Nghiên cứu đa dạng hệ vi khuẩn và enzyme thủy phân lignocellulose từ dữ liệu Metagenome của vi khuẩn trong dạ cỏ dê

Header Page of 126 ĐẠI HỌC QUỐC GIA HÀ NỘI TRƢỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN - LƢU HÀN LY NGHIÊN CỨU ĐA DẠNG HỆ VI KHUẨN VÀ ENZYME THỦY PHÂN LIGNOCELLULOSE TỪ DỮ LIỆU METAGENOME CỦA VI KHUẨN TRONG DẠ CỎ DÊ LUẬN VĂN THẠC SĨ KHOA HỌC Hà Nội – 2016 Footer Page of 126 Header Page of 126 ĐẠI HỌC QUỐC GIA HÀ NỘI TRƢỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN - LƢU HÀN LY NGHIÊN CỨU ĐA DẠNG HỆ VI KHUẨN VÀ ENZYME THỦY PHÂN LIGNOCELLULOSE TỪ DỮ LIỆU METAGENOME CỦA VI KHUẨN TRONG DẠ CỎ DÊ Chuyên ngành: Sinh học Thực nghiệm Mã số: 60420114 LUẬN VĂN THẠC SĨ KHOA HỌC NGƯỜI HƯỚNG DẪN KHOA HỌC: TS Đỗ Thị Huyền PGS.TS Nguyễn Lai Thành Hà Nội – 2016 Footer Page of 126 Header Page of 126 LỜI CAM ĐOAN Tôi xin cam đoan công trình nghiên cứu tôi, hướng dẫn khoa học TS Đỗ Thị Huyền PGS.TS Nguyễn Lai Thành Các nội dung nghiên cứu, kết đề tài trung thực chưa công bố hình thức Luận văn sử dụng thông tin, số liệu từ báo nguồn tài liệu tác giả khác có trích dẫn thích nguồn gốc đầy đủ Nếu có gian lận xin hoàn toàn chịu trách nhiệm nội dung luận văn Học viên Lƣu Hàn Ly Footer Page of 126 Header Page of 126 LỜI CẢM ƠN Tôi xin gửi lời cảm ơn chân thành đến thầy cô giáo khoa Sinh học, trường Đại học Khoa học Tự nhiên – Đại học Quốc gia Hà Nội trang bị kiến thức cho suốt trình học tập Đặc biệt, xin bày tỏ lòng biết ơn sâu sắc đến TS Đỗ Thị Huyền – Viện Công nghệ Sinh học PGS.TS Nguyễn Lai Thành – Khoa Sinh học – Đại học Khoa học Tự nhiên – ĐHQGHN tận tình bảo giúp đỡ suốt trình nghiên cứu đề tài hoàn chỉnh Luận văn Thạc sĩ Xin cảm ơn đề tài Độc lập cấp nhà nước mã số ĐTĐLCN.15/14: “Nghiên cứu metagenome số hệ sinh thái mini tiềm nhằm khai thác gen mã hóa hệ enzyme chuyển hóa hiệu lignocellulose" Viện Công nghệ sinh học chủ trì, Bộ Khoa học Công nghệ chủ quản hỗ trợ phương diện để thực nghiên cứu Tôi xin cảm ơn cán Phòng Kĩ thuật Di truyền - Viện Công nghệ Sinh học tạo điều kiện, giúp đỡ cho hoàn thành đề tài nghiên cứu Cuối cùng, xin chân thành cảm ơn gia đình, bạn bè đồng nghiệp sát cánh hỗ trợ động viên vật chất tinh thần suốt trình học tập nghiên cứu Xin chân thành cảm ơn! Hà Nội, ngày tháng Học viên Lƣu Hàn Ly Footer Page of 126 năm Header Page of 126 BẢNG KÍ HIỆU VÀ CHỮ VIẾT TẮT DNA Acid deoxyribonucleic RNA Acid ribonucleic PCR Polymerase chain reaction CBM Carbohydrate binding module GH Glycosyl hydrolase CE Carbohydrate esterase PL Polysaccharide lyase ORF Open reading frame KEGG Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes COG Cluster of Orthologous Groups CAZy Carbohydrate-Active enZYmes GO Gene Ontology OTUs Operation taxonomic units i Footer Page of 126 Header Page of 126 MỤC LỤC BẢNG KÍ HIỆU VÀ CHỮ VIẾT TẮT i DANH MỤC HÌNH iv DANH MỤC BẢNG v MỞ ĐẦU CHƢƠNG TỔNG QUAN 1.1 Lignocellulose hệ enzyme phân giải lignocellulose 1.1.1 Cấu trúc lignocellulose 1.1.1.1 Cellulose 1.1.1.2 Hemicellulose 1.1.1.3 Lignin 1.1.2 Hệ enzyme phân giải lignocellulose 1.1.2.1 Enzyme tiền xử lý 1.1.2.2 Hemicellulase 1.1.2.3 Cellulase 1.1.2.4 Hoạt động cellulosome 1.2 Hệ vi sinh vật cỏ dê - nguồn khai thác lignocellulase tiềm 11 1.2.1 Cấu trúc hệ tiêu hóa dê 11 1.2.2 Hệ vi sinh vật cỏ động vật nhai lại 12 1.2.3 Enzyme thủy phân lignocellulose có nguồn gốc từ vi sinh vật cỏ 16 1.3 Metagenomics 19 1.3.1 Khái quát phương pháp metagenomics 19 1.3.2 Các phương pháp tiếp cận tìm gen Metagenomics 19 1.3.2.1 Phân lập gen từ thư viện DNA metagenome 20 1.3.2.2 Khai thác phân lập gen từ liệu trình tự DNA metagenome 21 CHƢƠNG VẬT LIỆU-PHƢƠNG PHÁPERROR! BOOKMARK NOT DEFINED 2.1 Đối tƣợng Error! Bookmark not defined 2.2 Vật liệu phƣơng pháp nghiên cứu Error! Bookmark not defined 2.2.1 Thiết bị Error! Bookmark not defined ii Footer Page of 126 Header Page of 126 2.2.2 Dụng cụ vật tư tiêu hao Error! Bookmark not defined 2.2.3 Hóa chất sử dụng Error! Bookmark not defined 2.3 Phƣơng pháp nghiên cứu Error! Bookmark not defined 2.3.1 Phương pháp tách chiết tinh Error! Bookmark not defined 2.3.1.1 Phương pháp thu mẫu vi khuẩn từ mẫu dịch cỏ dêError! Bookmark not def 2.3.1.2 Phương pháp tách chiết tinh DNA metagenomeError! Bookmark not d 2.3.1.3 Phương pháp kiểm tra chất lượng DNA metagenomeError! Bookmark not def 2.3.2 Phân tích khai thác liệu DNA metagenome công cụ tin sinh Error! Bookmark not defined 2.3.2.1 Giải mã lắp ráp hệ gen Error! Bookmark not defined 2.3.2.2 Dự đoán chức gen Error! Bookmark not defined 2.3.2.3 Phân tích thống kê Error! Bookmark not defined CHƢƠNG KẾT QUẢ - THẢO LUẬNERROR! BOOKMARK NOT DEFINED 3.1 Tách chiết tinh DNA metagenome hệ vi sinh vật cỏ dêError! Bookma 3.1.1 Nghiên cứu phương pháp tách chiết DNA metagenomeError! Bookmark not defin 3.1.2 Tách chiết DNA metagenome Error! Bookmark not defined 3.2 Phân tích