Khảo sát tính chất của enzyme lipase cố định trên vật liệu cellulose vi khuẩn

MỤC LỤC TÓM TẮT KHÓA LUẬN Lỗi! Thẻ đánh dấu không xác định NHIỆM VỤ KHÓA LUẬN TỐT NGHIỆP Lỗi! Thẻ đánh dấu không xác định LỜI CẢM ƠN i LỜI CAM ĐOAN Lỗi! Thẻ đánh dấu không xác định MỤC LỤC xiii DANH MỤC HÌNH xviii DANH MỤC BẢNG xx DANH MỤC CHỮ VIẾT TẮT xxi CHƯƠNG 1: MỞ ĐẦU 1 Đặt vấn đề Mục tiêu nghiên cứu 3 Đối tượng và phạm vi nghiên cứu Ý nghĩa khoa học và ý nghĩa thực tiễn Bố cục CHƯƠNG 2: TỔNG QUAN 2.1 Lipase tự 2.1.1 Giới thiệu 2.1.2 Nguồn gốc enzyme lipase 2.1.3 Cấu trúc hoạt động enzyme lipase 2.1.4 Tính chất enzyme lipase a Ảnh hưởng pH đến enzyme lipase b Ảnh hưởng nhiệt độ đến enzyme lipase d Cofactor xiii e Các phản ứng xúc tác 2.1.4 Ứng dụng 2.2 Cố định enzyme lipase 10 2.2.1 Giới thiệu 10 2.2.2 Các phương pháp cố định enzyme 11 a Phương pháp cố định enzyme liên kết ngang 12 b Phương pháp bao gói enzyme 12 c Phương pháp hấp phụ vật lý 12 2.2.3 Ứng dụng 13 2.3 Cellulose vi khuẩn (Bacterial cellulose – BC) 14 2.3.1 Giới thiệu 14 a Vi sinh vật sản xuất BC 16 b Các loại phản ứng nuôi cấy tạo BC 18 c Con đường sinh tổng hợp BC Gluconacetobacter xylinus (G xylinus) 19 2.3.4 Ứng dụng cellulose vi khuẩn 21 a Nguyên liệu thực phẩm 21 b Phụ gia thực phẩm 22 c Vật liệu đóng gói thực phẩm 23 d Băng kháng khuẩn chữa lành vết thương 23 e Cố định tế bào enzyme 24 2.3.5 Các phương pháp xử lý vật liệu BC 25 a Vật liệu BC bị oxy hóa 25 b Vật liệu nano tổng hợp alginate-BC 26 c Vật liệu BC dạng huyền phù giấy 27 xiv CHƯƠNG 3: NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU 31 3.1 Enzyme, vi sinh vật tạo BC, mơi trường nhân giớng hóa chất 31 3.1.1 Enzyme 31 3.1.2 Vi khuẩn tạo cellulose 31 3.1.3 Môi trường phân lập nhân giống G xylinus 31 3.1.4 Hóa chất 32 3.1.5 Các phương pháp phân lập nhân giống 32 3.1.6 Môi trường tạo BC 32 3.2 Quy trình thu nhận BC 33 3.3 Phương pháp cố định enzyme 35 3.3.1 Tiền xử lý BC phương pháp acetyl hóa (BCA) 35 3.3.2 Phương pháp cố định enzyme BC 38 3.4 Nội dung nghiên cứu 39 3.4.1 Khảo sát ảnh hưởng nồng độ iodine đến khả cố định lipase 40 a Khảo sát ảnh hưởng nồng độ iodine đến mức độ acetyl hóa 40 b Khảo sát khả cố định lipase vật liệu BCA 40 3.4.2 Khảo sát ảnh hưởng pH đến hoạt tính xúc tác lipase tự cố định 41 3.4.3 Khảo sát ảnh hưởng điều kiện nhiệt độ đến hoạt tính xúc tác lipase tự cố định 42 3.4.4 Khảo sát độ bền pH (pH stability) lipase tự cố định 43 3.4.5 Khảo sát độ bền nhiệt (thermal stability) lipase tự cố định 44 3.4.6 Xác định thông số động học lipase tự cố định 45 3.4.7 Khảo sát khả tái sử dụng và bảo quản lipase cố định 46 3.5 Phương pháp phân tích 48 xv 3.5.1 Xác định hàm lượng đường mẫu nước dừa 48 a Phương pháp xác định hàm lượng đường khử phương pháp so màu 3,5Dinitrosalicylic (DNS) 48 b Xác định đường tổng mẫu nước dừa phương pháp phenol-acid sulfuric 50 3.5.2 Xác định hoạt tính enzyme phương pháp chuẩn độ 52 3.5.3 Xác định phổ hấp thụ BC FTIR 54 3.5.4 Xác định hình thái bề mặt kính hiển vi điện tử quét phát xạ trường (FESEM) 55 3.5.5 Xác định hàm lượng protein theo phương pháp Lowry 56 3.5.6 Xác định pH 58 3.5.7 Xác định độ brix 58 3.5.8 Xác định độ dày BC thu được 59 3.5.9 Phương pháp xử lý số liệu 59 CHƯƠNG 4: KẾT QUẢ VÀ BÀN LUẬN 60 4.1 Khảo sát ảnh hưởng nồng độ iodine đến khả cố định lipase 60 a Khảo sát ảnh hưởng nồng độ iodine đến mức độ acetyl hóa 60 b Khảo sát khả cố định lipase vật liệu BCA 62 4.2 Khảo sát ảnh hưởng pH đến hoạt tính xúc tác lipase tự cớ định 66 4.3 Khảo sát ảnh hưởng điều kiện nhiệt độ đến hoạt tính xúc tác lipase tự cố định 68 4.4 Khảo sát độ bền pH (pH stability) lipase tự cố định 69 4.5 Khảo sát độ bền nhiệt (thermal stability) lipase tự cố định 70 4.6 Xác định thông số động học lipase tự cố định 72 4.7 Khảo sát khả tái sử dụng và bảo quản lipase cố định 74 xvi CHƯƠNG 5: KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 77 TÀI LIỆU THAM KHẢO 78 PHỤ LỤC 90 xvii