếp bằng máy đo pH HANNA HI 8314.

+ DO : đo trực tiếp bằng máy đo DO cầm tay HANNA 9146 .

+ Các chỉ tiêu NO3-, NH4+, PO43-, NO2-, COD, TN, TP được phân tích tại phòng thí nghiệm theo các phương pháp sau:

Bảng 3.2: Phương pháp phân tích các chỉ tiêu đạm, lân và COD.

Chỉ tiêu Đơn vị Phƣơng pháp phân tích

NO3- mg/L So màu Salicylate, APHA (so màu ở bước sóng 410 nm bằng máy so màu U2800-Hitachi).

NH4+ mg/L So màu Salicylate (so màu ở bước sóng 660 nm bằng máy so màu U2800-Hitachi).

NO2- mg/L

So màu Colorimetric (theo Standard mothods của APHA), so màu ở bước sóng 543 nm bằng máy so màu U2800- Hitachi.

PO43- mg/L Ascorbic Acid, APHA, 1998 (so màu ở bước sóng 880 nm bằng máy so màu U2800-Hitachi).

COD mg/L Chuẩn độ với Kali Permanganate (KMnO4) trong môi trường kiềm.

TKN mg/L Kjeldahl, APHA 1998 - Hệ thống chưng cất đạm Kjeldahl TP mg/L Persulfate Digestion Method Total Phosphorus (so màu ở

bước sóng 880nm bằng máy so màu U2800-Hitachi).

b) Xác định mật độ tảo

- Lắc đều mẫu trước khi đếm. Dùng ống hút nhỏ giọt cho mẫu vào buồng đếm Sedgwick Rafter rồi dùng lame đậy lại, đưa vào kính hiển vi và quan sát. Mỗi mẫu lặp lại 3 lần đếm.

- Mật độ tảo được xác định theo công thức:

22 Trong đó  Y: số cá thể trong 1 mL  X: số cá thể trung bình của 3 lần đếm (cá thể)  N: số ô đếm (100 ô)  V: thể tích nước thu (50 mL)  Vcd: thể tích mẫu cô đặt (50 mL).

c) Xác định sinh khối tảo

Sinh khối tảo được xác định bằng cách cân trọng lượng tươi của tảo

Lấy dịch tảo nuôi và lọc qua giấy lọc (giấy lọc đã sấy khô và cân đến trọng lượng không đổi (m0)), sau đó đem cân (m1).

Khi đó, trọng lượng tươi của tảo (m) = m1 – m0.

3.3.5 Phƣơng pháp xử lý số liệu

Số liệu được xử lý bằng Excel và phần mềm SPSS để so sánh độ sai biệt có ý nghĩa giữa các nghiệm thức ở mức ý nghĩa 5%.

CHƢƠNG 4

KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

4.1 Sự biến động các chỉ tiêu nhiệt độ, pH, DO và COD theo thời gian4.1.1 Biến động nhiệt độ theo thời gian 4.1.1 Biến động nhiệt độ theo thời gian

Bảng 4.1: Biến động nhiệt độ của các nghiệm thức theo thời gian (buổi sáng)

Bảng 4.2: Biến động nhiệt độ của các nghiệm thức theo thời gian (buổi chiều)

Ghi chú : Nghiệm thức đối chứng: Bể nuôi cá tra không có tảo Spirulina sp.; Nghiệm thức Spirulina sp.: Bể nuôi cá tra kết hợp nuôi tảo Spirulina sp. với mật độ tảo ban đầu: 61.700 cá thể/lít.

Nhiệt độ là nhân tố quan trọng trong đánh giá chất lượng nước vì nhiệt độ ảnh hưởng đến tất cả các tiến trình hóa – sinh học xảy ra trong môi trường nước nên tác động lớn đến tốc độ phát triển của các loài thủy sản. Nhiệt độ có ảnh hưởng đến một số yếu tố khác như lượng oxy hòa tan trong nước, tốc độ chuyển biến thức ăn, đạm ammonia… Khi nhiệt độ và pH tăng thì độc tính ammonia càng tăng cao, và hàm lượng oxy hòa tan trong nước càng giảm, có thể gây độc cho tôm cá (Tebbut, 1997 trích bởi Nguyễn Huỳnh Phương, 2013).