liệu DNA metagenome hệ vi khuẩn cỏ dêError! Bookmark not d 3.3 Đa dạng hệ vi khuẩn cỏ dê Error! Bookmark not defined 3.4 Đa dạng hệ enzyme phân giải lignocellulase từ vi khuẩn cỏ dêError! Bookma 3.4.1 Đa dạng enzyme tiền xử lý liệu DNA metagenome vi khuẩn cỏ dê Error! Bookmark not defined 3.4.2 Đa dạng enzyme hemicellulase liệu DNA metagenome vi khuẩn cỏ dê Error! Bookmark not defined 3.4.3 Đa dạng enzyme cellulase liệu DNA metagenome vi khuẩn cỏ dê Error! Bookmark not defined KẾT LUẬN – KIẾN NGHỊ ERROR! BOOKMARK NOT DEFINED TÀI LIỆU THAM KHẢO 22 iii Footer Page of 126 Header Page of 126 DANH MỤC HÌNH Hình 1.1 Thành phần cấu trúc lignocellulose [75] Hình 1.2 Cấu trúc phân tử lignin [65] Hình 1.3 Sơ đồ hệ thống enzyme tham gia thủy phân hemicellulase hoàn toàn Hình 1.4 Sơ đồ hoạt động enzme tham gia thủy phân hoàn toàn cellulose Hình 1.5 Cấu trúc cellulosome C thermocellum [1] 10 Hình 1.6 Cấu trúc hệ tiêu hóa dê 12 Hình 3.1 So sánh DNA metagenome thu từ phương pháp tách chiết khác Error! Bookmark not defined Hình 3.2 Sản phẩm PCR khuếch đại gen mã cho 16s rDNA mẫu DNA thu từ phương pháp tách chiết khác nhauError! Bookmark not defined Hình 3.3 Kết điện di kiểm tra mẫu DNA metagenome tách chiết tinh PSP kit Error! Bookmark not defined Hình 3.4 Thành phần liệu thô DNA metagenomeError! Bookmark not defined Hình 3.5 Đồ thị phân bố chiều dài đoạn contig Error! Bookmark not defined Hình 3.6 Thành phần ngành vi khuẩn liệu DNA metagenome cỏ dêError! Boo Hình 3.7 Thành phần vi khuẩn có khả thủy phân lignocellulose có mặt liệu DNA metagenome vi khuẩn cỏ dêError! Bookmark not defined Hình 3.8 Thành phần enzyme lignocellulase liệu DNA metagenome vi khuẩn cỏ dê Error! Bookmark not defined Hình 3.9 Thành phần họ enzyme tiền xử lý liệu DNA metagenome vi khuẩn cỏ dê Error! Bookmark not defined Hình 3.10 Thành phần họ enzyme hemicellulase liệu DNA metagenome vi khuẩn cỏ dê Error! Bookmark not defined Hình 3.11 Thành phần họ enzyme cellulase liệu DNA metagenome vi khuẩn cỏ dê Error! Bookmark not defined iv Footer Page of 126 Header Page of 126 DANH MỤC BẢNG Bảng 1.1 Thành phần số loại phế phẩm phụ lignocellulose [78] Bảng 2.1 Các thiết bị nghiên cứu sử dụng đề tàiError! Bookmark not defined Bảng 2.2 Các phương pháp tách chiết DNA sử dụng nghiên cứuError! Bookmark Bảng 2.3 Trình tự mồi 16S rDNA Error! Bookmark not defined Bảng 2.4 Thành phần phản ứng PCR Error! Bookmark not defined Bảng 2.5 Chu trình nhiệt phản ứng PCR Error! Bookmark not defined Bảng 3.1 Nồng độ độ tinh DNA metagenome sử dụng phương pháp tách chiết khác Error! Bookmark not defined Bảng 3.2 Kết đo quang phổ Error! Bookmark not defined Bảng 3.3 Thành phần hệ vi sinh vật cỏ dê Error! Bookmark not defined Bảng 3.4 Số lượng ORFs phù hợp với sở liệu khác nhauError! Bookmark not defin Bảng 3.5 Đa dạng sinh vật (đã định loại) cỏ dêError! Bookmark not defined Bảng 3.6 Các loài vi khuẩn có khả tham gia thủy phân lignocellulose có mặt liệu DNA metagenome vi khuẩn cỏ dêError! Bookmark not defined v Footer Page of 126 Header Page 10 of 126 MỞ ĐẦU Ngày nay, nhân loại phải đối mặt với tình trạng suy kiệt nguồn nguyên liệu hóa thạch hệ nghiêm trọng việc tích tụ khí thải nhà kính Do đó, việc nghiên cứu sử dụng nguồn lượng carbonhydrate có khả tái tạo cần thiết Một nguồn carbohydrate dồi Trái Đất lignocellulose, tận dụng từ phế thải nông nghiệp cây, rơm rạ, bã mía…Ở Việt Nam, lượng rơm rạ hàng năm đạt khoảng 30-40 triệu lượng nhỏ đươ ̣c sử du ̣ng làm phân bón sinh h ọc, sản xuất nấm ăn chủ yếu đốt bỏ cánh đồng gây lãng phí ảnh hưởng xấu đến môi trường Vì vậy, việc chuyển hóa chúng thành sản phẩm có giá trị giảm thiểu ô nhiễm môi trường mà góp phần giải nhu cầu lượng quốc gia, tạo nguồn thu nhập chỗ cho nông dân Tuy việc tận dụng nguồn lignocellulose có nhiều ưu điểm thực tế, việc chuyển hóa lignocellulose công nghiệp chủ yếu phương pháp vật lý hóa học phức tạp, có giá thành cao chưa thực hiệu khó xử lý chất thải hóa học Do đó, việc khai thác enzyme phân giải lignocellulose nhiều nhà khoa học quan tâm nghiên cứu Hệ vi sinh vật cỏ động vật nhai lại nguồn khai thác enzyme tiềm Nhiều gen mã hóa cho hệ enzyme tìm thấy nhiều hệ tiêu hóa dê với gen mã cho yếu tố quan trọng cấu thành hệ phân giải cellulosome Từ đó, tiến hành đề tài “Nghiên cứu đa dạng hệ vi khuẩn enzyme thủy phân lignocellulose từ liệu metagenome vi khuẩn cỏ dê” với mong muốn khai thác enzyme lignocellulose có hiệu phân giải cao Footer Page 10 of 126 Header Page 28 of 126 metagenome vi sinh vật cỏ dê giải trình tự lắp ráp thành 114 031 contig, nhóm tìm khoảng 80 trình tự có vùng dockerin-1, nhiều trình tự mã hóa vùng CBM thuộc nhiều họ (nhiều CBM 4-9 với gần 100 trình tự khoảng 50 trình tự mã hóa vùng CBM khác CBM 2, 3, 5, 11, 49, X-2) 100 trình tự mã cho Fibronectin 1.3 Metagenomics 1.3.1 Khái quát phương pháp metagenomics Metagenomics (nghiên