DANH MỤC HÌNH Hình 2.1: Cấu trúc chiều enzyme lipase (Van Pouderoyen, 2001) Hình 2.2: Sơ đồ phản ứng enzyme lipase (Aravindan, 2007) Hình 2.3: Cơ chất lipase a) Loại ; b) Loại (Aravindan, 2007) Hình 2.4: Phản ứng thủy phân triacylglycerol xúc tác lipase (Jaeger cộng sự, 1994) Hình 2.5: Các phản ứng khác xúc tác lipase (Houde cộng sự, 2004) Hình 2.6: Các phương pháp cố định enzyme (Zhaoo cộng sự, 2105) 11 Hình 2.7: a) Phương pháp tạo liên kết ngang; b) Phương pháp bao gói; c) Phương pháp hấp phụ 11 Hình 2.8: Vật liệu cố định enzyme phương pháp hấp phụ (Jesionowski cộng sự, 2014) 13 Hình 2.9: Các mắt xích β-D-Glucose cellulose (Hồng, 2007) 15 Hình 2.10: Liên kết hydro BC (Esa cộng sự, 2014) 16 Hình 2.11: Con đường sinh hóa tổng hợp cellulose Gluconacetobacter xylinus (Ullah cộng sự, 2016) 20 Hình 2.12: Sơ đồ hình thành BC G.xylinus (Chawla cộng sự, 2009) 21 Hình 13: Nata-de-coco dạng thành phẩm (Halib, Amin, & Ahmad, 2012) 22 Hình 2.14: Qui trình cố định enzyme với vật liệu BC dạng màng ướt bị oxy hóa NaIO4 (Vasconcelos cộng sự, 2020) 26 Hình 2.15: Cơ chế q trình acetyl hóa cellulose (Cell-OH) sử dụng iodine 26 Hình 2.16: Sơ đồ quy trình thu hai vật liệu BC dạng giấy dạng huyền phù (BuruagaRamiro cộng sự, 2020) 27 Hình 2.17: Hai dạng cố định lipase vật liệu BCP BCS 28 Hình 2.18: Cơ chế q trình acetyl hóa cellulose (Cell-OH) sử dụng iodine 29 Hình 3.1: Sơ đồ qui trình thu nhận BC 34 Hình 3.2 : BC sau 5-7 ngày nuôi cấy 35 Hình 3.3: Tiền xử lý BC phương pháp acetyl hóa 36 Hình 3.4: a) Màng BC thu từ bình tam giác; b) Màng BC cắt theo khuôn; c) Màng BC xử lý NaOH; d) Màng BC xử lý NaOH sấy khô e) Màng BC acetyl hóa 37 xviii Hình 3.5: a) Phản ứng ester hóa anhydryde acetic BC với iodine chất xúc tác; b) Hỗn hợp sau phản ứng chuyển từ màu nâu sang không màu thêm (Na2S2O3.5H2O) 50% (w/v) 37 Hình 3.6: Sơ đồ tóm tắt nội dung nghiên cứu 39 Hình 3.7: Phản ứng acid 3,5 –Dinitrosalicylic (DNS) đường khử 48 Hình 3.8: Hình 3.8: Dung dịch sau xảy phản ứng acid 3,5-Dinitrosalicylic (DNS) đường khử có màu đỏ cam 49 Hình 3.9: Sơ đồ tổng quan phương pháp phenol sulfuric xác định đường tổng (Marie Viel cộng sự, 2018) 51 Hình 3.10: Dung dịch màu vàng phản ứng dẫn xuất furfural phenol 51 Hình 11: Dung dịch thu sau 57 Hình 4.1: Mẫu A1 (B); Mẫu A2 (D); Mẫu A3 (F); Mẫu A4 (H); Mẫu A5 (J); Mẫu (A6) (L); Mẫu A0 (N) 61 Hình 4.2: a) BC chưa acetyl hóa (A0) (b) BC acetyl hóa 0,125 mM (A1) (c) BC acetyl hóa 0,275 mM (d) BC acetyl hóa 0,375 mM 62 Hình 4.3: (a) Cố định enzyme lên vật liệu BC chưa xử lý acetyl hóa (EA0) (b); Cố định enzyme lên vật liệu BC acetyl hóa 0,275mM (EA4) 63 Hình 4.4: Đồ thị thể ảnh hưởng pH đến hoạt tính thủy phân enzyme lipase 67 Hình 4.5: Đồ thị thể ảnh hưởng nhiệt độ đến hoạt tính thủy phân enzyme lipase 68 Hình 4.6: Đồ thị thể ảnh hưởng nhiệt độ đến hoạt tính thủy phân enzyme lipase 69 Hình 4.7: Ảnh hưởng nhiệt độ khác đến độ bền lipase tự lipase lipase cố định 71 Hình 4.8: Đồ thị biểu diễn ảnh hưởng nồng độ dầu ô liu đến tốc độ phản ứng lipase tự (a) cố định (b); Đồ thị Lineweaver Bulk biểu diễn ảnh hưởng nồng độ dầu ô liu đến tốc độ phản ứng lipase tự (c) cố định (d) S: nồng độ chất (g/mL); V: vận tốc ban đầu (U/mg protein) 73 Hình 4.9: Đồ thị thể khả bảo quản lipase tự cố định ℃ 75 Hình 4.10: Đồ thị thể khả tái sử dụng lipase cố định 15 ngày 75 xix DANH MỤC BẢNG Bảng 2.1: So sánh đặc tính cellulose vi khuẩn thực vật (Wang cộng sự, 2019) 16 Bảng 2.2: Các chủng vi khuẩn sản xuất BC với cấu trúc vai trò sinh học khác (Wang cộng sự, 2019) 17 Bảng 2.3: Ứng dụng vật liệu tổng hợp từ BC công nghiệp thực phẩm 23 Bảng 3.1: Thành phần môi trường nuôi cấy phân lập G xylinus (Nguyễn, 2008)………………………………………………………………………………………… 32 Bảng 3.2: Thành phần môi trường tạo BC 33 Bảng 3.3: Tóm tắt mức nồng độ iodine thí nghiệm 40 Bảng 3.4: Tóm tắt thí nghiệm khảo sát pH 42 Bảng 3.5: Tóm tắt thí nghiệm khảo sát điều kiện nhiệt độ 43 Bảng 3.6: Tóm tắt