Nhiệt độ của các nghiệm thức dao động trong khoảng 26,6 – 28,20

C (sáng) và 27,1 – 28,70C (chiều) (Bảng 4.1 và 4.2). Nhiệt độ của từng nghiệm thức qua từng ngày tương đối thấp, nhiệt độ vào buổi sáng thấp hơn nhiệt độ vào buổi chiều. Vào buổi sáng, nhiệt độ trung bình của nghiệm thức đối chứng là 27,51 ± 0,450

C và 27,46 ± 0,450C đối với nghiệm thức Spirulina sp.. Tương tự, vào buổi chiều nhiệt độ trung bình của nghiệm thức đối chứng là 28,05 ± 0,380C và nghiệm thức

Spirulina sp. là 27,93 ± 0,440C. Kết quả này cho thấy không có sự khác biệt giữa các nghiệm thức.

Kết quả đo nhiệt độ chịu sự chi phối của nhiều nguyên nhân: thời tiết, nơi bố trí, thời gian đo đạc thu mẫu,...Thí nghiệm được bố trí trong nhà lưới có mái che,

Ngày Nghiệm thức Đối chứng Spirulina sp. 0 27.8 27.7 1 27.5 27.5 2 28.0 28.0 3 27.8 27.8 4 28.0 27.9 5 27.5 27.5 6 27.6 27.6 7 27.4 27.3 8 28.2 28.1 9 27.7 27.7 10 27.5 27.3 11 27.0 26.8 12 26.6 26.6 13 26.8 26.8 14 27.3 27.3 Ngày Nghiệm thức Đối chứng Spirulina sp. 0 28.2 28.0 1 28.2 28.0 2 28.5 28.5 3 28.5 28.3 4 28.5 28.4 5 27.9 27.7 6 28.0 28.1 7 27.7 27.7 8 28.7 28.7 9 28.1 28.1 10 27.9 27.7 11 27.4 27.1 12 27.8 27.7 13 27.5 27.3 14 27.9 27.7

tương đối thoáng nên khả năng nhận ánh sáng Mặt Trời thấp (các bể nuôi không nhận được sự chiếu sáng trực tiếp trong suốt quá trình thí nghiệm). Mặt khác, thí nghiệm bố trí trong các bể composite (400L/nghiệm thức) nên khả năng hấp thụ ánh sáng kém. Đây có thể là những nguyên nhân lí giải cho việc nhiệt độ có giá trị thấp trong suốt thí nghiệm.

Theo Zarrouk (1996), tảo Spirulina sp. có khả năng phát triển ở nhiệt độ khá cao trong khoảng 32 – 400C. Nhiệt độ tối ưu cho tảo Spirulina sp. là ở 350C (Vũ Thành Lâm, 2006).

Kết quả theo dõi sự biến động nhiệt độ trong suốt quá trình thí nghiệm cho thấy nhiệt độ của các nghiệm thức không đạt ở mức nhiệt độ tối ưu cho sự phát triển của tảo Spirulina sp. nhưng vẫn nằm trong khoảng thích hợp cho hoạt động sống và phát triển bình thường của tảo Spirulina sp.

Kết quả nghiên cứu của Nguyễn Thị Dung (2002) trong ao nuôi cá tra thâm canh cũng cho thấy nhiệt độ biến động trong ao nuôi dao động từ 25 – 300

C. Theo kết quả nghiên cứu của Nguyễn Thanh Phương et al. (2004), nhiệt độ của các ao nuôi cá tra thâm canh ở tỉnh An Giang dao động từ 27 – 340C, và Nguyễn Hữu Lộc (2009) cũng báo cáo kết quả tương tự (26,8 – 320C). Qua đó cho thấy nhiệt độ nước của các bể nuôi cá trong nghiên cứu này phù hợp với các ao nuôi cá tra thực tiễn (Bảng 4.1 và 4.2).

4.1.2 Biến động pH theo thời gian

Bảng 4.3: Biến động pH của các nghiệm thức theo thời gian (buổi sáng)

Bảng 4.4: Biến động pH của các nghiệm thức theo thời gian (buổi chiều)

Ngày Nghiệm thức Đối chứng Spirulina sp. 0 6.81 7.55 1 7.25 7.28 2 7.09 6.95 3 7.21 6.88 4 6.83 6.88 5 7.32 7.19 6 7.50 6.98 7 7.02 6.79 8 7.00 6.78 9 6.89 6.76 10 6.51 6.79 11 6.84 6.77 12 6.84 6.83 13 6.90 6.87 14 7.02 6.85

