lá đen gân trên môi trường nhân tạo SPA mẫu phân lập từ cải thảo
Chúng tôi đánh giá khả năng ức chế của một số loại thuốc bảo vệ thực vật
đối với vi khuẩn X. campestris pv. campestris gây bệnh vàng lá đen gân trên mẫu phân lập từ cải thảo. Kết quả thí nghiệm được trình bày ở bảng 3.16.
Qua bảng 3.16 và hình 3.11 cho thấy, hiệu lực của một số thuốc hóa học đến sự phát triển của vi khuẩn X. campestris pv. campestris trên môi trường nhân tạo SPA mẫu phân lâp từ cải thảo cho thấy cả 3 loại thuốc Elcarin 0.5SL, Norshield 86.2WG và Strep Gold 100WP đều có khả năng ức chế sự phát triển của vi khuẩn X. campestris pv. campestris so với công thức đối chứng. Khả năng ức chế vi khuẩn X. campestris pv. campestris cao nhất là thuốc Strep Gold 100WP ở nồng độ 0.2%,
đường kính vòng vô khuẩn sau 24h là 6.11 mm, sau 72h là 8.11 mm, tiếp đến là thuốc Norshield 86.2WG nồng độ 2% sau 24h là 4.78 mm, sau 72h là 8.22 mm. Thấp nhất là thuốc Elcarin 0.5SL nồng độ 0.2% là 3.56 mm sau 24h và sau 72h là 8.00 mm.
Bảng 3.16. Khả năng ức chế của một số loại thuốc với vi khuẩn vàng lá đen gân
trên môi trường nhân tạo SPA mẫu phân lập từ cải thảo
Công thức Hoạt chất Nồng
độ (%)
Đường kính vòng vô khuẩn
(mm) sau
24h 48h 72h
Đối chứng - - 0.00d 0.00d 0.00b
Elcarin 0.5SL Fugous proteoglycans 0.20 3.56c 6.56c 8.00a Norshield 86.2WG Cuprous oxide 0.20 4.78b 7.11b 8.22a Strep Gold 100WP Streptomycin sulfate 0.20 6.11a 7.44a 8.11a
CV% 4,6 3,2 3.5
LSD0,05 0.32 0.32 0.40
Ghi chú: Giá trị trung bình trong cùng một cột mang chữ cái khác nhau thì sai khác có ý nghĩa ở mức α = 0,05.
Học viện Nông nghiệp Việt Nam – Luận văn Thạc sỹ Khoa học Nông nghiệp Page 47 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 24h 48h 72h
Thời gian sau lây nhiễm
Đ ư ờ n g k ín h v ò n g v ô k h u ẩ n (m m ) Đối chứng Elcarin 0.5SL
Norshield 86.2WG Strep Gold 100WP
Hình 3.11. Khả năng ức chế của một số loại thuốc đối với vi khuẩn vàng lá đen
gân mẫu phân lập từ cải thảo
Kết quả xử lý thống kê cho thấy sự sai khác có ý nghĩa giữa các công thức thí nghiệm (ở mức α = 0,05). Kết quả thí nghiệm trên cho thấy: cả 3 loại thuốc thử đều có khả năng ức chế sự phát triển của vi khuẩn X. campestris pv. campestris trên môi trường nhân tạo SPA mẫu phân lập từ cây cải thảo, nhưng trong đó thuốc Strep Gold 100WP có hiệu quảức chế cao nhất và thuốc Elcarin 0.5SL có hiệu quảức chế
thấp nhất. Do đó có thể sử dụng thuốc để Strep Gold 100WP phòng chống bệnh vi khuẩn vàng lá đen gân trên cây cải thảo.
Học viện Nông nghiệp Việt Nam – Luận văn Thạc sỹ Khoa học Nông nghiệp Page 48
KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ
1. Kết luận
1.1. Bệnh vàng lá đen gân X. campestris pv. campestris hại cây bắp cải, cải thảo, su hào, súp lơ trắng và súp lơ xanh ở tất cả các giai đoạn sinh trưởng của cây từ cây con cho đến thu hoạch, bệnh gây hại nặng từ giai đoạn cuộn/ra hoa hoặc hình thành củ cho đến khi thu hoạch, đây là giai đoạn cây cải thảo mẫn cảm với bệnh nên bệnh dễ xâm nhiễm và gây hại nặng.