cứu đa hệ gen) phương pháp nghiên cứu (phân tích) đa hệ gen (Metagenome) tất vi sinh vật thu nhận trực tiếp từ mẫu môi trường tự nhiên mà không thông qua nuôi cấy [40, 44, 93] Metagenomics bắt nguồn từ ý tưởng tách dòng DNA trực tiếp từ mẫu môi trường Pace vào năm 1991 Đến năm 1995, Healy cộng xây dựng thư viện DNA metagenome sinh vật cỏ khô tìm dòng có hoạt tính cellulase từ thư viện Sau thành công Healy cộng sự, nhiều thư viện DNA metagenome vi sinh vật môi trường sống xây dựng nhằm khai thác gen nghiên cứu đa dạng vi sinh vật, ví dụ môi trường nước biển [10, 85, 105], môi trường đất [109]… Cho đến nay, sau 20 năm phát triển, Metagenomics trở thành công cụ mạnh mẽ sử dụng rộng rãi để nghiên cứu đa dạng vi sinh vật, chức chúng, tương tác tiến hóa môi trường đất, nước, hệ tiêu hóa động vật người, cỏ động vật nhai lại [46, 103] 1.3.2 Các phương pháp tiếp cận tìm gen Metagenomics Metagenomics nghiên cứu đa h ệ gen quầ n xã sinh vâ ̣t thông qua ba bư ớc: (1) tách chiết DNA metagenome vi sinh vật mẫu thu thập; (2) thiết lập thư viện DNA metagenome giải trin ̀ h tự DNA metagenome (3) sàng lọc phân lập gen mong muốn Những bước khai thác metagenome tương tự genome trình tự thu có tính bao quát, đại diện cho quần xã sinh vật Đặc biệt phương pháp không phụ thuộc vào bước nuôi cấy, thích hợp nghiên cứu hệ vi sinh vật thuộc hệ sinh thái mini đặc biệt cỏ, ruột mối 19 Footer Page 28 of 126 Header Page 29 of 126 chứa hàm lượng lớn vi sinh vật kị khí khó nuôi cấy hay hệ sinh thái khắc nhiệt suối nước nóng Metagenomics tiếp cận metagenome theo hai phương pháp (1) phân lập gen dựa việc thiết lập thư viện DNA metagenome (2) khai thác trình tự DNA phân lập gen dựa liệu giải trình tự DNA metagenome Trong đó, cách tiếp cận thứ hai ngày trở nên có ưu [46, 77] 1.3.2.1 Phân lập gen từ thư viện DNA metagenome Trong giai đoạn đầu phát triển, cách tiếp cận metagenome chủ yếu sử dụng phân lập gen dựa vào thư viện DNA metagenome Phương pháp tiến hành theo bước sau: Trước hết, DNA metagenome tách chiết trực tiếp từ mẫu môi trường Tiếp theo, hệ gen vi sinh vật thu bị phân cắt enzyme giới hạn để tạo thành đoạn DNA nhỏ Kích thước đoạn DNA phải vừa đủ để chứa trọn vẹn trình tự gen mong muốn Bước đưa đoạn DNA vào vector thích hợp chuyển vào chủng vi sinh vật chủ Từ đó, thư viện metagenome xây dựng với số lượng dòng đủ lớn, đảm bảo chứa toàn gen hệ gen Cuối cùng, gen dòng biểu sàng lọc môi trường có chất đặc hiệu tùy thuộc gen quan tâm Từ đó, dòng mang gen mã hóa cho tính trạng mong muốn lựa chọn, giải trình tự để thu trình tự gen Nhiề u cellulase từ thư viện DNA metagenome vi sinh vật cỏ trâu, manh tràng thỏ vi sinh vật sống chất thải nhà máy giấy đã đươ ̣c phát hiê ̣n nhờ phương pháp này [26, 29, 108] Trước đây, thư viện xây dựng với đoạn DNA chèn có kích thước nhỏ 10kb Với đời vector mang cosmid, fosmid hay BAC nâng kích thước đoạn chèn lên khoảng 40-200 kb, đảm bảo xác suất chứa trọn ven gen đoạn chèn Tế bào chủ thường dùng E coli Ngoài ra, số dòng tế bào khác bao gồm Streptomyces lividans, Rhizobium leguminosarum, Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas putida Ralstonia metallidurans sử dụng để phát chất chuyển hóa thứ sinh hợp chất có hoạt tính sinh học [88] Để đảm bảo thư viện bao hàm tất hệ gen chất lượng thư viện phải cao số lượng dòng phải đủ lớn Tuy nhiên, điều lại 20 Footer Page 29 of 126 Header Page 30 of 126 dẫn đến việc phân lập gen dựa việc sàng lọc thư viện DNA metagenome tốn nhiều thời gian công sức số lượng dòng thư viện lớn 1.3.2.2 Khai thác phân lập gen từ liệu trình tự DNA metagenome Trong năm gần đây, kỹ thuật giải trình tự thông lượng cao (High Throughput Sequencing - HTS) ứng dụng rộng rãi việc giải trình tự DNA metagenome quần xã vi sinh vật sống môi trường sống định Cùng với phát triển hệ thống giải trình tự đại hệ thống giải trình tự HiSeq Ilumina, thu 106 – 109 trình tự (với độ dài 100700 bp) cho lần chạy [37] Với ưu điểm giải trình tự nhanh xác, kỹ thuật giải trình tự HTS sử dụng phổ biến để giải trình tự DNA metagenome vi sinh vật môi trường sống Sau đó, trình tự DNA ngắn lắp ghép thànhcác contig xử lý phần mềm chuyên dụng SOAPdenovo, BWA, FragGeneScan, MetageneMark, MetageneAnnotator (MGA)/ Metagene, Orphelia… để có trình tự DNA metagenome hoàn chỉnh Trình tự hoàn chỉnh dự đoán cấu trúc, chức sinh học dựa vào mức độ tương đồng trình tự với sở liệu tham khảo có sẵn trực tuyến KEGG, eggNOG, COG/KOG, PFAM …Tuy nhiên, sở liệu tham khảo hoàn hảo Vì vậy, để đạt kết tốt tất sở liệu cần sử dụng [99] Dựa kết dự đoán, gen tiềm lựa chọn thiết kế mồi đặc hiệu để phân lập gen từ DNA metagenome tổng hợp gen de novo để tiếp tục nghiên cứu 21 Footer Page 30 of 126 Header Page 31 of 126 TÀI LIỆU THAM KHẢO Akinosho, H., Yee K., Close D., and Ragauskas A (2007), “The emergence of Clostridium thermocellum as a high utility candidate for