Nghiên cứu sự tích lũy lipid trong quá trình tăng trưởng của vi tảo nannochloropsis oculata (droop) hibberd

ĐẠI HỌC QUỐC GIA TP HCM TRƯỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN TRỊNH CẨM TÚ NGHIÊN CỨU SỰ TÍCH LŨY LIPID TRONG QUÁ TRÌNH TĂNG TRƯỞNG CỦA VI TẢO NANNOCHLOROPSIS OCULATA (DROOP) HIBBERD LUẬN ÁN TIẾN SĨ SINH HỌC TP Hồ Chí Minh – Năm 2018 ĐẠI HỌC QUỐC GIA TP HCM TRƯỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN TRỊNH CẨM TÚ NGHIÊN CỨU SỰ TÍCH LŨY LIPID TRONG QUÁ TRÌNH TĂNG TRƯỞNG CỦA VI TẢO NANNOCHLOROPSIS OCULATA (DROOP) HIBBERD Ngành: Sinh lý học thực vật Mã số ngành: 62420112 NGƯỜI HƯỚNG DẪN KHOA HỌC PGS.TS BÙI TRANG VIỆT PGS.TS TRẦN THANH HƯƠNG TP Hồ Chí Minh – Năm2018 ĐẠI HỌC QUỐC GIA TP HCM TRƯỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN TRỊNH CẨM TÚ NGHIÊN CỨU SỰ TÍCH LŨY LIPID TRONG Q TRÌNH TĂNG TRƯỞNG CỦA VI TẢO NANNOCHLOROPSIS OCULATA (DROOP) HIBBERD Ngành: Sinh lý học thực vật Mã số ngành: 62420112 Phản biện 1: PGS.TS Lê Huyền Ái Thúy Phản biện 2: PGS.TS Lê Thị Thủy Tiên Phản biện 3: PGS.TS Trần Hoàng Dũng Phản biện độc lập 1: TS Bùi Thị Mỹ Hồng Phản biện độc lập 2: TS Lê Thị Thúy Ái NGƯỜI HƯỚNG DẪN KHOA HỌC PGS.TS BÙI TRANG VIỆT PGS.TS TRẦN THANH HƯƠNG TP Hồ Chí Minh – Năm2018 TÓM TẮT LUẬN ÁN N oculata vi tảo biển, đơn bào, hình cầu, có kích thước nhỏ (2 - µm) (Fawley cộng sự, 2007; Hibberd, 1981) quan tâm nghiên cứu cho mục đích sản xuất nhiên liệu sinh học chu trình tăng trưởng nhanh mạnh, hàm lượng lipid cao, thành phần acid béo lipid dự trữ phù hợp thay đổi tùy điều kiện nuôi trồng (Makri cộng 2011) Đề tài “Nghiên cứu tích lũy lipid trình tăng trưởng vi tảo Nannochloropsis oculata” thực với mục tiêu tìm hiểu giai đoạn tăng trưởng vi tảo N oculata, đồng thời nghiên cứu ảnh hưởng số yếu tố tác động lên mối tương quan tăng trưởng tế bào tích lũy lipid tế bào điều kiện nuôi cấy in vitro bước đầu áp dụng điều kiện vườn thực nghiệm Kỹ thuật nuôi cố định tế bào N oculata lame thực nhằm theo dõi chu kỳ tế bào thời gian 24 Dịch treo tế bào vi tảo nuôi cấy Erlen 100 mL chứa 20 mL môi trường lỏng f/2 cải tiến lắc Đường cong tăng trưởng mối quan hệ tăng trưởng tế bào tích lũy lipid phân tích dựa kết hợp hai kỹ thuật nuôi cố định tế bào lame dịch treo tế bào Erlen Ảnh hưởng điều kiện nuôi cấy, chu kỳ sáng - tối, xử lý NaCl nồng độ thay đổi – M, chất điều hòa tăng trưởng thực vật (IAA, GA3, zeatin ABA) nitrogen lên q trình tăng trưởng tích lũy lipid vi tảo điều kiện in vitro nghiên cứu thảo luận Vi tảo nuôi thùng 30 L chứa 20 L môi trường f/2 cải tiến ´4 điều kiện vườn thực nghiệm nhằm thu sinh khối lipid dự trữ Chu kỳ tế bào N oculata lame xảy vòng 24 gồm ba giai đoạn: tăng trưởng (khoảng giờ), phân chia tế bào (khoảng 15 giờ) phóng thích tế bào (khoảng giờ) Sự tăng trưởng phân chia tế bào thường diễn giai đoạn sáng phóng thích tế bào thường diễn giai đoạn tối Đường cong tăng trưởng N oculata môi trường lỏng gồm chu kỳ liên tiếp, chu kỳ khoảng 15 ngày gồm ba giai đoạn: tăng trưởng chậm, tăng trưởng nhanh bão hòa Mật độ tế bào giai đoạn tăng trưởng nhanh thay đổi theo nhịp: cao đầu giai đoạn sáng phóng thích tế bào sau phân chia cuối giai đoạn tối thấp cuối giai đoạn sáng đầu giai đoạn tối phân hủy tế bào Sự tích lũy lipid giọt dầu quan sát đánh giá từ cuối chu kỳ thứ hay đầu chu kỳ thứ hai (từ ngày 20) Trong giai đoạn tích lũy lipid, trọng lượng khơ đường kính tế bào giữ mức cao hay tăng, mật độ tế bào cường độ quang hợp tăng, sau giữ mức tối đa, cường độ hô hấp tăng dần Auxin, cytokinin gibberellin phân tích trước giai đoạn tích lũy lipid (ngày - 20), có liên quan tăng trưởng tế bào Auxin giảm dần ngày 20, theo hướng ngược với gibberellin, trước bắt đầu gia tăng tích lũy lipid Cytokinin tăng (ngày - 14) tương ứng với tăng cường độ hô hấp quang hợp, mật độ kích thước tế bào, trọng lượng khơ, sau giảm tương ứng với kích thước tế bào trọng lượng khơ giảm (ngày 14 - 20) Xử lý auxin, cytokinin, gibberellin ABA kích thích phân chia tế bào auxin, cytokinin ABA cản gibberellin không làm thay đổi tích lũy giọt dầu tế bào Trong nuôi vi tảo vườn thực nghiệm nhằm thu sinh khối lipid dự trữ, điều kiện thích hợp cho tăng trưởng vi tảo gồm: thể tích môi trường 20 L, mật độ tế bào ban đầu 106 tế bào/ mL sục khí liên tục tốc độ 40 bọt/ giây Xử lý giảm loại hoàn toàn nitrogen 2, ngày làm tăng mạnh tích lũy lipid dự trữ giọt dầu Sự loại hoàn toàn nitrogen làm tăng tỷ lệ tế bào tích lũy giọt dầu (87,7 %) đồng thời làm tăng trọng lượng khô (1,64 g/L) trọng lượng tươi (7,8 g/L), so với đối chứng so với giảm nitrogen (NaNO3 0,44 M thay 0,88 M mơi trường f/2 cải tiến) Các xử lý IAA 0,5 mg/L GA3 0,1 mg/L liên tục, loại hoàn toàn NaCl 10 trước nuôi làm tăng mật độ tế bào so với đối chứng không làm tăng tỷ lệ tế bào tích lũy giọt dầu Sự ni