1.2. Vềđặc điểm hình thái, màu sắc của khuẩn lạc vi khuẩn X. campestris pv.
campestris cho thấy: Khuẩn lạc màu vàng tươi, tròn không đều, nhầy ướt, bóng và nổi gờ trên bề mặt môi trường ở trên cả hai môi trường SPA và PPSA.
Về ảnh hưởng của môi trường dinh dưỡng đến sự phát triển của khuẩn lạc của các mẫu phân lập vi khuẩn cho thấy, các mẫu phân lập vi khuẩn trên môi trường SPA và PPSA đều phát triển mạnh, trong đó môi trường giàu dinh dưỡng PPSA phát triển mạnh hơn môi trường SPA. Môi trường SPA thường được sử dụng để
nhận biết vi khuẩn, còn môi trường PPSA dùng để nhân sinh khối vi khuẩn.
Trên môi trường SPA ở điều kiện nhiệt độ 30ºC vi khuẩn phát triển mạnh nhất ở nhiệt độ này rất thuận lợi cho sự phát triển của vi khuẩn, còn ở ngưỡng 40ºC vi khuẩn không phát triển được.
Trên môi trường nhân tạo SPA và PPSA qua theo dõi ở 24h, 48h và 72h thì vi khuẩn phát triển mạnh nhất sau 48h nuôi cấy lúc này vi khuẩn phát triển theo cấp số nhân do các chất dinh dưỡng trên môi trường nhiều.
Vi khuẩn X. campestris pv. campestris cho phản ứng Gram (-) khi kiểm tra bằng dung dịch KOH 3% và có phản ứng Catalaza khi kiểm tra bằng nước oxy già. Vi khuẩn X. campestris pv. campestris có phản ứng sản sinh H2S, tạo axit trên các môi trường đường: glucose, lactose, maltose, saccharose và phân giải arginine.
1.3. Các mẫu phân lập từ cải bắp, su hào, súp lơ xanh và cải thảo có phản
ứng dương tính tạo khí H2 S; không có phản ứng tạo NH3 và có phản ứng thủy phân tinh bột. Các mẫu phân lập từ cải bắp, su hào, súp lơ xanh, súp lơ trắng và cải thảo tất cảđều có phản ứng Catalaza (H2O2) và không có phản ứng Oxidaza.
Học viện Nông nghiệp Việt Nam – Luận văn Thạc sỹ Khoa học Nông nghiệp Page 49
campestris phân lập từ các cây ký chủ cho thấy: lây bệnh bằng phương pháp sát thương thì tỷ lệ nhiễm bệnh cao hơn không sát thương; các isolates vi khuẩn phân lập từ các cây ký chủ khác nhau thì tính gây bệnh cũng khác nhau, các isolates vi khuẩn phân lập lây nhiễm trên chính các cây ký chủ thì tỉ lệ bệnh của cây ký chủ sẽ cao hơn các cây khác.
1.5. Cả 3 loại thuốc Elcarin 0.5SL, Norshield 86.2WG và Strep Gold 100WP
đều có khả năng ức chế sự phát triển của vi khuẩn X. campestris pv. Campestris trên môi trường nhân tạo SPA. Trong đó, thuốc Strep Gold 100WP ở nồng độ 0.2% có hiệu lực ức chế cao nhất đối với vi khuẩn X. campestris pv. campestris gây bệnh trên cây họ rau họ hoa thập tự; tiếp đến là thuốc Norshield 86.2WG và thấp nhất là thuốc Elcarin 0.5SL.
2. Kiến nghị
2.1. Cần nghiên cứu sâu hơn, toàn diện hơn về loài vi khuẩn X. campestris
pv. campestris nhưđặc tính sinh lý sinh hóa, đặc tính sinh học, các yếu tố sinh thái tác động đến bệnh để hạn chế sự phá hại của vi khuẩn vàng lá đen gân hại cây rau họ thập tự.
2.2. Tiếp tục nghiên cứu các biện pháp phòng chống bệnh vi khuẩn vàng lá
đen gân hại cây rau họ thập tựđể áp dụng trong thực tế sản xuất làm tăng năng suất cây trồng, tăng chất lượng rau sạch phục vụ con người.
Học viện Nông nghiệp Việt Nam – Luận văn Thạc sỹ Khoa học Nông nghiệp Page 50
TÀI LIỆU THAM KHẢO
A) Tài liệu tiếng Việt
1. Bộ Nông nghiệp và Phát triển Nông thôn (2010). Quy chuẩn kỹ thuật Quốc gia về phương pháp điều tra phát hiện dịch hại cây trồng QCVN 01-38: 2010/BNNPTNT, Bộ Nông nghiệp và Phát triển nông thôn ban hành tại Thông tư số 71/2010/TT-BNNPTNT, ngày 10 tháng 12 năm 2010.