consolidated bioprocessing applications”, Protein engineering and other bio-synthetic routes for bio-based materials: Current uses and potential applications, pp 92 Alahuhta, M., Chandrayan P., Kataeva I., Adams M.W., Himmel M.E., and Lunin V.V (2011), “A 1.5 Å resolution X-ray structure of the catalytic module of Caldicellulosiruptor bescii family pectate lyase”, Acta Crystallographica Section F: Structural Biology and Crystallization Communications, 67 (12), pp 1498-1500 An, J., Xie Y., et al (2015), “Characterization of a thermostable, specific GH10 xylanase from Caldicellulosiruptor bescii with high catalytic activity”, Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, 117, pp 13-20 Archana, A and Satyanarayana T (1997), “Xylanase production by thermophilic Bacillus licheniformis A99 in solid-state fermentation”, Enzyme and Microbial Technology, 21 (1), pp 12-17 Barros, M and Thomson J (1987), “Cloning and expression in Escherichia coli of a cellulase gene from Ruminococcus flavefaciens”, Journal of bacteriology, 169 (4), pp 1760-1762 Bayer, E.A., Belaich J.-P., Shoham Y., and Lamed R (2004), “The cellulosomes: multienzyme machines for degradation of plant cell wall polysaccharides”, Annu Rev Microbiol., 58, pp 521-554 Beg, Q., Kapoor M., Mahajan L., and Hoondal G (2001), “Microbial xylanases and their industrial applications: a review”, Applied microbiology and biotechnology, 56 (3-4), pp 326-338 Bekele, A.Z., Koike S., and Kobayashi Y (2010), “Genetic diversity and diet specificity of ruminal Prevotella revealed by 16S rRNA gene-based analysis”, FEMS microbiology letters, 305 (1), pp 49-57 Blumer-Schuette, S.E., Kataeva I., Westpheling J., Adams M.W., and Kelly R.M (2008), “Extremely thermophilic microorganisms for biomass conversion: status and prospects”, Current Opinion in Biotechnology, 19 (3), pp 210-217 22 Footer Page 31 of 126 Header Page 32 of 126 10 Breitbart, M., Salamon P., et al (2002), “Genomic analysis of uncultured marine viral communities”, Proc Natl Acad Sci USA, 99 (22), pp 14250-14255 11 Cairns, J.R.K and Esen A (2010), “β-Glucosidases”, Cellular and Molecular Life Sciences, 67 (20), pp 3389-3405 12 Carpita, N.C (1996), “Structure and biogenesis of the cell walls of grasses”, Annual review of plant biology, 47 (1), pp 445-476 13 Chassard, C., Goumy V., Leclerc M., Del'homme C., and Bernalier-Donadille A (2007), “Characterization of the xylan-degrading microbial community from human faeces”, FEMS microbiology ecology, 61 (1), pp 121-131 14 Chen, Y.-B., Lan D.-L., Tang C., Yang X.-N., and Li J (2015), “Effect of DNA Extraction Methods on the Apparent Structure of Yak Rumen Microbial Communities as Revealed by 16S rDNA Sequencing”, Polish Journal of Microbiology, 64 (1), pp 29-36 15 Cho, K., Kim S., Woo J., Bok J., and Choi Y (2000), “Molecular cloning and expression of a novel family A endoglucanase gene from Fibrobacter succinogenes S85 in Escherichia coli”, Enzyme and microbial technology, 27 (7), pp 475-481 16 Cunha, I.S., Barreto C.C., et al (2011), “Bacteria and Archaea community structure in the rumen microbiome of goats (Capra hircus) from the semiarid region of Brazil”, Anaerobe, 17 (3), pp 118-124 17 Czerkawski, J.W and Cheng K.J (1988), “Compartmentation in the rumen ”, in The Rumen Microbial Ecosystem, Elsevier Science Publishing, London, pp 361385 18 Dashtban, M., Schraft H., and Qin W (2009), “Fungal bioconversion of lignocellulosic residues; opportunities & perspectives”, International journal of biological sciences, (6), pp 578 19 Davies, G and Henrissat B (1995), “Structures and mechanisms of glycosyl hydrolases”, Structure, (9), pp 853-859 20 De Souza, W.R (2013), “Microbial degradation of lignocellulosic biomass”, Chandel A, Da Silva, S Sustainable degradation of lignocellulosic biomasstechniques, applications and commercialization Brazil: InTech 23 Footer Page 32 of 126 Header Page 33 of 126 21 Ding, S.-Y and Himmel M.E (2006), “The maize primary cell wall microfibril: a new model derived from direct visualization”, Journal of Agricultural and Food Chemistry, 54 (3), pp 597-606 22 Dodd, D., Kiyonari S., Mackie R.I., and Cann I.K (2010), “Functional diversity of four glycoside hydrolase family enzymes from the rumen bacterium Prevotella bryantii B14”, Journal of bacteriology, 192 (9), pp 2335-2345 23 Dodd, D., Mackie R.I., and Cann I.K (2011), “Xylan degradation, a metabolic property shared by rumen and human colonic Bacteroidetes”, Molecular microbiology, 79 (2), pp 292-304 24 Dodd, D., Moon Y.