vi tảo để thu nhận sinh khối với hàm lượng lipid cao thực theo phương pháp hai giai đoạn: tăng sinh khối với IAA 0,5 mg/L giai đoạn một, tăng lipid dự trữ giọt dầu xử lý đói nitrogen ngày kết hợp với bổ sung GA3 0,1 mg/L vào môi trường nuôi vi tảo giai đoạn hai MỞ ĐẦU Năng lượng vấn đề thiết yếu cho phát triển kinh tế nước giới Nguồn lượng hóa thạch từ dầu mỏ ngày giảm nhu cầu sử dụng lượng ngày tăng Trong tình hình đó, sản xuất nhiên liệu sinh học từ vi sinh vật có khả quang hợp trọng nhằm giải vấn đề nguồn lượng cho toàn giới Vi tảo xem nguồn nhiên liệu sinh học hệ thứ ba đầy tiềm thách thức (Chisti, 2008; Huntley Redalje, 2007; Pruvosst cộng sự, 2011; Schenk cộng sự, 2008) Theo nghiên cứu thuộc Phịng thí nghiệm Năng lượng Tái tạo Quốc gia (National Renewable Energy Laboratory, NREL) Mỹ, nuôi vi tảo quy mô lớn cho sản xuất nhiên liệu sinh học không gây hại cạnh tranh việc sử dụng nguồn nước đất trồng nông nghiệp Úc, Isarel, Đức Mỹ nghiên cứu có ứng dụng thành cơng ni vi tảo Nannochloropsis oculata quy mô lớn vùng duyên hải dọc bờ biển đất hoang hóa sa mạc (Puri cộng sự, 2012; Tamburic cộng sự, 2014) N oculata vi tảo biển, đơn bào, hình cầu, có kích thước nhỏ (2 - µm) (Fawley cộng sự, 2007; Hibberd, 1981) Hiện nay, N oculata quan tâm nghiên cứu cho mục đích sản xuất nhiên liệu sinh học chu trình tăng trưởng nhanh mạnh, hàm lượng lipid cao, thành phần acid béo lipid tế bào phù hợp thay đổi tùy điều kiện nuôi trồng (Makri cộng 2011) Ở N oculata, giọt dầu nguồn lượng dự trữ tế bào với thành phần chủ yếu triacylglycerol, đạt từ 28% đến 60% theo trọng lượng khô Hiệu suất sản xuất lipid N oculata cao nhiều so với vi tảo khác cao gấp khoảng 20 lần so với thực vật bậc cao (Tamburic cộng sự, 2014) Tìm hiểu giai đoạn tăng trưởng vi tảo N oculata, đó, giai đoạn với thay đổi sinh lý đặc trưng tương ứng với trình phân chia tăng trưởng tế bào tích lũy lipid có ý nghĩa quan trọng việc kiểm soát tăng sinh khối tích luỹ lipid giọt dầu lồi vi tảo Vì vậy, đề tài thực với mục tiêu sau: - Phân tích biến đổi hình thái sinh lý phân chia tăng trưởng vi tảo N oculata - Nghiên cứu ảnh hưởng số yếu tố lên tăng trưởng tích lũy lipid tế bào vi tảo mối liên hệ tăng trưởng tích lũy lipid điều kiện ni cấy in vitro - Áp dụng số yếu tố ảnh hưởng lên tăng trưởng tích lũy lipid vi tảo ni vườn thực nghiệm nhằm mục đích thu sinh khối lipid dự trữ Ý NGHĨA KHOA HỌC VÀ THỰC TIỄN CỦA ĐỀ TÀI Các giai đoạn tăng trưởng chu kỳ tăng trưởng N oculata xác định dựa vào thay đổi đặc trưng q trình phân chia, tăng trưởng tích lũy lipid tế bào, kế đó, mối liên hệ sinh lý học tăng trưởng tích lũy lipid vi tảo tác động yếu tố khác (chu kỳ sáng – tối, nồng độ muối NaCl, loại hồn tồn nitrogen, xử lý chất điều hịa tăng trưởng thực vật, …) phân tích trước nuôi cấy vi tảo vườn thực nghiệm nhằm thu sinh khối có hàm lượng lipid cao TÍNH MỚI CỦA ĐỀ TÀI Đề tài phân tích chi tiết chu kỳ tế bào vi tảo chu trình phát triển dịch treo tế bào vi tảo, đặc biệt mối liên hệ tăng trưởng tích lũy lipid vi tảo N oculata thể qua kết nghiên cứu trình bày luận án: - Chu kỳ tế bào vi tảo N oculata xảy 24 qua ba giai đoạn chính: tăng trưởng, phân chia tạo cụm, cuối phóng thích tế bào - Sự tăng trưởng dịch treo tế bào vi tảo gồm chu kỳ liên tiếp nhau, tích lũy lipid bắt đầu vào chu kỳ thứ hai (ngày 20) tiếp tục gia tăng qua chu kỳ - Trong tăng trưởng dịch treo tế bào, mật độ tế bào thay đổi theo nhịp: cao đầu giai đoạn sáng phóng thích tế bào cuối giai đoạn tối thấp cuối giai đoạn sáng phân hủy tế bào - Sự tích lũy lipid với tăng trọng lượng khô, đường kính tế bào, cường độ hơ hấp, giảm hoạt tính auxin cytokinin, tăng hoạt tính gibberellin acid abscisic - Xử lý auxin, cytokinin, gibberellin ABA kích thích phân chia tế bào, auxin cytokinin cản gibberellin khơng làm thay đổi tích lũy giọt dầu tế bào N oculata - Sự nuôi vi tảo vườn thực nghiệm theo phương pháp hai giai đoạn, xử lý IAA 20 ngày đầu loại hoàn toàn nitrogen ngày kết hợp với bổ sung GA3 0,1 mg/L vào giai đoạn hai vừa giúp tăng sinh khối tảo vừa làm tăng hàm lượng lipid dự trữ 1.1 VI TẢO NANNOCHLORPSIS OCULATA 1.1.1 Đặc điểm hình thái, phân loại nguồn gốc phát sinh loài Tảo sinh vật sống mơi trường nước, có hoạt động quang hợp tạo oxygen có cấu trúc đơn giản, phức tạp thực vật Mặc dù có đặc điểm tiến hóa khả quang hợp, màng tế bào cấu tạo máy quang hợp nhóm tảo lại khác biệt rõ rệt nguồn gốc tiến hóa khác Trước kia, phân loại tảo thực dựa đặc điểm hình thái, đặc biệt sắc tố, chất dự trữ đặc tính cấu trúc vách tế bào Cùng với phát triển kỹ thuật sinh học phân tử, việc phân loại tảo dựa phân tích tương đồng tiến hóa gen (Ruhfel cộng sự, 2014) Sinh vật chia thành ba liên giới: Vi khuẩn, Vi khuẩn cổ Nhân thật Hai liên giới Vi khuẩn Vi khuẩn cổ gồm tế bào nhân sơ liên giới Nhân thật