mức pH xác định độ bền lipase tự cớ định 44 Bảng 3.7: Tóm tắt nhiệt độ xác định độ bền enzyme tự enzyme cố định 45 Bảng 3.8: Mẫu chuẩn bị thí nghiệm 46 Bảng 3.9: Tóm tắt điều kiện khảo sát bảo quản thí nghiệm 47 Bảng 3.10: Pha loãng mẫu glucose đường chuẩn 50 Bảng 3.11: Nồng độ đường chuẩn glucose (100 mg/L) 52 Bảng 3.12: Pha loãng mẫu protein đường chuẩn 58 Bảng 4.1: Kết khảo sát ảnh hưởng nồng độ iodine đến hoạt tính enzyme………………………… 64 Bảng 4.2: Các thơng số động học lipase tự cố định 72 xx DANH MỤC CHỮ VIẾT TẮT BC (Bacterial cellulose): Cellulose vi khuẩn BCA: BC acetyl hóa BCP (Bacterial cellulose paper): Cellulose vi khuẩn dạng giấy BCS (Bacterial cellulose suspension): Huyền phù cellulose vi khuẩn CLEs (Cross-linking enzymes): Các enzyme cố định liên kết ngang khơng hịa tan DNS: 3,5-Dinitro Salicylic acid FDA (Food and Drug Administration): Cục quản lý Thực phẩm và Dược phẩm Hoa Kỳ FE-SEM (Field Emission Scanning Electron Microscopy): Kính hiển vi điện tử quét phát xạ trường FTIR (Fourrier Transformation InfraRed ): Máy quang phổ hồng ngoại 10 G xylinus: Gluconacetobacter xylinus 11 GA: Glutaraldehyde 12 MTL: Môi trường lỏng 13 MTR: Môi trường rắn 14 UDP – glucose: Uridine diphosphate glucose xxi TÓM TẮT KHÓA LUẬN Việc cố định lipase trở thành chất xúc tác ổn định có khả tái sử dụng sản xuất cơng nghiệp mang lại tính kinh tế cao Nghiên cứu tập trung khảo sát tính chất enzyme lipase cố định vật liệu cellulose vi khuẩn (BC) xử lý acetyl hóa nồng độ iodine khác Thơng qua phương pháp phân tích FTIR FE-SEM để đánh giá hình thái bề mặt nhận diện nhóm chức có mặt vật liệu tương thích với lipase Sử dụng phương pháp xác định hoạt tính thủy phân lipid lipase tự cố định nhằm đánh giá các yếu tố bao gồm ảnh hưởng nhiệt độ pH; độ bền nhiệt và pH và xác định thông số động học lipase tự cố định Cuối cùng, khảo sát và đánh giá khả tái sử dụng bảo quản enzyme lipase cố định vật liệu cellulose vi khuẩn Từ đó, lựa chọn mức độ acetyl tối ưu để cố định lipase đạt hiệu suất thủy phân cao Kết nghiên cứu cho thấy lipase cố định BC nồng độ iodine 0.275 mM có hoạt tính thủy phân cao Đồng thời, lipase cố định có khả tái sử dụng nhiều lần mà trì hoạt tính ổn định, sau 30 chu kì phản ứng mà hoạt tính lipase cố định cao và chưa có dấu hiệu giảm xuống xxii 26 Esa, F., Tasirin, S M., & Abd Rahman, N (2014) Overview of bacterial cellulose production and application Agriculture and Agricultural Science Procedia, 2, 113-119 27 Evans, B R., O'Neill, H M., Malyvanh, V P., Lee, I., & Woodward, J (2003) Palladium-bacterial cellulose membranes for fuel cells Biosensors and Bioelectronics, 18(7), 917-923 28 Favi, P M., Ospina, S P., Kachole, M., Gao, M., Atehortua, L., & Webster, T J (2016) Preparation and characterization of biodegradable nano hydroxyapatite–bacterial cellulose composites with well-defined honeycomb pore arrays for bone tissue engineering applications Cellulose, 23(2), 1263–1282 29 Fürsatz, M., Skog, M., Sivlér, P., Palm, E., Aronsson, C., Skallberg, A., Aili, D (2018) Functionalization of bacterial cellulose wound dressings with the antimicrobial peptide ε-poly-L-Lysine Biomedical Materials, 13(2), 025014 30 Gindl, W., & Keckes, J (2004) Tensile properties of cellulose acetate butyrate composites reinforced with bacterial cellulose Composites Science and Technology, 64(15), 2407-2413 31 Gorgieva, S., & Trček, J (2019) Bacterial cellulose: Production, modification and perspectives in biomedical applications Nanomaterials, 9(10), 1352 32 Guo, Z., Bai, S., & Sun, Y (2003) Preparation and characterization of immobilized lipase on magnetic hydrophobic microspheres Lipase and Microbial Technology, 32(7), 776-782 33 Halib, N., Amin, M., & Ahmad, I (2012) Physicochemical properties and characterization of nata de coco from local food industries as a source of cellulose Sains Malaysiana, 41(2), 205-211 34 Havrdova, M., Polakova, K., Skopalik, J., Vujtek, M., Mokdad, A., Homolkova, M., & Zboril, R (2014) Field emission scanning electron microscopy (FE-SEM) as an approach for nanoparticle detection inside cells Micron, 67, 149-154 35 Hsieh, J.