-H., Swaminathan K., Mackie R.I., and Cann I.K (2010), “Transcriptomic analyses of xylan degradation by Prevotella bryantii and insights into energy acquisition by xylanolytic bacteroidetes”, Journal of Biological Chemistry, 285 (39), pp 30261-30273 25 Doi, R.H and Kosugi A (2004), “Cellulosomes: plant-cell-wall-degrading enzyme complexes”, Nature Reviews Microbiology, (7), pp 541-551 26 Duan, C.J., Xian L., et al (2009), “Isolation and partial characterization of novel genes encoding acidic cellulases from metagenomes of buffalo rumens”, Journal of applied microbiology, 107 (1), pp 245-256 27 Duncan, S.H., Hold G.L., Barcenilla A., Stewart C.S., and Flint H.J (2002), “Roseburia intestinalis sp nov., a novel saccharolytic, butyrate-producing bacterium from human faeces”, International journal of systematic and evolutionary microbiology, 52 (5), pp 1615-1620 28 Eriksson, T., Karlsson J., and Tjerneld F (2002), “A model explaining declining rate in hydrolysis of lignocellulose substrates with cellobiohydrolase I (Cel7A) and endoglucanase I (Cel7B) of Trichoderma reesei”, Applied biochemistry and biotechnology, 101 (1), pp 41-60 29 Feng, Y., Duan C.-J., et al (2007), “Cloning and identification of novel cellulase genes from uncultured microorganisms in rabbit cecum and characterization of the expressed cellulases”, Applied microbiology and biotechnology, 75 (2), pp 319328 24 Footer Page 33 of 126 Header Page 34 of 126 30 Ferrer, M., Golyshina O.V., et al (2005), “Novel hydrolase diversity retrieved from a metagenome library of bovine rumen microflora”, Environmental Microbiology, (12), pp 1996-2010 31 Flint, H.J., Mcpherson C.A., and Bisset J (1989), “Molecular cloning of genes from Ruminococcus flavefaciens encoding xylanase and beta (1-3, 1-4) glucanase activities”, Applied and environmental microbiology, 55 (5), pp 1230-1233 32 Fontes, C.M and Gilbert H.J (2010), “Cellulosomes: highly efficient nanomachines designed to deconstruct plant cell wall complex carbohydrates”, Annual review of biochemistry, 79, pp 655-681 33 Forsberg, C.W., Cheng K.-J., and White B.A (1997), “Polysaccharide degradation in the rumen and large intestine”, in Gastrointestinal microbiology, Springer, pp 319-379 34 Gasparic, A., Marinsek-Logar R., Martin J., Wallace R.J., Nekrep F.V., and Flint H.J (1995), “Isolation of genes encoding β-D-xylanase, β-D-xylosidase and α-Larabinofuranosidase activities from the rumen bacterium Prevotella ruminicola B14”, FEMS microbiology letters, 125 (2-3), pp 135-141 35 Gasparic, A., Martin J., Daniel A.S., and Flint H.J (1995), “A xylan hydrolase gene cluster in Prevotella ruminicola B (1)4: sequence relationships, synergistic interactions, and oxygen sensitivity of a novel enzyme with exoxylanase and beta(1,4)-xylosidase activities”, Applied and environmental microbiology, 61 (8), pp 2958-2964 36 Gibbs, M.D., Reeves R.A., Farrington G.K., Anderson P., Williams D.P., and Bergquist P.L (2000), “Multidomain and multifunctional glycosyl hydrolases from the extreme thermophile Caldicellulosiruptor isolate Tok7B 1”, Current microbiology, 40 (5), pp 333-340 37 Glenn, T.C (2011), “Field guide to next-generation DNA sequencers”, Mol Ecol Resour, 11 (5), pp 759-769 38 Goldbeck, R., Damásio A.R., et al (2014), “Development of hemicellulolytic enzyme mixtures for plant biomass deconstruction on target biotechnological applications”, Applied microbiology and biotechnology, 98 (20), pp 8513-8525 25 Footer Page 34 of 126 Header Page 35 of 126 39 Gong, X., Gruninger R.J., et al (2012), “Cloning and identification of novel hydrolase genes from a dairy cow rumen metagenomic library and characterization of a cellulase gene”, BMC research notes, (1), pp 40 Handelsman, J (2004), “Metagenomics: application of genomics to uncultured microorganisms”, Microbiol Mol Biol Rev, 68 (4), pp 669-685 41 Henderson, G., Cox F., et al (2013), “Effect of DNA extraction methods and sampling techniques on the apparent structure of cow and sheep rumen microbial communities”, PLoS ONE, (9), pp e74787 42 Hess, M., Sczyrba A., et al (2011), “Metagenomic discovery of biomass-degrading genes and genomes from cow rumen”, Science, 331 (6016), pp 463-467 43 Himmel, M.E., Xu Q., Luo Y., Ding S.-Y., Lamed R., and Bayer E.A (2010), “Microbial enzyme systems for biomass conversion: emerging paradigms”, Biofuels, (2), pp 323-341 44 Hogan, M., Schulz M., Slaytor M., Czolij R., and O'brien R (1988), “Components of termite and protozoal cellulases from the lower termite, Coptotermes lacteus froggatt”, Insect biochemistry, 18 (1), pp 45-51 45 Hou, P.-B., Li Y.-Z., Wu B.-H., Yan Z.-C., Yan B.-X., and Gao P.