2. Tạ Thu Cúc (chủ biên), Hồ Hữu An, Nghiêm Thị Bích Hà (2006), Giáo trình Cây rau, NXB Nông Nghiệp, Hà Nội.
3. Hoàng Xuân Quang, Trần Văn Kỳ, Lê Đình Đôn (2008a). Phản ứng của một số giống cải ngọt đến sự xâm nhiễm của vi khuẩn Xanthomonas campestris
gây bệnh đốm lá, Tạp chí Nông nghiệp và phát triển Nông thôn 4: 28-31. 4. Hoàng Xuân Quang, Trần Văn Kỳ, Nguyễn Văn Lẫm, Lê Đình Đôn (2008b).
Nghiên cứu định danh tác nhân bệnh đốm lá vi khuẩn cây cải ngọt (Brassica sinensis), Tạp chí bảo vệ thực vật 2: 13-16.
5. Lê Lương Tề (chủ biên) và các tác giả (2007). Giáo trình Bệnh cây chuyên khoa, NXB Nông nghiệp, Hà Nội.
6. Trần Thanh Tùng (1997). Những bệnh hại quan trọng trên một số loại rau trồng phổ biến tại TP. Hồ Chí Minh và biện pháp phòng trừ, Thông báo khoa học, Viện Khoa học kỹ thuật Nông nghiệp miền Nam.
7. Mai Thị Vinh (1998). Bệnh hại rau cải ở một số vùng trồng rau ngoại thành TP. Hồ Chí Minh, Thông báo khoa học, Viện Khoa học kỹ thuật Nông nghiệp miền Nam.
8. Viện Bảo vệ thực vật (1997). Phương pháp nghiên cứu bảo vệ thực vật, NXB Nông nghiệp, Hà Nội.
B) Tài liệu tiếng Anh
9. Alvarez A.M., Benedict A.A., Mizumoto C.Y., Hunter J.E. and Gabriel D.W. (1994). Serological, pathological, and genetic diversity among strains of
Xanthomonas campestris infecting crucifers, Phytopathology, 84: 1449- 1457.
Học viện Nông nghiệp Việt Nam – Luận văn Thạc sỹ Khoa học Nông nghiệp Page 51 10.Alvarez A. (2000). Black rot of crucifers, In: Slusarenko A., Fraser R.S.S and van Loon L.C. (eds), Mechanisms of resistance to plant diseases, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, pp 21-52.
11.Berg T., Tesoriero L. and Hailstones D.L. (2006). A multiplex real-time PCR assay for detection of Xanthomonas campestris from brassicas, Lett. Appl. Microbiol., 42: 624-630.
12.Bila J., Mortensen C.N., Andresen M., Vicente J.G. and Wulff E.G. (2013).
Xanthomonas campestris pv. campestris race 1 is the main causal agent of black rot of Brassicas in Southern Mozambique, African Journal of Biotechnology, 12(6): 602-610.
13.Bradbury J.F. (1986). Guide to plant pathogenic bacteria, International Mycological Institute, UK.
14.CABI-CAB International (2012). Xanthomonas campestris pv. campestris, DataSheet, UK.
15.Chitarra L.G., Langerak C.J., Bergervoet J.H.W. and van den Bulk R.W. (2002). Detection of the plant pathogenic bacterium Xanthomonas campestris pv. campestris in seed extracts of Brassica sp. applying fluorescent antibodies and flow cytometry, Cytometry, 47: 118-126.
16.Fargier E. and Manceau C. (2007). Pathogenicity assays restrict the species
Xanthomonas campestris into three pathovars and reveal nine races within X. campestris pv. campestris, Plant Pathology, 56: 805-818.
17.Gaetan S. and Lopez. N. (2005). First outbreak of bacterial leaf spot caused by Xanthomonas campestris on canola in Argentina, Plant Disease, 89: 683. 18.Gopalakrishnan C. and Artal R.B. (2013). Management of black-rot in
cauliflower caused by Xanthomonas campestris pv. campestris (Pammel) Dowson, Pest Management in Horticultural Ecosystems, 19(2): 220-224. 19.Gregersen T. (1978). Rapid method for distinction of gram negative from
gram-positive bacteria, Eur. J. Appl. Microbiol. Biotechnol., 5: 123-127. 20.Ignatov A., Sechler A., Schuenzel E.L., Irina V., Agarkova B., Oliver A.M.,
Học viện Nông nghiệp Việt Nam – Luận văn Thạc sỹ Khoa học Nông nghiệp Page 52 pv. campestrisin cruciferous weeds in Central Coastal California, Journal of Phytopathology, 97: 803-812.