gồm tế bào nhân thật chia thành năm giới: Unikontae, Primoplantae, Chromalveolatae, Rhizaria Excavatae (Cavalier-Smith, 2007) Tảo thuộc hai giới Primoplantae Chromalveolatae Primoplantae sinh vật quang tự dưỡng, chủ yếu thực vật xanh, tảo lục tảo đỏ Chromalveolatae đa phần sinh vật quang tự dưỡng hình thành nhờ nội cộng sinh tảo đỏ Một phần sinh vật thuộc Chromalveolatae bị lục lạp chức quang hợp phần cịn lại có lục lạp với ba bốn màng Hai đặc trưng sinh vật thuộc Chromalveolatae có cellulose vách tế bào lục lạp tế bào có nguồn gốc tiến hóa (hình 1.1) (Kadereit Bresinsky, 2013) Vi khuẩn lam thường gọi tảo lam (cyanobacteria) liên giới Vi khuẩn, tảo nhân sơ (proalgae), tảo nhân thật (eualgae) phổ biến thiên nhiên chia thành ba nhóm lớn: tảo đỏ (rhodobionta), tảo lục (chlorophyta) tảo chromophyte (chromista) Tảo đỏ tảo lục hình thành tế bào vi khuẩn lam nội cộng sinh tế bào nguyên sinh vật, tạo nên tế bào tổ tiên giới thực vật Tảo chromophyte có nguồn gốc từ nội cộng sinh tế bào tảo đỏ tảo lục với tế bào nguyên sinh vật, xem nhóm tảo chị em với thực vật (Cavalier-Smith, 2007) Hình 1.1 Sự tiến hóa tảo, thực vật xanh nấm (Kadereit Bresinsky, 2006) 42 Fakhry E.M and El Maghraby D.M (2015), “Lipid accumulation in response to nitrogen limitation and variation of temperature in Nannochloropsis salina”, Botanical Studies, 56, DOI 10.1186/s40529-015-0085-7 43 Fan J., Andre C., and Xu C (2011), “Chloroplast pathway for the de novo biosynthesis of triacylglycerol in Chlamydomonas reinhardtii”, FEBS Lett., 585, 1985 - 1991 44 Fan J., Ning K., Zeng X., Luo Y., Wang D., Hu J., Li J., Xu H., Huang J., Wan M., Wang W., Zhang D., Shen G., Run C., Liao J., Fang L., Huang S., Jing X., Su X., Wang A., Bai L., Hu Z., Xu J., and Li Y (2015), “Genomic foundation of starch-to-lipid switch in oleaginous Chlorella spp.”, Plant Physiology, 169(4), 2444–2461 45 Fan J., Yan C., Andre C., Shanklin J., Schwender J., and Xu C (2012), “Oil accumulation is controlled by carbon precursor supply for fatty acid synthesis in Chlamydomonas reinhardtii”, Plant Cell Physiol 53, 1380 - 1390 46 Farre E.M (2012), “The regulation of plant growth by the circadian clock” Plant Biology, 14, 401 - 10 47 Fawley K.P and Fawley M.W (2007), “Observations on the diversity and ecology of freshwater Nannochloropsis (Eustigmatophyceae), with descriptions of new taxa”, Protist, 158(3), 325 - 336 48 Gelin F., Boogers I., Noordeloos A.A.M., Damste J S.S., Riegman R., De Leeuw J.W (1997), “Resistant biomacromolecules in marine microalgae of the classes Eustigmatophyceae and Chlorophyceae: Geochemical implications”, Organic Geochemistry, 26, (12), 659-675 49 George E.F (1993), “Plant propagation by tissue culture Part 1: The technology”, Exegetics Ltd 50 Gibbs S.P (1993), “The Evolution of Algal Chloroplasts” in Lewin R.L (Eds.) Origin of Plastids, Chapman & Hall, New York, 107 - 121 51 Gonzalez-Garcinuno A., Sanchez-Alvarez J.M., Galan M.A., Martin Del Valle E.M (2016), “Understanding and optimizing the addition of phytohormones 163 in the culture of microalgae for lipid production”, Biotechnology Progress, 32(5), 1203 - 1211 doi: 10.1002/btpr.2312 52 Goodson C., Roth R., Wang Z.T., and Goodenough U (2011), “Structural correlates of cytoplasmic and chloroplast lipid body synthesis in Chlamydomonas reinhardtii and stimulation of lipid body production with acetate boost” Eukaryotic Cell, 10, 1592 - 1606 53 Goold H., Beisson F., Peltier G., and Li-Beisson Y (2014), “Microalgal lipid droplets: composition, diversity, biogenesis and functions”, Plant Cell Reports,
 DOI 10.1007/s00299-014-1711-7 54 Goold H., Beisson F., Peltier G., and Li-Beisson Y (2015), “Microalgal lipid droplets: composition, diversity, biogenesis and functions”, Plant Cell Reports, 34, 545 - 555 55 Greenspan P and Fowler S.D (1985), “Spectrofluorometric studies of the lipid probe, Nile Red”, Journal of lipid research, 26(7), 781 - 789 56 Griffiths J., Murase K., Rieu I., Zentella R., Zhang Z.L., Powers S.J., Gong F., Phillips A.L., Hedden P., Sun T., and Thomas S.G (2006), “Genetic Characterization and Functional Analysis of the GID1 Gibberellin Receptors in Arabidopsis”, The Plant Cell, 18 (12), 3399-3414 57 Grove C and Jerram D.A (2011), “jPOR: An ImageJ macro to quantify total optical porosity from blue-stained thin sections”, Computers & Geosciences, 37(11), 1850 - 1859 58 Gu N., Lin Q., Li G., Qin G., Lin J., and Huang L (2012), “Effect of salinity changes on biomass and biochemical composition of Nannochloropsis oculata”, Journal of the world aquaculture society, 43(1): 97 - 106 59 Guillard R.R.L and Sieracki M.S (2005), “Counting cells in cultures with the light microscope” in Andersen R.A (Eds.) Algal culturing techniques, Elsevier Academic Press, 