-J (2006), “Cellulolytic complex exists in cellulolytic myxobacterium Sorangium”, Enzyme and microbial technology, 38 (1), pp 273-278 46 Huson, D.H., Richter D.C., Mitra S., Auch A.F., and Schuster S.C (2009), “Methods for comparative metagenomics”, BMC Bioinformatics, 10 Suppl 1, pp S12 47 Jami, E., Israel A., Kotser A., and Mizrahi I (2013), “Exploring the bovine rumen bacterial community from birth to adulthood”, The ISME journal, (6), pp 10691079 48 Jenkins, T., Wallace R., Moate P., and Mosley E (2008), “Board-invited review: Recent advances in biohydrogenation of unsaturated fatty acids within the rumen microbial ecosystem”, Journal of animal science, 86 (2), pp 397-412 49 Jensen, N.S and Canale-Parola E (1986), “Bacteroides pectinophilus sp nov and Bacteroides galacturonicus sp nov.: two pectinolytic bacteria from the human intestinal tract”, Applied and environmental microbiology, 52 (4), pp 880-887 26 Footer Page 35 of 126 Header Page 36 of 126 50 Jun, H., Qi M., Ha J., and Forsberg C (2007), “Fibrobacter succinogenes, a dominant fibrolytic ruminal bacterium: transition to the post genomic era”, ASIAN AUSTRALASIAN JOURNAL OF ANIMAL SCIENCES, 20 (5), pp 802 51 Kamra, D (2005), “Rumen microbial ecosystem”, Current science, 89 (1), pp 124135 52 Kawai, S., Honda H., Tanase T., Taya M., Iijima S., and Kobayashi T (1987), “Molecular cloning of Ruminococcus albus cellulase gene”, Agricultural and biological chemistry, 51 (1), pp 59-63 53 Khan, A (1980), “Cellulolytic enzyme system of Acetivibrio cellulolyticus, a newly isolated anaerobe”, Microbiology, 121 (2), pp 499-502 54 Kim, M., Morrison M., and Yu Z (2011), “Status of the phylogenetic diversity census of ruminal microbiomes”, FEMS microbiology ecology, 76 (1), pp 49-63 55 Kocherginskaya, S.A., Aminov R.I., and White B.A (2001), “Analysis of the rumen bacterial diversity under two different diet conditions using denaturing gradient gel electrophoresis, random sequencing, and statistical ecology approaches”, Anaerobe, (3), pp 119-134 56 Koike, S and Kobayashi Y (2009), “Fibrolytic rumen bacteria: their ecology and functions”, Asian-Aust J Anim Sci, 22, pp 131-138 57 Kontanis, E.J and Reed F.A (2006), “Evaluation of Real‐Time PCR Amplification Efficiencies to Detect PCR Inhibitors”, Journal of forensic sciences, 51 (4), pp 795-804 58 Krause, D., Nagaraja T., Wright A., and Callaway T (2013), “Board-invited review: Rumen microbiology: Leading the way in microbial ecology”, Journal of animal science, 91 (1), pp 331-341 59 Krause, D.O., Denman S.E., et al (2003), “Opportunities to improve fiber degradation in the rumen: microbiology, ecology, and genomics”, FEMS microbiology reviews, 27 (5), pp 663-693 60 Kuhad, R.C., Singh A., and Eriksson K.-E.L (1997), “Microorganisms and enzymes involved in the degradation of plant fiber cell walls”, in Biotechnology in the pulp and paper industry, Springer, pp 45-125 27 Footer Page 36 of 126 Header Page 37 of 126 61 Kurakake, M., Ide N., and Komaki T (2007), “Biological pretreatment with two bacterial strains for enzymatic hydrolysis of office paper”, Current microbiology, 54 (6), pp 424-428 62 Lamed, R., Setter E., and Bayer E.A (1983), “Characterization of a cellulosebinding, cellulase-containing complex in Clostridium thermocellum”, Journal of Bacteriology, 156 (2), pp 828-836 63 Lee, H., Hamid S., and Zain S (2014), “Conversion of lignocellulosic biomass to nanocellulose: structure and chemical process”, The Scientific World Journal, 2014 64 Leibovitz, E and Beguin P (1996), “A new type of cohesin domain that specifically binds the dockerin domain of the Clostridium thermocellum cellulosome-integrating protein CipA”, Journal of bacteriology, 178 (11), pp 3077-3084 65 Liggenstoffer, A.S., Youssef N.H., Couger M., and Elshahed M.S (2010), “Phylogenetic diversity and community structure of anaerobic gut fungi (phylum Neocallimastigomycota) in ruminant and non-ruminant herbivores”, The ISME journal, (10), pp 1225-1235 66 Lim, S., Seo J., et al (2013), “Metagenome analysis of protein domain collocation within cellulase genes of goat rumen microbes”, Asian-Australasian journal of animal sciences, 26 (8), pp 1144 67 Lynd, L.R., Weimer P.J., Van Zyl W.H., and Pretorius I.S (2002), “Microbial cellulose utilization: fundamentals and biotechnology”, Microbiology and molecular biology reviews, 66 (3), pp 506-577 68 Mai, V., Wiegel J., and Lorenz W.W (2000), “Cloning, sequencing, and characterization of the bifunctional xylosidase–arabinosidase from the anaerobic thermophile Thermoanaerobacter ethanolicus”, Gene, 247 (1), pp 137-143 69 Mcallister, T., Bae H., Jones G., and Cheng K (1994), “Microbial attachment and feed digestion in the rumen”, Journal of animal science, 72 (11), pp 3004-3018 70 Mcgavin, M., Forsberg C., Crosby B., Bell A., Dignard D., and Thomas D (1989), “Structure of the cel-3 gene from Fibrobacter succinogenes S85 and characteristics of the encoded gene product, endoglucanase 3”, Journal of bacteriology, 171 (10), pp 5587-5595 28 Footer Page 37 of 126 Header Page 38 of 126 71 Minato, H., Mitsumori M., and Cheng K.