21.Jensen B.D., Vicente J.G., Manandhar H.K. and Roberts S.J. (2007). An increasing risk for bacterial plant diseases in Northern Europe? Occurrence and diversity of Xanthomonas campestris pv. campestris in vegetable
Brassica fields in Nepal and identification of a new race, In: Plant Biotech Denmark. Copenhagen, Denmark, University of Copenhagen.
22.Jensen B.D., Vicente J.G., Manandhar H.K. and Roberts S.J. (2010). Occurrence and diversity of Xanthomonas campestris pv. campestris in vegetable brassica fields in Nepal, Plant Disease, 94(3): 298-305.
23.Köhl J., and van der Wolf J.M. (2005). Alternaria brassicicola and
Xanthomonas campestris pv. campestris in organic seed production of
Brassicae: 106 epidemiology and seed infection, Note 363, Plant Research International. Wageningen, Holland.
24.Krauthausen H.J., Laun N. and Wohanka W. (2011). Methods to reduce the spread of the black rot pathogen, Xanthomonas campestris pv. campestris, in
Brassica transplants, J. Plant Dis. Prot., 118: 7-16.
25.Lema M., Cartea M.E., Sotelo T., Velasco P. and Soengas P. (2012) Discrimination of Xanthomonas campestris pv. campestris races among strains from northwestern Spain by Brassica spp. genotypes and rep-PCR, Eur. J. Plant Pathol., 133: 159-169.
26.Luna C.L., Mariano R.L.R. and Souto-Maior A.M. (2002). Production of a biocontrol agent for crucifers black rot disease, Brazilian Journal of Chemical Engineering, 19(2): 133-140.
27.Massomo S.M., Hanne N., Mansfield-Giese K., Mabagala R.B., Hockenhull J. and Mortensen C.N. (2003). Identification and characterisation of
Xanthomonas campestris pv. campestris from Tanzania by pathogenicity tests, Biology, Eric- and Box-PCR and fatty acid methyl ester analysis, European Journal of Plant Pathology, 109: 775-789.
28.Massomo S.M., Mortensen C.N., Mabagala R.B., Newman M.A. and Hockenhull J. (2004). Biological control of black rot (Xanthomonas
Học viện Nông nghiệp Việt Nam – Luận văn Thạc sỹ Khoa học Nông nghiệp Page 53
campestris pv. campestris) of cabbage in Tanzania with Bacillus strains, Journal of Phytopathology, 152(2): 98-105.
29.Miller S.A., Sahin F. and Rowe R.C. (1996). Black rot of crucifers, Extension fact sheet HYG-3125-96, The Ohio State University, available online at: http://ohioline.osu.edu/hyg-fact/3000/3125.html.
30.Mohammad B. (1999). Black rot of cabbage and other crucifers, Integrated Pest Management, University of Illinois, US.
31.Mulema J.K., Vicente J.G., Pink D.A.C., Jackson A., Chacha D.O., Wasilwa L., Kinyua Z.M., Karanja D.K., Holub E.B. and Hand P. (2012). Characterisation of isolates that cause black rot of crucifers in East Africa, Eur. J. Plant Pathol., 133: 427-438.
32.Park Y.J., Lee B.M., Hahn J.H., Lee G.B., Park D.S. (2004). Sensitive and specific detection of Xanthomonas campestris pv. campestris by PCR using species-specific primers based on hrpF gene sequences, Microbiological Research, 159(4): 419-423.
33.Radunović D. and Balaž J. (2012). Occurrence of Xanthomonas campestris
pv. campestris (Pammel, 1895) Dowson 1939, on Brassicas in Montenegro, Pestic. Phytomed. (Belgrade), 27(2): 131-140.
34.Roberts S.J., Brough J., Hunter P.J. (2007). Modelling the spread of
Xanthomonas campestris pv. campestris in module-raised brassica transplants, Plant Pathology, 56(0): 391-401.
35.Roohie R.K. and Umesha S. (2012). Development of multiplex PCR for the specific detection of Xanthomonas campestris pv. campestris in cabbage and correlation with disease incidence, Journal of Plant Pathology and Microbiology, 3 (4): 24-27.