-T., Wang, M.-J., Lai, J.-T., & Liu, H.-S (2016) A novel static cultivation of bacterial cellulose production by intermittent feeding strategy Journal of the Taiwan Institute of Chemical Engineers, 63, 46-51 81 36 Inoue, B S., Streit, S., dos Santos Schneider, A L., & Meier, M M (2020) Bioactive bacterial cellulose membrane with prolonged release of chlorhexidine for dental medical application International journal of biological macromolecules, 148, 1098-1108 37 Iik, C., Arabaci, G., Doaỗ, Y I., Deveci, ., & Teke, M (2019) Synthesis and characterization of electrospun PVA/Zn2+ metal composite nanofibers for lipase immobilization with effective thermal, pH stabilities and reusability Materials Science and Engineering: C, 99, 1226-1235 38 Ismail, A R., & Baek, K H (2020) Lipase immobilization with support materials, preparation techniques, and applications: Present and future aspects International Journal of Biological Macromolecules 39 spirli Doaỗ, Y., Deveci, İ., Mercimek, B., & Teke, M (2017) A comparative study for lipase immobilization onto alginate based composite electrospun nanofibers with effective and enhanced stability International Journal of Biological Macromolecules, 96, 302–311 40 Jaeger , K E., Dijkstra, B W., & Reetz, M T (1999) Bacterial biocatalysts: molecular biology, three-dimensional structures, and biotechnological applications of lipases Annual Reviews in Microbiology, 53(1), 315-351 41 Jaeger, K E., Ransac, S., Dijkstra, B W., Colson, C., van Heuvel, M., & Misset, O (1994) Bacterial lipases FEMS microbiology reviews, 15(1), 29-63 42 Jesionowski, T., Zdarta, J., & Krajewska, B (2014) Enzyme immobilization by adsorption: A review Adsorption, 20(5-6), 801-821 43 Jiang, Y., Liu, H., Wang, L., Zhou, L., Huang, Z., Ma, L., & Gao, J (2019) Viruslike organosilica nanoparticles for lipase immobilization: characterization and biocatalytic applications Biochemical Engineering Journal, 144, 125-134 44 Jonas, R., & Farah, L F (1998) Production and application of microbial cellulose Polymer Degradation and Stability, 59(1-3), 101–106 45 Kharrat, N., Ali, Y B., Marzouk, S., Gargouri, Y T., & Karra-Châabouni, M (2011) Immobilization of Rhizopus oryzae lipase on silica aerogels by adsorption: Comparison with the free enzyme Process Biochemistry, 46(5), 1083-1089 82 46 Kim, D.-Y., Nishiyama, Y., & Kuga, S (2002) Surface acetylation of bacterial cellulose Cellulose, 9(3-4), 361-367 47 Kim, H J., Jin, J N., Kan, E., Kim, K J., & Lee, S H (2017b) Bacterial cellulosechitosan composite hydrogel beads for lipase immobilization Biotechnology and Bioprocess Engineering, 22(1), 89-94 48 Kim, H J., Park, S., Kim, S H., Kim, J H., Yu, H., Kim, H J., & Lee, S H (2015) Biocompatible cellulose nanocrystals as supports to immobilize lipase Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, 122, 170-178 49 Kim, J H., Park, S., Kim, H., Kim, H J., Yang, Y H., Kim, Y H., & Lee, S H (2017a) Alginate/bacterial cellulose nanocomposite beads prepared using Gluconacetobacter xylinus and their application in lipase immobilization Carbohydrate polymers, 157, 137-145 50 Kongruang, S (2007) Bacterial cellulose production by Acetobacter xylinum strains from agricultural waste products In Biotechnology for Fuels and Chemicals (pp 763774): Springer 51 Konwar, B K., & Sagar, K (2018) Lipase: an industrial enzyme through metagenomics CRC Press 52 Krohn, R I (2005) The Colorimetric Detection and Quantitation of Total Protein Current Protocols in Toxicology 53 Krystynowicz, A., Czaja, W., Wiktorowska-Jezierska, A., Gonỗalves-Mikiewicz, M., Turkiewicz, M., & Bielecki, S (2002) Factors affecting the yield and properties of bacterial cellulose Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology, 29(4), 189195 54 Kujur, M., & Kumar Patel, A (2014) Kinetics of soil enzyme activities under different ecosystems: An index of soil quality Chilean journal of agricultural research, 74(1), 96-104 55 Li, J., Zhang, L.