239 - 252 164 60 Guillard, R.R.L (1975), “Culture of phytoplankton for feeding marine invertebrates” in Smith W.L and Chanley M.H (Eds.) Culture of Marine Invertebrate Animals, Plenum Press, New York, 26-60 61 Guschina I.A and Harwood J.L (2006), “Lipids and lipid metabolism in eukaryotic algae”, Progress in Lipid Research, 45, 160 - 186 62 Hagen G and Guilfoyle T (2002), “Auxin-responsive gene expression: genes, promoters and regulatory factors”, Plant Mol Biol, 49, 373-385 63 Halim R and Webley P.A (2015), “Nile Red staining for oil determination in microalgal cells: A new insight through statistical modelling”, International Journal of Chemical Engineering, Article ID 695061, 14 pages, doi:10.1155/2015/695061 64 Han X., Zeng H., Bartocci P., Fantozzi F., and Yan Y (2018), “Phytohormones and effects on growth and metabolites of microalgae: a review”, Fermentation, 4(25), doi:10.3390/fermentation4020025 65 Harashima H and Schnittger A (2010), “The integration of cell division, growth and differentiation.”, Current Opinion in Plant Biology, 13(1), 66 - 74 66 Harwood J.L., and Jones A.L (1989), “Lipid metabolism in algae”, Advances in Botanical Research, 10,1 - 53 67 Hashimoto H (2005), “The ultrastructural features and division of secondary plastids”, Journal of Plant Research, 118, 163 - 172 68 Hibberd D.J (1981), “Notes on the taxonomy and nomenclature of the algal classes Eustigmatophyceae and Tribophyceae (Synonym Xanthophyceae)”, Botanical journal of the Linnean society, 82(2), 93 - 119 69 Hildebrand M., Manandhar-Shrestha K., and Abbriano R (2017), “Effects of chrysolaminarin synthase knockdown in the diatom Thalassiosira pseudonana: Implications of reduced carbohydrate storage relative to green algae”, Algal Research, 23, 66 - 77 165 70 Hipkins M.F and Baker N.R (1986), “Spectroscopy” in: Hipkins M.F and Baker N.R (Eds.) Photosynthesis energy transduction: A practical approach, Oxford, IRL Press, 51 - 101 71 Ho S.H., Chen C.Y., and Chang C.S (2012), “Effect of light intensity and nitrogen starvation on CO2 fixation and lipid/carbohydrate production of an indigenous microalga Scenedesmus obliquus CNW-N”, Bioresource Technology, 113, 244 - 252 72 Ho S.H., Ye X., Hasunuma T., Chang J.S., and Kondo A (2014), “Perspectives on engineering strategies for improving biofuel production from microalgae — A critical review”, Biotechnology Advances, 32(8), 1448 1459 73 Hopkinson B.M., Dupont C.L., Allen A.E and Morel F.M.M (2011), “Efficiency of the CO2 concentrating mechanism of diatoms”, Proceeding of National Academy of Sciences USA, 108(10), 3830 - 3837 74 Hu Q., Sommerfeld M., Jarvis E., Ghirardi M., Posewitz M., Seibert M., and Darzins A (2008), “Microalgal triacylglycerols as feedstocks for biofuel production: Perspectives and advances”, The Plant Journal, 54, 621 - 639 75 Huang G.H., Chen G., and Chen F (2009), “Rapid screening method for lipid production in alga based on Nile red fluorescence”, Biomass and Bioenergy, 33(10), 1386 - 1392 76 Huang X., Changling L., Chuwu L., and Yunbo H (2002), “Effects of 6-BA and 2,4-D on the growth and metabolism of Nannochloropsis oculata”, Journal of Zhanjiang Ocean University, 1, 8-12 77 Hubbard K E., Nishimura N., Hitomi K., Getzoff E D., and Schroeder J I (2010), “Early abscisic acid signal transduction mechanisms: newly discovered components and newly emerging questions”, Genes & Development, 24(16), 1695-1708 166 78 Huntley M.E and Redalje D.J (2007), “CO2 mitigation and renewable oil from photosynthetic microbes: a new appraisal”, Mitigation and Adaptation Strategies for Global Change, 12, 573 - 608 79 Iwasa K and Murakami S (1968), “Palmelloid formation of Chlamydomonas”, Physiologia Plantarum 21, 1224–1233 80 Jia J., Han D., Gerken H.G., Li Y., Sommerfeld M., Hu Q., and Xu J (2015), “Molecular mechanisms for photosynthetic carbon partitioning into storage neutral lipids in Nannochloropsis oceanica under nitrogen-depletion conditions”, Algal Research, 7, 66 - 77 81 Jiao Y.Y., Yu J.Z., and Pan K.H (2011), “Effect of Indole-3-acetic Acid on the growth and fatty acid composition of Nannochloropsis oculata”, Reriodical of Ocean Univeristy of China, 4, - 82 Johnson M.B and Wen Z (2009), “Production of biodiesel fuel from microalga Schizochytrium limacinum by direct transesterification of algal biomass”, Energy Fuels, 23, 5179 - 5183 DOI:10.1021/ef900704h 83 Kadereit J.W and Bresinsky A (2013), “Systematics and phylogeny” in Bresinsky A (Eds.) Strasburger's Plant Sciences, Springer, 666 - 788 84 Kenrick P and Crane P.R (1997), “The origin and early evolution of plants on land”, Nature, 389, 33 - 39 85 Lau S., Shao N., Bock R., Jurgens G., and De Smet I (2009), “Auxin signaling in algal lineages: fact or myth?”, Trends