36.Schaad N.W. and Thaveechai N. (1983). Black rot of crucifers in Thailand, Plant Disease, 67: 1231-1234.
37.Schaad N.W (1988). Xanthomonas, In: Schaad N.W., ed., Laboratory Guide for Identification of Plant Pathogenic Bacteria, 2nd edition, St. Paul, Minnesota: American Phytopathological Society, pp.81-94.
Học viện Nông nghiệp Việt Nam – Luận văn Thạc sỹ Khoa học Nông nghiệp Page 54 38.Schaad N.W., Jones J.B. and Lacy G.H. (2001). Xanthomonas, Laboratory guide for identification of plant-pathogenic bacteria, American Phytopathological Society Press, St. Paul, US.
39.Seebold K., Bachi P. and Beale J. (2008). Black rot of crucifers, UK Cooperative Extension Service, University of Kentucky.
40.Shimelis H. (2005). Response of cabbage cultivars to black rot infection, African Crop Science Journal, 13(3): 185-192.
41.Simões T.H.N., Gonçalves E.R., Rosato Y.B. and Mehta A. (2007) Differentiation of Xanthomonas species by PCR-RFLP of rpfB and atpD genes, FEMS Microbiol. Lett., 271: 33-39.
42.Taylor J.D., Conway J., Roberts S.J., Astley D. and Vicente J.G. (2002). Sources and origin of resistance to Xanthomonas campestris pv. campestris
in brassica genomes, Phytopathology, 92(1): 105-111.
43.Qian W., Jia Y., Ren S.X., He Y.Q., Feng J.X., Lu L.F., Sun Q., Ying G., Tang D.J., Tang H., Wu W., Hao P., Wang L., Jiang B.L., Zeng S., Gu W.Y., Lu G., Rong L., Tian Y., Yao Z., Fu G., Chen B., Fang R., Qiang B., Chen Z., Zhao G.P., Tang J.L., He C. (2005). Comparative and functional genomic analyses of the pathogenicity of phytopathogen Xanthomonas campestris pv.
campestris, Genome Research, 15(6): 757-67.
44.Vauterin L., Hoste B., Kersters K. and Swings J. (1995). Reclassification of
Xanthomonas, International Journal of Systematic Bacteriology, 45(3): 472- 489.
45.Vicente J.G., Conway J., Roberts S.J., Taylor J.D. (2001). Identification and origin of Xanthomonas campestris pv. campestris races and related pathovars, Phytopathology, 91: 492-499.
46.Vicente J.G., Everett B., Roberts S.J. (2006). Identification of isolates that cause a leaf spot disease of brassicas as Xanthomonas campestris pv. raphani
and pathogenic and genetic comparison with related pathovars, Phytopathology, 96: 735-45.
Học viện Nông nghiệp Việt Nam – Luận văn Thạc sỹ Khoa học Nông nghiệp Page 55 47.Vicente J.G. and Holub E.B. (2012). Xanthomonas campestris pv. campestris
(cause of black rot of crucifers) in the genomic era is still a worldwide threat to brassica crops, Molecular Plant Pathology, 14(1): 2-18.
48.Walangululu J.M. and Mushagalusa G.N. (2000). The major pests of cabbage (Brassica oleracea var. capitata subs. sabauda) in Bukavu and around, International Journal of Systematic Bacteriology, 18: 55–57.
49.Williams P.H (1980). Black rot: a continuing threat to world crucifers, Plant Disease, 64(8): 736-742.
50.Zaccardelli M., Campanile F., Spasiano A. and Merighi M. (2007). Detection and identification of the crucifer pathogen, Xanthomonas campestris pv.
campestris, by PCR amplification of the conserved hrp/type III secretion system gene hrcC,European Journal of Plant Pathology, 118: 299-306. 51.Zaccardelli M., Campanile F., Moretti C. and Buonaurio R. (2008).
Characterization of italian populations of Xanthomonas campestris pv.
campestris using primers based on DNA repetitive sequences, Journal of Plant Pathology, 90(2): 375-381.
52.Zhao Y., Damicone J.P., Demezas D.H. and Bender C.L. (2000). Bacterial leaf spot diseases of leafy crucifers in Oklahoma caused by pathovars of
Học viện Nông nghiệp Việt Nam – Luận văn Thạc sỹ Khoa học Nông nghiệp Page 56