-P., Peng, F., Bian, J., Yuan, T.-Q., Xu, F., & Sun, R.-C (2009) Microwave-assisted solvent-free acetylation of cellulose with acetic anhydride in the presence of iodine as a catalyst Molecules, 14(9), 3551-3566 83 56 Li, Y., Gao, F., Wei, W., Qu, J B., Ma, G H., & Zhou, W Q (2010) Pore size of macroporous polystyrene microspheres affects lipase immobilization Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, 66(1-2), 182-189 57 Liu, C H., Lin, Y H., Chen, C Y., & Chang, J S (2009) Characterization of Burkholderia lipase immobilized on celite carriers Journal of the Taiwan Institute of Chemical Engineers, 40(4), 359-363 58 Luo, M T., Li, H L., Huang, C., Zhang, H R., Xiong, L., Chen, X F., & Chen, X D (2018) Cellulose-based absorbent production from bacterial cellulose and acrylic acid: Synthesis and performance Polymers, 10(7), 702 59 Malcata, F X., Reyes, H R., Garcia, H S., Hill, C G., & Amundson, C H (1990) Immobilized lipase reactors for modification of fats and oils—a review Journal of the American Oil Chemists’ Society, 67(12), 890-910 60 Marsden, W L., Gray, P P., Nippard, G J., & Quinlan, M R (1982) Evaluation of the DNS method for analysing lignocellulosic hydrolysates Journal of Chemical Technology and Biotechnology, 32(7‐12), 1016-1022 61 Mateo, C., Palomo, J M., Fernandez-Lorente, G., Guisan, J M., & Fernandez-Lafuente, R (2007) Improvement of lipase activity, stability and selectivity via immobilization techniques Lipase and microbial technology, 40(6), 1451-1463 62 Misset, O., & van Dijk, A (1998) Diagnosing the inactivating process of lipases In Progress in biotechnology (Vol 15, pp 3-18) Elsevier 63 Mohite, B V., & Patil, S V (2014) A novel biomaterial: bacterial cellulose and its new era applications Biotechnology and Applied Biochemistry, 61(2), 101-110 64 Moniri, M., Boroumand Moghaddam, A., Azizi, S., Abdul Rahim, R., Bin Ariff, A., Zuhainis Saad, W., Mohamad, R (2017) Production and status of bacterial cellulose in biomedical engineering Nanomaterials, 7(9), 257 65 Monteiro, R R., Lima, P J., Pinheiro, B B., Freire, T M., Dutra, L M., Fechine, P., & Fernandez-Lafuente, R (2019) Immobilization of lipase A from Candida antarctica onto chitosan-coated magnetic nanoparticles International journal of molecular sciences, 20(16), 4018 84 66 Nascimento, D M., Nunes, Y L., Figueirêdo, M C., de Azeredo, H M., Aouada, F A., Feitosa, J P., Dufresne, A (2018) Nanocellulose nanocomposite hydrogels: technological and environmental issues Green Chemistry, 20(11), 2428-2448 67 Nestorson, A., Neoh, K G., Kang, E T., Järnström, L., & Leufvén, A (2008) Enzyme immobilization in latex dispersion coatings for active food packaging Packaging Technology and Science: An International Journal, 21(4), 193-205 68 Nguyen, V T., Flanagan, B., Gidley, M J., & Dykes, G A (2008) Characterization of cellulose production by a Gluconacetobacter xylinus strain from Kombucha Current Microbiology, 57(5), 449 69 Nguyen, V., Gidley, M., & Dykes, G (2008) Potential of a nisin-containing bacterial cellulose film to inhibit Listeria monocytogenes on processed meats Food microbiology, 25(3), 471-478 70 Nikolic, T., Kostic, M., Praskalo, J., Pejic, B., Petronijevic, Z., & Skundric, P (2010) Sodium periodate oxidized cotton yarn as carrier for immobilization of trypsin Carbohydrate Polymers, 82(3), 976-981 71 Nisha, S., Karthick, S A., & Gobi, N (2012) A review on methods, application and properties of immobilized lipase Chemical Science Review and Letters, 1(3), 148-155 72 Okiyama, A., Motoki, M., & Yamanaka, S (1993) Bacterial cellulose IV Application to processed foods Food Hydrocolloids, 