in plant science, 14(4), 182 - 188 86 Lee K.S., Zapata-Arias F.J., Brunner H and Afza R (1997), “Histology of somatic embryo initiation and organogenesis from rhizome explants of Musa spp”, Plant cell, tissue and organ culture, 51, - 87 Levering J., Broddrick J., and Zengler K (2015), “Engineering of oleaginous organisms for lipid production”, Current Opinion Biotechnology, 36, 32 - 39 88 Levy J.L., Stauber J.L., and Jolley D.F (2007), “Sensitivity of marine microalgae to copper: The effect of biotic factors on copper adsorption and toxicity”, Science of The Total Environment, 387(1-3), 141–154 167 89 Li J., Han D., Wang D., Ning K., Jia J., Wei L., Jing X., Huang S., Chen J., Li Y., Hu Q., Xu J (2014), “Choreography of transcriptomes and lipidomes of Nannochloropsis reveals the mechanisms of oil synthesis in microalgae”, Plant Cell, 26, 1645 - 1665 90 Li Y.X., Zhao F.J., and Yu D.D (2015), “Effect of nitrogen limitation on cell growth, lipid accumulation and gene expression in Chlorella sorokiniana”, Brazilian Archives of Biology and Technology, 58(3), 462 - 467 91 Li-Beisson Y., Beisson F., and Riekhof W (2015), “Metabolism of acyl-lipids in Chlamydomonas reinhardtii”, The Plant Journal, 82, 504 - 522 92 Li-Beisson Y., Shorrosh B., Beisson F., Anderson M.X., Arondel V., Bates P.D., Baud S., Bird D., Debono A., and Durett T.P (2010), “Acyl-lipid metabolism”, The Arabidopsis Book, 8:e0133 93 Liu B and Benning C (2012), “Lipid metabolism in microalgae distinguishes itself”, Current opinion in Biotechnology, 24, - 10 94 Lombardi A and Wangersky P (1991), “Influence of phosphorus and silicon on lipid class production by the marine diatom Chaetoceros gracilis grown in turbidostat cage cultures”, Marine Ecology Progress Series, 77, 39 - 47 95 Lu Y and Xu J (2015), “Phytohormones in microalgae: a new oppoturnity for microalgal biotechnoloy”, Trends in plant science, 20(5), 273-282 96 Lu Y., Tarkowska D., Tureckova V., Luo T., Xin Y., Li J., WangQ., Jiao N., Strnad M., and Xu J (2014), “Antagonistic roles of abscisic acid and cytokinin during response to nitrogen depletion in oleaginous microalga Nannochloropsis oceanica expand the evolutionary breadth of phytohormone function”, The Plant Journal, 80(1), 52 - 68 97 Makri A., Bellou S., Birkou M., Papatrehas K., Dolapsakis N.P., Bokas D., Papanikolaou S., and Aggelis G (2011), “Lipid synthesized by micro algae grown in laboratory and industrial scale bioreactors”, Engineering in Life Sciences, 11(1), 52 - 58 168 98 Martínez-Roldán A.J., Perales-Vela H.V., Cizares-Villanueva R.O et al (2014), “Physiological response of Nannochloropsis sp to saline stress in laboratory batch cultures”, Journal of Applied Phycology, 26, 115 https://doi.org/10.1007/s10811-013-0060-1 99 Maruyama I., Nakamura T., Matsubayashi T., Ando Y., and Maeda T (1986), “Identification of the alga known as ‘marine Chlorella’ as a member of the Eustigmatophyceae”, Japanese Journal of Phycology, 34, 319 - 325 100 Meidner H (1984), “Class experiments in plant physiology”, George Allen and Unwin, London 101 Merchant S.S., Kropat J., Liu B., Shaw J., and Warakanont J (2012), “TAG, You’re it! Chlamydomonas as a reference organism for under- standing algal triacylglycerol accumulation”, Current Opinion Biotechnology, 23, 352 - 363 102 Middleton A.M., Úbeda-Tomás S., Griffiths J., Holman T., Hedden P., Thomas S.G., Phillips A L., Holdsworth M.J., Bennett M.J., King J.R., and Owen M.R (2012), “Mathematical modeling elucidates the role of transcriptional feedback in gibberellin signaling”, Proceedings of the National Academy of Sciences, 109 (19), 7571-7576 103 Miller R., Wu G., Deshpande R.R., Vieler A., Gärtner K., Li X., Moellering E.R., Zäuner S., Cornish A.J., Liu B., Bullard B., Sears B.B., Kuo M.H., Hegg E.L., Shachar-Hill Y., Shiu S.H., and Benning C (2010), “Changes in transcript abundance in Chlamydomonas reinhardtii following nitrogen deprivation predict diversion of metabolism”, Plant Physiology, 154(4), 1737 - 1752 104 Millero F.J., Feistel R., Wright D.G., and McDougall T.J (2008), “The composition of Standard Seawater and the definition of the ReferenceComposition Salinity Scale”, Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers, 55(1), 50 - 72 105 Minhas A.K., Hodgson P., Barrow C.J., and Adholeya A (2016), “A review on the assessment of stress conditions for simultaneous production of 169 microalgal lipids and carotenoids”, Frontiers in Microbiology, 7, 546 http://doi.org/10.3389/fmicb.2016.00546 106 Moellering E.R and Benning C (2010), “RNA interference silencing of a major lipid droplet protein affects lipid droplet size in Chlamydomonas reinhardtii”, Eukaryotic Cell, 9, 97 - 106 107 Msanne J., Xu D., Konda A.R., Casas-Mollano J.A., Awada