Kết quả đo pH trong suốt quá trình thí nghiệm cho thấy, pH dao động trong khoảng 6,51 – 7,55 (buổi sáng) và 6,62 – 7,66 (buổi chiều) (Bảng 4.3) phù hợp với QCVN 08:2008/BTNMT. pH trung bình của nghiệm thức đối chứng và nghiệm thức Spirulina sp. lần lượt là 7,0 ± 0,25 và 6,94 ± 0,23 (buổi sáng); 6,98 ± 0,17 và 7,16 ± 0,3 (buổi chiều). Theo Bùi Quang Tề (2006), trong ao nuôi cá tra thâm canh, hàm lượng luôn được tích lũy, cá càng lớn hàm lượng dinh dưỡng trong ao càng cao và thúc đẩy quá trình phát triển của tảo ảnh hưởng đến sự biến động pH. Nhìn chung, pH trong những ngày đầu tiên của nghiệm thức có tảo Spirulina sp. có giá trị cao hơn những ngày còn lại do ảnh hưởng bởi nguồn tảo đầu vào. Do pH là một yếu tố phụ thuộc chủ yếu vào lượng oxy hòa tan trong nước có từ quá trình quang hợp. Quá trình quang hợp sẽ thúc đẩy quá trình hấp thu CO2 nhanh hơn lượng CO2 tạo ra từ quá trình hô hấp của tảo nên cần lấy CO2 hòa tan trong môi trường nước từ sự chuyển hóa HCO3

và sinh ra nhiều carbonate làm pH của nước tăng theo phương trình sau:

HCO3-  CO2 + CO32- + H2O CO32- + H2O  OH-

+ H2O

(Đặng Kim Chi, 1998)

Mặt khác, trong những ngày đầu của thí nghiệm pH được đo vào buổi sáng thấp hơn pH đo được vào buổi chiều do buổi chiều lúc cường độ ánh sáng mạnh (14-15 giờ) nên quá trình quang hợp của tảo diễn ra mạnh, hấp thu nhiều CO2 hòa

Ngày Nghiệm thức Đối chứng Spirulina sp. 0 6.81 7.53 1 6.62 7.66 2 7.02 7.55 3 6.98 7.62 4 7.03 7.14 5 7.00 6.94 6 7.08 6.97 7 7.15 6.85 8 7.10 6.93 9 7.12 7.17 10 7.13 7.12 11 6.70 7.22 12 6.81 6.91 13 7.00 6.98 14 7.13 6.78

tan trong nước làm tăng độ pH. Đó là lý do làm cho pH sáng thấp hơn pH chiều ở các nghiệm thức.

Nhưng sau đó, pH có xu hướng giảm do mật độ tảo giảm. Cụ thể là giảm từ ngày đầu thí nghiệm đến ngày thứ 4 giảm từ 7,53 xuống 6,88 (buổi sáng) và giảm từ 7,53 xuống còn 6,85 từ ngày đầu thí nghiệm đến ngày 7 (buổi chiều). Trong những ngày tảo chết dần có hiện tượng phân hủy xác tảo thành các chất hữu cơ bởi các vi khuẩn, đồng thời quá trình chuyển đổi các chất hữu cơ thành vô cơ cũng xảy ra tạo nên các chất dinh dưỡng trong nước. Để thực hiện quá trình phân hủy các chất thì vi khuẩn cần phải sử dụng lượng oxy hòa tan trong nước. Khi đó khí CO2 liên tục tạo ra thay thế cho lượng oxy mất đi, đồng thời phản ứng với nước tạo ra H+

và bicarbonate làm giảm pH của nước theo phương trình phản ứng sau:

C6H12O6 + O2  CO2 + H2O + Q CO2 + H2O  H2CO3 H2CO3  H+ + HCO3 - (Đặng Kim Chi, 1998)

Qua kết quả thống kê cho thấy, pH vào buổi chiều của nghiệm thức Spirulina

sp. khác biệt có ý nghĩa so với nghiệm thức đối chứng (p<0,05), pH vào buổi sáng của 2 nghiệm thức thì không có sự khác biệt (p>0,05).