-J (1993), “Attachment of microorganisms to solid substrate in the rumen”, in Genetics, Biochemistry and Ecology of Lignocellulose Degradation, K Shimada, S Hoshino, K Ohmiya, K Sakka, Y.Kobayashi, and S Karita, Editors, Uni Publishers, Tokyo, pp 139-145 72 Morrison, M., Nelson K., et al The Fibrobacter succinogenes strain S85 genome sequencing project in Abstr 3rd ASM-TIGR Conf Microb Genomes 2003 73 Mussatto, S.I and Teixeira J (2010), “Lignocellulose as raw material in fermentation processes”, Current Research, Technology and Education Topics in Applied Microbiology and Microbial Biotechnology (Méndez-Vilas, A., Ed.), 2, pp 897-907 74 Natesh, R., Manikandan K., Bhanumoorthy P., Viswamitra M., and Ramakumar S (2003), “Thermostable xylanase from Thermoascus aurantiacus at ultrahigh resolution (0.89 Å) at 100 K and atomic resolution (1.11 Å) at 293 K refined anisotropically to small-molecule accuracy”, Acta Crystallographica Section D: Biological Crystallography, 59 (1), pp 105-117 75 Nguyen, N.H., Maruset L., et al (2012), “Identification and characterization of a cellulase-encoding gene from the buffalo rumen metagenomic library”, Bioscience, biotechnology, and biochemistry, 76 (6), pp 1075-1084 76 Nigam Ps, G.N., Anthwal A (2009), “Pre-treatment of agro-industrial residues”, in Biotechnology for agro-industrial residues utilization, P.S.n Nigam and A Pandey, Editors, Springer, Netherland, pp 13-33 77 O, M.a.a.G.F (2010), “Metagenome Analysis Introduction to Marine Genomics Advances in Marine Genomics”, in Metagenome Analysis Introduction to Marine Genomics Advances in Marine Genomics, K.T.-R J M Cock, C Boyen and F Viard Editor, Springer Netherlands, Netherlands, pp 33-71 78 Pages, S., Belaich A., et al (1997), “Species-specificity of the cohesin-dockerin interaction between Clostridium thermocellum and Clostridium cellulolyticum: prediction of specificity determinants of the dockerin domain”, Proteins Structure Function and Genetics, 29 (4), pp 517-527 79 Porebski, S., Bailey L.G., and Baum B.R (1997), “Modification of a CTAB DNA extraction protocol for plants containing high polysaccharide and polyphenol components”, Plant molecular biology reporter, 15 (1), pp 8-15 29 Footer Page 38 of 126 Header Page 39 of 126 80 Ragauskas, A.J., Williams C.K., et al (2006), “The path forward for biofuels and biomaterials”, science, 311 (5760), pp 484-489 81 Rashamuse, K., Visser D., et al (2013), “Characterisation of two bifunctional cellulase–xylanase enzymes isolated from a bovine rumen metagenome library”, Current microbiology, 66 (2), pp 145-151 82 Rincon, M.T., Čepeljnik T., et al (2005), “Unconventional mode of attachment of the Ruminococcus flavefaciens cellulosome to the cell surface”, Journal of bacteriology, 187 (22), pp 7569-7578 83 Sathya, T and Khan M (2014), “Diversity of glycosyl hydrolase enzymes from metagenome and their application in food industry”, Journal of food science, 79 (11), pp R2149-R2156 84 Scheller, H.V and Ulvskov P (2010), “Hemicelluloses”, Plant Biology, 61 (1), pp 263 85 Schloss, P.D and Handelsman J (2003), “Biotechnological prospects from metagenomics”, Curr Opin Biotechnol, 14 (3), pp 303-310 86 Shallom, D and Shoham Y (2003), “Microbial hemicellulases”, Current opinion in microbiology, (3), pp 219-228 87 Sheng, T., Zhao L., et al (2016), “Lignocellulosic saccharification by a newly isolated bacterium, Ruminiclostridium thermocellum M3 and cellular cellulase activities for high ratio of glucose to cellobiose”, Biotechnology for Biofuels, (1), pp 172 88 Singh, J., Behal A., et al (2009), “Metagenomics: Concept, methodology, ecological inference and recent advances”, Biotechnology journal, (4), pp 480494 89 Sipat, A., Taylor K., Lo R., Forsberg C., and Krell P (1987), “Molecular cloning of a xylanase gene from Bacteroides succinogenes and its expression in Escherichia coli”, Applied and environmental microbiology, 53 (3), pp 477-481 90 Song, J.-M and Wei D.-Z (2010), “Production and characterization of cellulases and xylanases of Cellulosimicrobium cellulans grown in pretreated and extracted bagasse and minimal nutrient medium M9”, Biomass and bioenergy, 34 (12), pp 1930-1934 30 Footer Page 39 of 126 Header Page 40 of 126 91 Sørensen, H.R., Pedersen S., Viksø-Nielsen A., and Meyer A.S (2005), “Efficiencies of designed enzyme combinations in releasing arabinose and xylose from wheat arabinoxylan in an industrial ethanol fermentation residue”, Enzyme and Microbial Technology, 36 (5), pp 773-784 92 Stevenson, D.M and Weimer P.J (2007), “Dominance of Prevotella and low abundance of classical ruminal bacterial species in the bovine rumen revealed by relative quantification real-time PCR”, Applied Microbiology and Biotechnology, 75 (1), pp 165-174 93 Streit, W.R and Schmitz R.A (2004), “Metagenomics the key to the uncultured microbes”, Curr Opin Microbiol, (5), pp 492-498 94 Su, X., Mackie R.I., and Cann I.K (2012), “Biochemical and mutational analyses of a multidomain cellulase/mannanase from