6(6), 503-511 73 Pandey, A., Benjamin, S., Soccol, C R., Nigam, P., Krieger, N., & Soccol, V T (1999) The realm of microbial lipases in biotechnology Biotechnology and applied biochemistry, 29(2), 119-131 74 Park, J K., Jung, J Y., & Khan, T (2009) Bacterial cellulose Handbook of Hydrocolloids, 724–739 75 Radotić, K., & Mićić, M (2016) Methods for extraction and purification of lignin and cellulose from plant tissues In Sample preparation techniques for soil, plant, and animal samples (pp 365-376) Humana Press, New York, NY 76 Rajwade, J., Paknikar, K., & Kumbhar, J (2015) Applications of bacterial cellulose and its composites in biomedicine Applied microbiology and biotechnology, 99(6), 24912511 85 77 Rapley, R., & Whitehouse, D (Eds.) (2015) Molecular biology and biotechnology Royal Society of Chemistry, 495-496 78 Ray, A (2012) Application of lipase in industry Asian Journal of Pharmacy and technology, 2(2), 33-37 79 Rodrigues, R C., Virgen-Ortíz, J J., Dos Santos, J C., Berenguer-Murcia, Á., Alcantara, A R., Barbosa, O., & Fernandez-Lafuente, R (2019) Immobilization of lipases on hydrophobic supports: immobilization mechanism, advantages, problems, and solutions Biotechnology advances, 37(5), 746-770 80 Rosenau, F., Tommassen, J., & Jaeger, K E (2004) Lipase‐specific foldases Chembiochem, 5(2), 152-161 81 Sandoval, G (2018) Lipases and phospholipases Springer New York.1.2 82 Santos, S M., Carbajo, J M., Quintana, E., Ibarra, D., Gomez, N., Ladero, M., & Villar, J C (2015) Characterization of purified bacterial cellulose focused on its use on paper restoration Carbohydrate polymers, 116, 173-181 83 Seth, S., Chakravorty, D., Dubey, V K., & Patra, S (2014) An insight into plant lipase research–challenges encountered Protein Expression and Purification, 95, 13-21 84 Shah, N., Ul-Islam, M., Khattak, W A., & Park, J K (2013) Overview of bacterial cellulose composites: a multipurpose advanced material Carbohydrate polymers, 98(2), 1585-1598 85 Shao, W., Liu, H., Liu, X., Wang, S., Wu, J., Zhang, R., et al (2015) Development of silver sulfadiazine loaded bacterial cellulose/sodium alginate composite films with enhanced antibacterial property Carbohydrate Polymers, 132, 351–358 86 Shi, Z., Zhang, Y., Phillips, G O., & Yang, G (2014) Utilization of bacterial cellulose in food Food Hydrocolloids, 35, 539-545 87 Shoda, M., & Sugano, Y (2005) Recent advances in bacterial cellulose production Biotechnology and Bioprocess Engineering, 10(1), 88 Silva, V C F da, Contesini, F J., & Carvalho, P de O (2008) Characterization and catalytic activity of free and immobilized lipase from Aspergillus niger: a comparative study Journal of the Brazilian Chemical Society, 19(8), 1468–1474 86 89 Singh, A K., & Mukhopadhyay, M (2012) Overview of fungal lipase: a review Applied biochemistry and biotechnology, 166(2), 486-520 90 Suratago, T., Taokaew, S., Kanjanamosit, N., Kanjanaprapakul, K., Burapatana, V., & Phisalaphong, M (2015) Development of bacterial cellulose/alginate nanocomposite membrane for separation of ethanol–water mixtures Journal of Industrial and Engineering Chemistry, 32, 305-312 91 Szymańska-Chargot, M., Cybulska, J., & Zdunek, A (2011) Sensing the structural differences in cellulose from apple and bacterial cell wall materials by Raman and FTIR spectroscopy Sensors, 11(6), 5543-5560 92 Tang, Z.-X., Qian, J.-Q., & Shi, L.