T., Cahoon E.B and Cerutti H (2012), “Metabolic and Gene Expression Changes Triggered by Nitrogen Deprivation in the Photoautotrophically Grown Microalgae Chlamydomonas reinhardtii and Coccomyxa sp C-169”, Faculty Publications from the Center for Plant Science Innovation, 176 http://digitalcommons.unl.edu/plantscifacpub/176 108 Muhlroth A., Li K., Rokke G., Winge P., Olsen Y., Hohmann-Mariott M.F., Vadstein O., and Bones A.M (2013), “Pathways of lipid metabolism in marine algae, co-expression network, bottlenecks and candidate genes for enhanced production of EPA and DHA in species of Chromista”, Marine Drugs, 11, 4662 - 4697 109 Murakami R and Hashimoto H (2009), “Unusual nuclear division in Nannochloropsis oculata (Eustigmatophyceae, Heterokonta) which may ensure faithful transmission of secondary plastids”, Protist, 160, 41 - 49 110 Murphy S., Martin S., and Parton R.G (2009), “Lipid droplet-organelle interactions; sharing the fats”, BBA – Molecular and Cell Biology of Lipid, 1791, 441 - 447 111 Nakamichi N., 2011 “Molecular Mechanisms Underlying the Arabidopsis Circadian Clock”, Plant and Cell Physiology, 52(10): 1709–1718 112.Negi S., Barry A.N., Friedland N., Sudasinghe N., Subramanian S., Pieris S., Holguin F.O., Dungan B., Schaub T., and Sayre R (2015), “Impact of nitrogen limitation on biomass, photosynthesis, and lipid accumulation in Chlorella sorokiniana”, Journal of Applied Phycology, DOI 10.1007/s10811-015-0652-z 170 113 Nguyen H.M., Baudet M., Cuiné S., Adriano J.M., Barthe D., Billon E., Bruley C., Beisson F., Peltier G., Ferro M., and Li-Beisson Y (2011) “Proteomic profiling of oil bodies isolated from the unicellular green microalga Chlamydomonas reinhardtii: with focus on proteins involved in lipid metabolism” Proteomics, 11, 4266–4273 114 Ozioko F.U., Chiejina N.V., and Ogbonna J.C (2015), “Effect of some phytohormones on growth characteristics of Chlorella sorokiniana IAM-C212 under photoautrophic conditions”, African Journal of Biotechnology, 14(30), 2367-2376 115 Pal D., Khozin-Goldberg I., Cohen Z., and Boussiba S (2011), “The effect of light, salinity, and nitrogen availability on lipid production by Nannochloropsis sp.”, Applied Microbiology and Biotechnology, 90, 1429 - 1441 116 Peled E., Leu S., Zarka A., Weiss M., Pick U., Khozin-Goldberg I., and Boussiba S (2011), “Isolation of a novel oil globule protein from the green alga Haematococcus pluvialis (Chlorophyceae)”, Lipids, 46, 851 - 861 117 Preisig H.R and Andersen R.A (2005), “Historical review of algal culturing techniques” in Andersen R.A (Eds.) Algal Culturing Techniques, Academic Press, New York, - 12 118 Priyadarshani I and Rath B (2012), “Commercial and industrial applications of micro algae – A review”, Journal of Algal Biomazz Utilization, 3(4), 89 100 119 Pruvost J., Vooren G.V., Gouic B.L., Couzinet- Mossion A., and Legrand J (2011), “Systematic investigation of biomass and lipid productivity by microalgae in photobioreactors for biodiesel application”, Bioresource Technology, 102, 150 - 158 120 Puri M., Abraham R.E., Barrow C.J (2012), “Biofuel production: Prospects, challenges and feedstock in Australia”, Renewable and Sustainable Energy Reviews, 16, 6022 - 6031 171 121 Radakovits R., Jinkerson R.E., Darzin A and Posewitz M.C (2010), “Genetic engineering of algae for enhanced biofuel production”, Eukaryotic Cell, 9(4), 486 - 501 122 Radakovits R., Jinkerson R.E., Fuerstenberg S.I., Tae H., Settlage R.E., Boore J.L., and Posewitz M.C (2013), “Draft genome sequence and genetic transformation of the oleaginous alga Nannochloropsis gaditana”, Nature Communications, DOI: 10.1038/ncomms1688 123 Rashid N., Rehman M.S.U., Sadiq M., Mahmood T., and Han J.I (2014), “Current status, issues and developments in microalgae derived biodiesel production”, Renewable and Sustainable Energy Reviews, 40, 760-778 124 Raven J.A., Cockell C.S and De La Rocha C.L (2008), “The evolution of inorganic carbon concentrating mechanisms in photosynthesis”, Philosofical Transaction of the Royal Society of London Series B, 363, 2641 - 2650 125 Renaud S.M and Pary D.L (1994), “Microalgae for use in tropical aquaculture II: Effect of salinity on growth, gross chemical composition and fatty acid composition of three species of marine microalgae”, Journal of Applied Phycology, 6(3), 347 - 356 126 Renuka N., Guldhe A., Singh P., Ansari F.A., Rawat I., and Bux, F (2017), “Evaluating the potential of 
cytokinins for biomass and lipid enhancement in microalga Acutodesmus obliquus under nitrogen stress”, 