Ở nghiệm thức đối chứng không có nguồn tảo đầu vào, pH có sự dao động không đồng nhất, do pH lúc này phụ thuộc chủ yếu vào lượng oxy cung cấp từ máy sục khí. Mặt khác, ở tất cả các nghiệm thức sự thay đổi pH còn do ảnh hưởng của vi khuẩn, Vi khuẩn trong nước đã sử dụng một phần oxy để phân hủy các chất hữu cơ chuyển đổi thành chất dinh dưỡng, do đó lượng oxy hòa tan trong nước giảm sẽ làm pH giảm.

Các loài vi khuẩn thực hiện các quá trình nitrat hóa, khử nitrat hoặc chu trình phosphor trong nước đều chịu ảnh hưởng của pH trong nước, mỗi loài đều có giới hạn pH nhất định như: vi khuẩn nitrat hóa, khử nitrat thì pH thích hợp trong khoảng: 7,0 – 8,5 và các quá trình này sẽ dừng lại khi pH nhỏ hơn 6.

pH là chỉ tiêu quan trọng vì ảnh hưởng trực tiếp đến đời sống của thủy sinh vật: tỉ lệ sống, sinh sản, dinh dưỡng. Giá trị pH thích hợp cho thủy sinh vật là 6,5 – 8,5 (Wurst và Durborow, 1992). pH quá cao hay quá thấp đều bất lợi cho quá trình phát triển của thủy sinh vật. Tuy nhiên, pH thích hợp cho tảo Spirulina sp. phát triển từ 8,5 – 11 (Zarrouk, 1996). Theo Vũ Thành Lâm (2006), pH môi trường tối ưu cho sự phát triển của tảo Spirulina sp. là 9,5. Tuy khoảng pH của thí nghiệm phù hợp với QCVN 08:2008/BTNMT nhưng vẫn không nằm trong khoảng pH phù hợp cho sự phát triển của tảo Spirulina sp.

4.1.3 Biến động DO theo thời gian

Trong môi trường nước, ngoài sự khuếch tán từ không khí vào, oxy còn được cung cấp từ quá trình quang hợp của thực vật thủy sinh. Biến động của oxy trong nước ảnh hưởng lớn đến sự phát triển của thủy sinh vật (Thái Mỹ Anh, 2006). Ngoài ra, hàm lượng oxy hòa tan trong nước còn phụ thuộc vào các yếu tố như áp suất và nhiệt độ. Oxy hòa tan trong nước sẽ tham gia vào quá trình trao đổi chất, duy trì năng lượng cho quá trình phát triển, sinh sản và tái sản xuất cho các vi sinh vật sống dưới nước (Đặng Kim Chi, 1998). DO của thí nghiệm thể hiện qua bảng sau:

Bảng 4.5: Biến động DO của các nghiệm thức theo thời gian (buổi chiều)

Ngày Nghiệm thức Đối chứng Spirulina sp. 0 4.40 4.39 1 4.44 4.61 2 4.43 4.23 3 4.44 4.15 4 4.39 4.52 5 4.55 4.51 6 5.15 4.95 7 4.80 4.38 8 4.75 4.32 9 4.82 4.63 10 5.48 5.52 11 4.98 4.96 12 4.99 5.31 13 5.03 5.02 14 4.96 5.14

Qua bảng 4.5 cho thấy, trong suốt quá trình thí nghiệm giá trị DO của thí nghiệm dao động trong khoảng 4,15 – 5,52 mg/L (Bảng 4.5). Cá tra là loài chịu được điều kiện khắc nghiệt, khi oxy thấp thì cá có thể lấy oxy qua cơ quan hô hấp phụ. Theo kết quả nghiên cứu của Dương Thúy Yên (2003) cho thấy ngưỡng oxy dưới của cá tra là 1,88 ± 0,07 mg/L, và cá tra có thể chịu được hàm lượng oxy < 2,0 mg/L ngay từ nhỏ.

Nồng độ DO trung bình của nghiệm thức đối chứng và nghiệm thức

Spirulina sp. lần lượt là 4,77 ± 0,33 mg/L và 4,71 ± 0,42 mg/L. Thống kê cho thấy không có sự khác biệt về nồng độ DO giữa 2 nghiệm thức (p>0,05). Các bể nuôi cá được sục khí liên tục nhưng nồng độ DO không cao, kết quả này có thể lý giải là do hoạt động phân hủy các chất hữu cơ trong nước của các vi sinh vật đã lấy đi một lượng lớn oxy hòa tan trong nước làm giảm nồng độ DO. Tuy nhiên, nồng độ DO trong nước của các bể nuôi cá đều nằm trong ngưỡng cho phép của QCVN