-E (2007) Characterizations of immobilized neutral lipase on chitosan nano-particles Materials Letters, 61(1), 37–40 93 Thomson, C A., Delaquis, P J., & Mazza, G (1999) Detection and measurement of microbial lipase activity: a review Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 39(2), 165-187 94 Thongprajukaew, K., Choodum, A., Sa-E, B., & Hayee, U (2014) Smart phone: a popular device supports amylase activity assay in fisheries research Food chemistry, 163, 87-91 95 Tijskens, L M M., Greiner, R., Biekman, E S A., & Konietzny, U (2001) Modeling the effect of temperature and pH on activity of lipases: the case of phytases Biotechnology and bioengineering, 72(3), 323-330 96 Treichel, H., de Oliveira, D., Mazutti, M A., Di Luccio, M., & Oliveira, J V (2010) A review on microbial lipases production Food and bioprocess technology, 3(2), 182-196 97 Ul-Islam, M., Shah, N., Ha, J H., & Park, J K (2011) Effect of chitosan penetration on physico-chemical and mechanical properties of bacterial cellulose Korean Journal of Chemical Engineering, 28(8), 1736–1743 98 Ullah, H., Santos, H A., & Khan, T (2016a) Applications of bacterial cellulose in food, cosmetics and drug delivery Cellulose, 23(4), 2291–2314 99 Ullah, H., Wahid, F., Santos, H A., & Khan, T (2016b) Advances in biomedical and pharmaceutical applications of functional bacterial cellulose-based nanocomposites Carbohydrate polymers, 150, 330-352 87 100 van Beilen, J B., & Li, Z (2002) Enzyme technology: an overview Current Opinion in biotechnology, 13(4), 338-344 101 Vasconcelos, N F., Andrade, F K., Vieira, L d A P., Vieira, R S., Vaz, J M., Chevallier, P., de Freitas Rosa, M (2020) Oxidized bacterial cellulose membrane as support for lipase immobilization: properties and morphological features Cellulose, 1-29 102 Verma, N., Thakur, S., & Bhatt, A K (2012) Microbial lipases: industrial applications and properties (a review) Int Res J Biol Sci, 1(8), 88-92 103 Wang, J., Tavakoli, J., & Tang, Y (2019) Bacterial cellulose production, properties and applications with different culture methods–A review Carbohydrate polymers, 219, 6376 104 Wang, L., Marciello, M., Estévez‐Gay, M., Soto Rodriguez, P E., Luengo Morato, Y., Iglesias‐Fernández, J., & Sanchez, S (2020) Lipase Conformation Influences the Performance of Lipase‐powered Nanomotors Angewandte Chemie, 132(47), 2126621273 105 Watanabe, K., Tabuchi, M., Morinaga, Y., & Yoshinaga, F (1998) Structural features and properties of bacterial cellulose produced in agitated culture Cellulose, 5(3), 187 106 Whitehurst, R J., & Van Oort, M (Eds.) (2009) Enzymes in food technology John Wiley & Sons 107 Wu, S C., Wu, S M., & Su, F M (2017) Novel process for immobilizing an enzyme on a bacterial cellulose membrane through repeated absorption Journal of Chemical Technology & Biotechnology, 92(1), 109-114 108 Wu, S.-C., & Lia, Y.-K (2008) Application of bacterial cellulose pellets in lipase immobilization Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, 54(3-4), 103-108 109 Xie, T., Wang, A., Huang, L., Li, H., Chen, Z., Wang, Q., & Yin, X (2009) Recent advance in the support and technology used in lipase immobilization African Journal of Biotechnology, 8(19) 110 Yang, L., Wang, C., Chen, L., Wang, X., Cui, P., & Zhang, T (2017) Effect of aldehydes crosslinkers on properties of bacterial cellulose-poly (vinyl alcohol)(BC/PVA) nanocomposite hydrogels Fibers and Polymers, 18(1), 33-40 88 111 Ye, P., Jiang, J., & Xu, Z K (2007) Adsorption and activity of lipase from Candida rugosa on the chitosan-modified poly (acrylonitrile-co-maleic acid) membrane surface Colloids and surfaces B: Biointerfaces, 60(1), 62-67 112 Yordshahi, A S., Moradi, M., Tajik, H., & Molaei, R (2020) Design and preparation of antimicrobial meat wrapping nanopaper with bacterial cellulose and postbiotics of lactic acid bacteria International Journal of Food Microbiology, 321, 108561 113 Yu, B., Cheng, H., Zhuang, W., Zhu, C., Wu, J., Niu, H., & Ying, H (2019) Stability and repeatability improvement of horseradish peroxidase by immobilization on aminofunctionalized bacterial cellulose Process biochemistry, 79, 40-48 114 Zdarta, J., Meyer, A S., Jesionowski, T., & Pinelo, M (2018) A general overview of support materials for enzyme immobilization: characteristics, properties, practical utility Catalysts, 8(2), 92 115 Zeng, H., Liao, K., Deng, X., Jiang, H., & Zhang, F (2009) Characterization of the lipase immobilized on Mg–Al hydrotalcite for biodiesel Process Biochemistry, 44(8), 791–798 116 Zhao, X., Qi, F., Yuan, C., Du, W., & Liu, D (2015) Lipase-catalyzed process for biodiesel production: Lipase immobilization, process simulation and optimization Renewable and Sustainable Energy Reviews, 44, 182-197 117 Zhong, Q., & Glatz, C E (2006) Enzymatic assay method for evaluating the lipase activity in complex extracts from transgenic corn seed Journal of agricultural and food chemistry, 54(9), 3181-3185 118 Zhu, H., Jia, S., Yang, H., Tang, W., Jia, Y., & Tan, Z (2010) Characterization of bacteriostatic sausage casing: A composite of bacterial cellulose embedded with ɛpolylysine Food Science and Biotechnology, 19(6), 1479-1484 89 PHỤ LỤC Bảng 1: Số liệu vẽ đồ thị hình 4.4 Enzyme tự (5 mg) Hoạt tính pH Enzyme cố định (5 mg) Hoạt tính tương Sai số tương đối (%) Sai số đối (%) 9.1 3.3 10.5 1.3 46.4 9.0 30.9 1.3 76.2 3.1 65.5 2.3 95.5 4.0 88.1 2.3 74.1 7.7 62.5 1.3 48.3 5.4 43.7 1.3 10 35.0 3.4 18.1 2.3 11 7.2 3.1 9.8 1.3 Bảng 2: Sớ liệu vẽ đồ thị hình 4.5 Điều kiện nhiệt độ Enzyme tự (5 Enzyme cố định (5 mg) mg) Hoạt tính tương Hoạt Sai số đối (%) tính tương Sai số đối (%) 20 8.8 3.0 3.8 1.3 30 36.8 5.3 13.5 2.3 37 96.5 3.0 88.0 2.3 50 87.7 3.0 65.4 2.3 60 77.0 4.1 55.7 1.3 70 73.4 2.2 47.4 2.3 80 48.3 5.2 36.1 2.3 Bảng 3: Sớ liệu vẽ đồ thị hình 4.6 Enzyme tự (5 mg) Hoạt tính pH Enzyme cố định (5 mg) Hoạt tính tương Sai số tương đối (%) Sai số đối (%) 9.3 6.5 51.1 3.4 18.1 6.2 61.7 1.3 74.8 5.4 76.0 1.3 96.6 3.7 87.2 1.3 94.1 3.3 85.7 2.3 76.8 2.7 76.7 2.3 10 62.2 3.8 72.2 2.3 11 24.9 3.2 45.9 4.7 Bảng 4: Số liệu vẽ đồ thị hình 4.7 Điều kiện nhiệt độ Enzyme tự (5 Enzyme cố định (5 mg) mg) Hoạt tính tương Hoạt Sai số đối (%) tính tương Sai số đối (%) 20 91.1 4.3 82.1 1.3 30 92.2 1.5 81.3 1.3 37 96.2 3.9 82.8 2.2 50 85.2 3.1 74.8 3.3 60 22.5 3.3 75.5 1.3 70 8.6 3.0 48.7 3.3 80 10.5 5.1 47.9 2.2 Bảng 5: Số liệu vẽ đồ thị hình 4.8 Hình 4.8.a) Enzyme tự 5mg Mean SD (U/mg) (U/mg) 0.00 0.00 1.34 0.07 1.52 0.03 1.65 0.05 1.77 0.06 1.86 0.08 1.89 0.03 1.89 0.08 Hình 4.8.b) Enzyme cố định 5mg Nồng độ Mean SD (U/mg) (U/mg) 0.00 0.00 0.3 1.21 0.02 0.4 1.40 0.02 0.5 1.59 0.04 0.6 1.69 0.02 0.7 1.78 0.02 0.8 1.85 0.02 0.9 1.93 0.02 chất (g/mL) Hình 4.8.c) 1/S 1/V SD 3.33 0.75 0.04 2.50 0.66 0.01 2.00 0.61 0.02 1.67 0.57 0.02 1.43 0.54 0.02 1.25 0.53 0.01 1.11 0.53 0.02 Hình 4.8.d) 1/S 1/V SD 3.33 0.83 0.02 2.50 0.71 0.01 2.00 0.63 0.02 1.67 0.59 0.01 1.43 0.56 0.01 1.25 0.54 0.01 1.11 0.52 0.01 Bảng 5: Số liệu vẽ đồ thị 4.9 Thời Enzyme tự (5 mg) Enzyme cố định (5 mg) gian bảo quản Hoạt tính (ngày) tương đối (%) Sai số Hoạt tính tương Sai số đối (%) 96.5 3.0 95.4 1.4 96.5 2.3 91.4 1.4 50.4 6.8 95.0 2.8 10 25.4 4.4 91.0 2.4 15 9.7 4.2 90.6 1.4 Bảng 6: số liệu vẽ đồ thị bảng 4.10 Enzyme cố định (5mg) Hoạt tính Lần tương đối (%) (%) SD (%) 95.37 1.37 92.22 2.36 87.49 2.36 88.28 1.37 87.49 2.36 88.28 2.73 96.95 2.36 89.85 2.36 88.28 2.73 10 84.34 1.37 11 88.28 2.73 12 83.55 2.73 13 97.73 2.73 14 100.10 1.37 15 89.06 4.92 16 84.34 1.37 17 95.37 1.37 18 93.79 3.61 19 88.28 5.95 20 86.70 1.37 21 89.06 1.37 22 96.16 1.37 23 96.95 2.36 24 87.49 6.26 25 93.01 2.73 26 92.22 2.36 27 93.79 1.37 28 93.01 1.37 29 96.16 3.61 30 93.79 2.73 ... Đề tài:” Khảo sát tính chất enzyme lipase cố định vật liệu cellulose thu nhận từ vi khuẩn? ?? gồm nội dung cụ thể sau: - Khảo sát ảnh hưởng nồng độ iodine đến khả cố định lipase - Khảo sát ảnh hưởng... nào gắn tất vật liệu cố định Để trình cố định diễn hiệu lực enzyme vật liệu cố định phải đủ lớn, nhóm chức để tạo tương tác vật liệu cố định enzyme cần thiết Để chọn vật liệu cố định thích... nồng độ iodine khác hoạt tính thủy phân lipid enzyme lipase tự cố định Đề tài thực giới hạn phạm vi khảo sát hoạt tính enzyme lipase tự enzyme cố định vật liệu cellulose vi khuẩn phương pháp acetyl