Energy Conversion and Management., 140, 14–23 127 Rodolfi L., Chini-Zittelli G., Bassi N., Padovani G., Biondi N., Bonini G., and Tredici M.R (2009), “Microalgae for oil: strain selection, induction of lipid synthesis and outdoor mass cultivation in a low-cost photobioreactor”, Biotechnology and Bioengineering, 102, 100 - 112 128 Romanenko K., Kosakovskaya I.V., and Romanenko P.A (2015), “Phytohormones of microalgae: biological role and involvement in the regulation of physiological processes Pt I Auxins, Abscisic Acid, Ethylene”, International Journal on Algae, 17(3), 275 - 289 172 129 Ruhfel B.R., Gitzendanner M.A., Soltis P.S., Soltis D.E., and Burleigh J.G (2014), “From algae to angiosperm - inferring the phylogeny of green plants (Viridiplantae) from 360 plastid genomes”, BMC Evolutionary Biology, 14 23 doi: 10.1186/1471-2148-14-23 130 Sablowski R (2016), “Coordination of plant cell growth and division: collective control or mutual agreement?”, Current Opinion in Plant Biology, 34, 54 - 60 131 Salama E.S., Kabra A.N., Ji M.K., Kim J.R., Min B., and Jeon B.H (2014), “Enhancement of microalgae growth and fatty acid content under the influence of phytohormones” Bioresource Technology, 172, 97–103 132 San Pedro A., González-López C.V., Acién F.G., and Molina-Grima E (2014), Outdoor pilot-scale production of Nannochloropsis gaditana: influence of culture parameters and lipid production rates in tubular photobioreactors, Bioresour Technol., 169, 667–676 133 San Pedro A., González-López C.V., Acién F.G., and Molina-Grima E (2015), Outdoor pilot production of Nannochloropsis gaditana: influence of culture parameters and lipid production rates in raceway ponds, Algal Res., 8, 205–213 134 San Pedro A., González-López C.V., Acién F.G., and Molina-Grima E (2016), Outdoor pilot production of Nannochloropsis gaditana: influence of culture parameters and lipid production rates in flat-panel photobioreactors, Algal Res., 18, 156-165 135 Sanjaya, Miller R., Durrett T.P., Kosma D.K., Lydic T.A., Muthan B., Kô A.J., Bukhman Y.V., Reid G.E., Howe G.A Ohlorogge J., and Benning C (2013), “Altered lipid composition and enhanced nutritional value of Arabidopsis leaves following introduction of an algal diacylglycerol acyltransferase 2”, Plant Cell, 25, 677 - 693 136 Sanjeewa A., Fernando S., Samarakoon K., Handi C.L.H., Kim E.A., Kwon O-N., Gayani D M., Lee J.B., and Jeon Y.J (2016) Anti-inflammatory and 173 anti-cancer activities of sterol rich fraction of cultured marine microalga Nannochloropsis oculata”, Algae, 31, 277 - 287 137 Sato N., Hagio M., Wada H., and Tsuzuki A.M (2000), “Environmental effects on acidic lipids of thylakoid membranes”, Biochemical Society Transactions, 28, 912 - 914 138 Schenk P.M., Thomas-Hall S.R., Stephens E., Marx U., Mussgnug J., Posten C., Kruse O., and Hankamer B (2008), “Second generation biofuels: Highefficiency microalgae for biodiesel production”, Bioenergy Research, 1, 20 43 139 Schlesinger A., Eisenstadt D., Bar-Gil A., Carmely H., Einbinder S., and Gressel J (2012), “Inexpensive non-toxic flocculation of microalgae contradicts theories; overcoming a major hurdle to bulk algal production”, Biotechnology Advances, 30, 1023 - 1030 140 Schnurr P.J., Espie G.S., and Allen D.G (2013), “Algae biofilm growth and the potential to stimulate lipid accumulation through nutrient starvation”, Bioresource Technology,136, 337-44 141 Scholz M.J., Weiss T.L., Jinkerson R.E., Jing J., Roth R., Goodenough U., Posewitz M.C., and Gerken H.G (2014), “Ultrastructure and composition of the Nannochloropsis gaditana cell wall”, Eukaryotic Cell, 13(11), 1450 1464 142 Schuhmann H., Lim D.K.Y., and Schenk P.M (2011), “Perspectives on metabolic engineering for increased lipid contents in microalgae”, Biofuels, 3, 71 - 86 143 Sharma K.K., Schuhmann H., and Schenk P.M (2012), “High lipid induction in microalgae for biodiesel production”, Energies, 5, 153 -1553 144 Siaut M., Cuine S., Cagnon C., Fessler B., Nguyen M., Carrier P., Beyly A., Beisson F., Triantaphylides C., Li-Beisson Y., and Peltier G (2011), “Oil accumulation in the model green alga Chlamydomonas reinhardtii: 174 characterization, variability between common laboratory strains and relationship with starch reserves”, BMC Biotechnology, 11, 145 Simionato D., Block M.A., Rocca N., Jouhet J., Maréchal E., Finazzi J., and Morosinottoa T (2013), “The response of Nannochloropsis gaditana to nitrogen starvation includes de novo biosynthesis of triacylglycerols, a decrease of chloroplast galactolipids, and reorganization of the photosynthetic apparatus”, Eukaryotic Cell, 12(5), 665 - 676 146 Somerville C (1995), “Direct tests of the role of membrane lipid composition in low-temperature- induced photoinhibition and chilling sensitivity in plants and cyanobacteria”, Proceeding of National Academy of Sciences USA, 92, 6215 - 6218 147 Spolaore P., Joannis-Cassan C., Duran E., and Isambert A (2006), “Commercial