Caldicellulosiruptor bescii”, Applied and environmental microbiology, 78 (7), pp 2230-2240 95 Sweeney, M.D and Xu F (2012), “Biomass converting enzymes as industrial biocatalysts for fuels and chemicals: recent developments”, Catalysts, (2), pp 244-263 96 Taherzadeh, M.J and Karimi K (2008), “Pretreatment of lignocellulosic wastes to improve ethanol and biogas production: a review”, International journal of molecular sciences, (9), pp 1621-1651 97 Talebnia, F., Karakashev D., and Angelidaki I (2010), “Production of bioethanol from wheat straw: an overview on pretreatment, hydrolysis and fermentation”, Bioresource Technology, 101 (13), pp 4744-4753 98 Taniguchi, M., Suzuki H., Watanabe D., Sakai K., Hoshino K., and Tanaka T (2005), “Evaluation of pretreatment with Pleurotus ostreatus for enzymatic hydrolysis of rice straw”, Journal of bioscience and bioengineering, 100 (6), pp 637-643 99 Thomas, T., Gilbert J., and Meyer F (2012), “Metagenomics - a guide from sampling to data analysis”, Microb Inform Exp, (1), pp 100 Touzel, J.P., O'donohue M., Debeire P., Samain E., and Breton C (2000), “Thermobacillus xylanilyticus gen nov., sp nov., a new aerobic thermophilic xylan-degrading bacterium isolated from farm soil”, International journal of systematic and evolutionary microbiology, 50 (1), pp 315-320 31 Footer Page 40 of 126 Header Page 41 of 126 101 Toyoda, A and Minato H (2002), “Cloning, nucleotide sequence and expression of the gene encoding the cellulose-binding protein A (CBPA) of Eubacterium cellulosolvens 5”, FEMS microbiology letters, 207 (2), pp 141-146 102 Ueki, A., Akasaka H., Satoh A., Suzuki D., and Ueki K (2007), “Prevotella paludivivens sp nov., a novel strictly anaerobic, Gram-negative, hemicellulosedecomposing bacterium isolated from plant residue and rice roots in irrigated ricefield soil”, International journal of systematic and evolutionary microbiology, 57 (8), pp 1803-1809 103 Valenzuela, L., Chi A., et al (2006), “Genomics, metagenomics and proteomics in biomining microorganisms”, Biotechnol Adv, 24 (2), pp 197-211 104 Varel, V.H and Dehority B.A (1989), “Ruminal cellulolytic bacteria and protozoa from bison, cattle-bison hybrids, and cattle fed three alfalfa-corn diets”, Applied and environmental microbiology, 55 (1), pp 148-153 105 Venter, J.C., Remington K., et al (2004), “Environmental genome shotgun sequencing of the Sargasso Sea”, Science, 304 (5667), pp 66-74 106 Wei, H., Xu Q., Taylor L.E., Baker J.O., Tucker M.P., and Ding S.-Y (2009), “Natural paradigms of plant cell wall degradation”, Current Opinion in Biotechnology, 20 (3), pp 330-338 107 Weon, H.-Y., Yoo S.-H., et al (2009), “Rudaea cellulosilytica gen nov., sp nov., isolated from soil”, International journal of systematic and evolutionary microbiology, 59 (9), pp 2308-2312 108 Xu, Y., Duan C., Zhou Q., Tang J., and Feng J (2006), “Cloning and identification of cellulase genes from uncultured microorganisms in pulp sediments from paper mill effluent”, Wei sheng wu xue bao= Acta microbiologica Sinica, 46 (5), pp 783788 109 Xu, Z., Hansen M.A., Hansen L.H., Jacquiod S., and Sorensen S.J (2014), “Bioinformatic approaches reveal metagenomic characterization of soil microbial community”, PLoS ONE, (4), pp e93445 110 Yoda, K., Toyoda A., Mukoyama Y., Nakamura Y., and Minato H (2005), “Cloning, sequencing, and expression of a Eubacterium cellulosolvens gene encoding an endoglucanase (Cel5A) with novel carbohydrate-binding modules, and properties of Cel5A”, Applied and environmental microbiology, 71 (10), pp 57875793 111 Yu, Z and Morrison M (2004), “Improved extraction of PCR-quality community DNA from digesta and fecal samples”, Biotechniques, 36 (5), pp 808-813 32 Footer Page 41 of 126 Header Page 42 of 126 112 Zhang, X.Z and Zhang Y.H.P (2013), “Cellulases: characteristics, sources, production, and applications”, Bioprocessing Technologies in Biorefinery for Sustainable Production of Fuels, Chemicals, and Polymers, 1, pp 131-146 113 Zhao, X., Zhang L., and Liu D (2012), “Biomass recalcitrance Part I: the chemical compositions and physical structures affecting the enzymatic hydrolysis of lignocellulose”, Biofuels, Bioproducts and Biorefining, (4), pp 465-482 33 Footer Page 42 of 126 ... Phân tích liệu DNA metagenome hệ vi khuẩn cỏ dêError! Bookmark not d 3.3 Đa dạng hệ vi khuẩn cỏ dê Error! Bookmark not defined 3.4 Đa dạng hệ enzyme phân giải lignocellulase từ vi khuẩn cỏ dêError!... KHOA HỌC TỰ NHIÊN - LƢU HÀN LY NGHIÊN CỨU ĐA DẠNG HỆ VI KHUẨN VÀ ENZYME THỦY PHÂN LIGNOCELLULOSE TỪ DỮ LIỆU METAGENOME CỦA VI KHUẨN TRONG DẠ CỎ DÊ Chuyên ngành: Sinh học Thực nghiệm Mã... cellulosome Từ đó, tiến hành đề tài Nghiên cứu đa dạng hệ vi khuẩn enzyme thủy phân lignocellulose từ liệu metagenome vi khuẩn cỏ dê với mong muốn khai thác enzyme lignocellulose có hiệu phân giải