applications of microalgae”, Journal of Bioscience and Bioengineering, 101(2), 87 - 96 148 Stirk W.A., van Staden J., Novák O., Doležal K., Strnad M., Dobrev P.I Sipos G., Ưrdưg V., and Balint P (2011), “Changes in endogenous cytokinin concentrations in Chlorella (Chlorophyceae) in relation to light and the cell cycle”, Journal of Phycology, 47, 291–301 149 Su C.H., Chien L.J., Gomes J., Lin Y.S., Yu Y.K., Liou J.S., and Syu R.J (2011), “Factors affecting lipid accumulation by Nannochloropsis oculata in a two-stage cultivation process”, Journal of Applied Phycology, 23(5), 903 908 150 Sukenik A and Carmeli Y (1989), “Regulation of fatty acid composition by irradiance level in Eustigmatophyte Nannochloropsis sp.”, Journal of Phycology, 25, 686 - 692 151 Sun X., Cao Y., Xu H., Liu Y., Sun J., Qiao D., and Cao Y (2014), “Effect of nitrogen-starvation, light intensity and iron on triacylglyceride/carbohydrate production and fatty acid profile of Neochloris oleoabundans HK-129 by a two-stage process”, Bioresource Technology, 155, 204 - 212 175 152 Taiz L and Zeiger E (2010), Plant Physiology, Sinauer Associates Inc 153 Tamburic B., Guruprasad S., Radford D.T., Szabo ́ M., and Lilley R.M (2014), “The effect of diel temperature and light cycles on the growth of Nannochloropsis oculata in a photobioreactor matrix”, PLoS ONE, 9(1), e86047 doi:10.1371/journal.pone.0086047 154 Tan K.W.M., Lin H., Shen H and Li Y.K (2016), “Nitrogen-induced metabolic changes and molecular determinants of carbon allocation in Dunaliella tertiolecta”, Scientific Reports, 6, 37235 DOI: 10.1038/srep37235 155 Tarakhovskaya E.R., Maslov Y.I., and Shishova M.F (2007), “Phytohormones in algae”, Russian Journal of Plant Physiology, 54(2), 163 170 156 Vieler A., Brubaker S.B., Vick B., and Benning C (2012), “A Lipid droplet protein of Nannochloropsis with functions partially analogous to plant oleosins”, Plant Physiology, 158, 1562 - 1569 157 Vieler A., Wu G., Tsai C.H., Bullard B., Cornish A.J., Harvey C., Reca I.B., Thornburg C., Achawanantakun R., Buehl C.J., Campbell M.S., Cavalier D., Childs K.L., Clark T.J., Deshpande R., Erickson E., Armenia F.A., Handee W., Kong Q., Li X., Liu B., Lundback S., Peng C., Roston R.L., Sanjaya S.J.P., Terbush A., Warakanont J., Zauner S., Farre E.M., Hegg E.L., Jiang N., Kuo M.H., Lu Y., Niyogi K.K., Ohlrogge J., Osteryoung K.W., Shachar-Hill Y., Sears B.B., Sun Y., Takahashi H., Yandell M., Shiu S.H., and Benning C (2012), “Genome, functional gene annotation, and nuclear transformation of the heterokont oleaginous alga Nannochloropsis oceanica CCMP1779”, PLoS Genetics, 8(11), e1003064 https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1003064 158 Wang D., Ning K., Li J., Hu J., Han D., Wang H., Zeng X., Jing X., Zhou Q., Su X., Chang X., Wang A., Wang W., Jia J., Wei L., Xin Y., Qiao Y., Huang R., Chan J., Han B., Yoon K., Hill R.T., Zohar Y., Chen F., Hu Q., Xu J (2014), “Nannochloropsis genomes reveal evolution of microalgal oleaginous traits”, PloS Genetic, 10(1), e1004094 doi: 10.1371/journal.pgen.1004094 176 159 Wood A.M., Everroad R.C., and Wingard L.M (2005), “Measuring growth rates in microalgal cultures” in Andersen R.A (Eds.) Algal culturing techniques, Elsevier Academic Press, 269 - 285 160 Yokota T., Murofushi N., and Takahashi N (1980), “Extraction, purification and identification” in MacMilan J (Eds.) Hormones regulation of development, Molecular aspects of plant hormones, Encyclopedia of plant physiology, Springer, New York, 113 - 201 161 Yu Z., Song M., Pei H., Jiang L., Hou Q., Nie C., and Zhang L (2017), “The effects of combined agricultural phytohormones on the growth, carbon partitioning and cell morphology of two screened algae”, Bioresource Technology, 239, 87-96 TÀI LIỆU TIẾNG PHÁP 162 Bui Trang Viet (1994), “Utilisation de systèmes cellulaires en vue de l’introgression de gènes d’intérêt agronomique pour l’amélioration des bananiers”, Thèse Doctorat en Biologie cellullaire et moléculaire végétale, Université Paris XI 163 Heller R., Esnault R et Lance C (1995), Physiologie Végétale, Développement, Masson, Paris 177 ... lý phân chia tăng trưởng vi tảo N oculata - Nghiên cứu ảnh hưởng số yếu tố lên tăng trưởng tích lũy lipid tế bào vi tảo mối liên hệ tăng trưởng tích lũy lipid điều kiện ni cấy in vitro - Áp dụng... cộng 2011) Đề tài ? ?Nghiên cứu tích lũy lipid trình tăng trưởng vi tảo Nannochloropsis oculata? ?? thực với mục tiêu tìm hiểu giai đoạn tăng trưởng vi tảo N oculata, đồng thời nghiên cứu ảnh hưởng số... TRƯỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN TRỊNH CẨM TÚ NGHIÊN CỨU SỰ TÍCH LŨY LIPID TRONG QUÁ TRÌNH TĂNG TRƯỞNG CỦA VI TẢO NANNOCHLOROPSIS OCULATA (DROOP) HIBBERD Ngành: Sinh lý học thực vật Mã số ngành: