(Đơn vị: ppm) Độ ẩm Nhiệt độ 80% 60% 50% 25oC 37oC 25oC 37 oC 25oC 37 oC SSSM 0,466 0,242 0,014 0,004 0,283 0,163 SSS 0,851 0,592 0,227 0,181 0,962 0,794 SSP 0,982 0,775 0,446 0,338 0,873 0,615
Bảng 3.14: Hiệu quả phân hủy Cartap của Biomix sau 30 ngày ủ tại các độ ẩm
và nhiệt độ khác nhau Độ ẩm Nhiệt độ 80% 60% 50% 25oC 37oC 25oC 37 oC 25oC 37 oC SSSM 95,34% 97,58% 99,86% 99,96% 97,17% 98,37% SSS 91,49% 94,08% 97,73% 98,19% 90,38% 92,06% SSP 90,18% 92,25% 95,34% 96,62% 91,27% 93,85%
- Ở tất cả các Biomix, hiệu quả phân huỷ Cartap đạt cao nhất sau thời gian phân huỷ 15 ngày, ở nhiệt độ 37oC và độ ẩm 60%. Cho đến sau 30 ngày, ở nhiệt độ 37oC và độ ẩm 60%, nồng độ Cartap còn lại trong Biomix SSSM chỉ còn 0,004 ppm đạt hiệu quả lên tới 99,96%, SSS còn 0,181 ppm đạt hiệu quả 98,19% và SSP còn 0,338 ppm đạt hiệu quả 96,62%.
- Cũng như đối với 2,4D, hiệu quả phân huỷ Cartap của Biomix SSSM là cao hơn so với SSS và SSP trong cùng một điều kiện về độ ẩm, nhiệt độ và thời gian phân huỷ. Điều này được lý giải như với 2,4D.
Trong nghiên cứu này, các kết quả đạt được cho thấy việc bổ sung chủng nấm mốc Penicillium chrysogenum N2 có khả năng phân huỷ lignin cao vào Biomix sẽ
giúp thúc đẩy quá trình phân hủy HCBVTV diễn ra nhanh hơn và đạt hiệu quả cao hơn. Hơn nữa, hồn tồn có thể sử dụng bã thải trồng nấm sò làm nguyên liệu thay thế than bùn giúp vừa đạt hiệu quả cao hơn lại phù hợp với điều kiện sản xuất nông nghiệp của Việt Nam, tận dụng phế phụ phẩm trong nông nghiệp, đơn giản, tiết kiệm chi phí góp phần bảo vệ mơi trường.
3.5. Sự biến động các thơng số lý hố và hiệu quả xử lý 2,4D và Cartap của mơ hình Biobed trong PTN mơ hình Biobed trong PTN
Tiến hành xây dựng mơ hình Biobed trong PTN theo phương pháp được trình bày ở mục 2.2.7. Đồng thời theo dõi sự rò rỉ nước và sự biến động của một số thơng số lý hố như nhiệt độ (Hình 3.19), pH (Hình 3.10) và độ ẩm (Hình 3.111) cũng như hiệu quả phân hủy 2,4D và Cartap của các mơ hình Biobed (Bảng 3.15) trong suốt q trình hoạt động.
3.5.1. Sự rị rỉ nước của Biomix trong Biobed
Lượng nước trong Biobed chủ yếu là do việc phun vào Biomix đến khi đạt độ ẩm 60%. Tiếp theo là do việc phun HCBVTV với nồng độ 2,4D và Cartap đều là 10 ppm vào Biomix. Thuốc được phun một lần duy nhất. Lượng nước bổ sung vào Biobed định kỳ là 200 ml/3 ngày, với mục đích duy trì nước cho lớp cỏ phía trên phát triển bình thường. Hệ thống Biobed được đặt trong sân có mái che nên không bị tác động trực tiếp của lượng nước mưa.
Cân bằng nước:
Nước phun HCBVTV (2 lít) + Nước tưới lớp cỏ (200 ml/3 ngày) = Lượng nước trong Biobed + Lượng nước bốc hơi.
Tiến hành phun dung dịch một cách từ từ để thấm đều trên tồn bộ hệ biobed. Khơng phát hiện thấy hiện tượng rò rỉ nước từ các hệ thống Biobed.
3.5.2. Sự biến động về nhiệt độ của Biomix trong Biobed
Sau 15 ngày ủ ban đầu nhiệt độ của Biomix SSSM tăng đến 37°C, SSS tăng đến 36,5°C và SSP tăng đến 36°C. Sự tăng nhiệt độ trong trường hợp này là do nhiệt lượng sinh ra trong quá trình phân huỷ chất hữu cơ mạnh mẽ của VSV trong Biomix. Sau khi 2,4D và Cartap được phun vào các Biobed, nhiệt độ này được giữ nguyên trong vòng 12 giờ do các hoạt động phân huỷ chất hữu cơ bởi VSV tiếp tục được diễn ra. Tuy nhiên, bước sang các ngày tiếp theo thì nhiệt độ trong SSSM có xu hướng giảm dần trong khi SSS và SSP lại có xu hướng tăng lên thêm 0,5 - 1°C. Một tuần sau đấy nhiệt độ của cả 3 Biomix đều giảm nhẹ xuống còn 30 - 33°C. Điều này có thể do sự suy giảm nguồn cơ chất, dẫn đến tốc độ của quá trình phân huỷ bị chậm lại, nhiệt lượng sinh ra do vậy giảm sút. Từ sau 30 ngày trở đi, nhiệt độ ổn định ở mức 30°C, tương tự với nhiệt độ của mơi trường ngồi (Hình 3.19).
Hình 3.9: Sự biến động về nhiệt độ của Biomix trong Biobed
Qua đó cho thấy trong suốt quá trình hoạt động của Biobed, nhiệt độ của các Biomix biến động là không đồng đều. Cụ thể là SSSM đạt nhiệt độ cao nhất 37°C ở
0 5 10 15 20 25 30 35 40 0 5 10 15 20 25 30 35 Nh i ệ t đ ộ ( o C) SSSM SSS SSP
ngày ủ thứ 15, trong khi SSS và SSP lại đạt nhiệt độ cao nhất ở khoảng ngày ủ thứ 18 đến ngày ủ thứ 20. Điều này là hoàn toàn hợp lý do sự khác nhau về mật độ VSV tổng số và mật độ VSV phân hủy trong các Biomix.
3.5.3. Sự biến động về pH của Biomix trong Biobed
Trong quá trình phân hủy 2,4D và Cartap, giá trị pH của Biomix SSSM và SSS biến động trong khoảng 6,5 - 7,1, cịn SSP biến động từ 6,6 – 7,85 (Hình 3.10). pH ban đầu phụ thuộc vào các thành phần nguyên liệu trong Biomix như rơm, đất mặt, bã thải trồng nấm hay than bùn. Giai đoạn đầu của quá trình phân huỷ, các axit hữu cơ có thể tích luỹ như là một sản phẩm trung gian của quá trình phân hủy chất hữu cơ bởi vi khuẩn và nấm. pH giảm làm tăng cường sự phát triển của nấm có khả năng phân huỷ cellulose và lignin. Sau đó các acid hữu cơ sẽ tiếp tục bị phân hủy và bay hơi, pH có sự tăng trở lại.
Hình 3.10: Sự biến động về pH của Biomix trong Biobed
3.5.4. Sự biến động về độ ẩm của Biomix trong Biobed
Từ độ ẩm ban đầu của Biomix đạt 60% mà thường được xem là tối ưu để cho quá trình phân hủy các hợp chất hữu cơ do cung cấp đủ nước để duy trì sự sinh trưởng và phát triển của VSV nhưng không nhiều đến mức khơng khí khơng thể lưu thơng
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 0 5 10 15 20 25 30 35 pH SSSM SSS SSP
được, sau 15 ngày ủ ban đầu, độ ẩm của Biomix tăng đến 72%. Sự tăng độ ẩm của Biomix trong trường hợp này là do nước được hình thành trong các phản ứng oxy hố chất hữu cơ của VSV hiếu khí trong đống ủ. Sau khi 2,4D và Cartap được phun vào Biobed, độ ẩm của Biomix trong Biobed trở lại 60% sau 15 ngày (Hình 3.11). Độ ẩm này nói chung là thuận lợi cho hoạt động của VSV nói chung và VSV phân huỷ 2,4D và Cartap nói riêng. Sau đó độ ẩm dao động trong khoảng từ 68 đến 72%. Độ ẩm trên 65% được cho là có thể làm chậm sự phân huỷ chất hữu cơ, sinh mùi trong các hốc kị khí và thấm lọc chất dinh dưỡng.
Hình 3.11: Sự biến động về độ ẩm của Biomix trong Biobed
3.5.5. Sự biến động về hiệu quả phân hủy 2,4D và Cartap của Biomix trong trong Biobed
Sự biến động về hiệu quả phân huỷ 2,4D và Cartap của Biomix trong Biobed với nồng độ ban đầu của cả 2 loại HCBVTV là 10 ppm được đánh giá tại thời gian
0 10 20 30 40 50 60 70 80 0 5 10 15 20 25 30 35 Độ ẩ m (% ) SSSM SSS SSP
sau 15 ngày ủ và 30 ngày ủ ở điều kiện tối ưu nhất là nhiệt độ 37°C và độ ẩm 60%. Kết quả được trình bày ở Bảng 3.15.
Bảng 3.15: Sự biến động về hiệu quả phân hủy 2,4D và Cartap của Biomix
trong Biobed
Biomix 15 ngày 30 ngày
2,4D Cartap 2,4D Cartap
SSSM 95,13% 95,29% 98,82% 98,27%
SSS 93,46% 93,02% 97,15% 96,19%
SSP 68,25% 67,55% 91,34% 90,73%
Qua bảng 3.15, cho thấy:
Sau 15 ngày phân huỷ, hiệu quả phân hủy 2,4D của các Biomix SSSM, SSS và SSP trong các hệ thống Biobed tương ứng lần lượt đạt 95,13%, 93,46% và 68,25%. Hiệu quả phân hủy Cartap của các Biomix SSSM, SSS và SSP trong các hệ thống Biobed tương ứng lần lượt đạt 95,29%, 93,02% và 67,55%.
Sau 30 ngày phân huỷ, hiệu quả phân hủy 2,4D của các Biomix SSSM, SSS và SSP trong các hệ thống Biobed tương ứng lần lượt đạt 98,82%, 97,15%, 91,34%. Hiệu quả phân hủy Cartap của các Biomix SSSM, SSS và SSP trong các hệ thống Biobed tương ứng lần lượt đạt 98,27%, 96,19% và 90,73%.
Trong nghiên cứu này, hiệu quả phân huỷ 2,4D và Cartap của các Biomix SSSM, SSS và SSP trong các hệ thống Biobed tương ứng thấp hơn so với điều kiện tối ưu (mục 3.4) trong PTN. Điều này có thể là do trong điều kiện PTN, các điều kiện phân huỷ được kiểm soát ổn định, không chịu các tác động từ môi trường.
KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 1. Kết luận
1. Từ tập hợp 06 chủng nấm mốc có hoạt tính phân huỷ lignin, đã tuyển chọn được chủng nấm mốc Penicillium chrysogenum N2 có hoạt tính phân hủy lignin cao nhất với hoạt độ đạt 173,6 đơn vị/kg.
2. Từ các nguyên liệu ban đầu bao gồm đất, rơm, bã thải trồng nấm sò (hoặc than bùn), chủng nấm mốc phân huỷ lignin cao, đã chuẩn bị được 03 loại Biomix (SSSM, SSS và SSP) với các đặc điểm lý - hố ban đầu như sau:
• Đối với SSSM: độ ẩm 60%, pH = 6,85, CHC 27,63%, N tổng số 1,75%, Tỷ lệ C/N là 15,79. • Đối với SSS: độ ẩm 60%, pH = 6,85, CHC 26,68%, N tổng số 1,72%, Tỷ lệ C/N là 15,751. • Đối với SSP: độ ẩm 60%, pH = 7,85, CHC 20,35%, N tổng số 1,26%, Tỷ lệ C/N là 16,15.
Nhìn chung các thông số môi trường này là thuận lợi cho sự sinh trưởng và phát triển của hệ vi sinh vật nội tại trong các Biomix.
3. Biomix SSSM, SSS và SSP đều có hoạt tính enzyme phân hủy lignin cao nhất sau 15 ngày ủ ban đầu với hoạt độ đạt lần lượt là 645,3, 75,5 và 83 đơn vị/kg.
4. Đã xác định được điều kiện tối ưu cho sự phân huỷ 2,4D và Cartap của các Biomix:
• Đối với SSSM: điều kiện tối ưu cho sự phân huỷ của cả 2,4D và Cartap là độ ẩm 60%, nhiệt độ 37°C và pH 6,5 sau 15 ngày ủ.
• Đối với SSS: điều kiện tối ưu cho sự phân huỷ 2,4D và Cartap là độ ẩm 60%, nhiệt độ 37°C và pH 6,65 sau 18 ngày ủ.
• Đối với SSP: điều kiện tối ưu cho sự phân huỷ 2,4D và Cartap là độ ẩm 60%, nhiệt độ 37°C và pH 6,7 sau 20 ngày ủ.
5. Hiệu quả phân huỷ 2,4D và Cartap của các Biomix được xếp theo thứ tự giảm dần là SSSM, SSS và SSP. Qua đó cho thấy (i) việc bổ sung chủng nấm mốc có hoạt tính phân huỷ lignin đã cải thiện được khả năng phân huỷ 2,4D và Cartap của Biomix; và (ii) có thể thay thế nguyên liệu bã thải trồng nấm sò cho than bùn trong khi chuẩn bị Biomix.
2. Kiến nghị
Với hiệu quả cao, hệ thống đơn giản và giá thành rẻ, hệ thống đệm sinh học là một giải pháp phù hợp với một nước đang phát triển như Việt Nam trong việc giải quyết nguồn gây ô nhiễm HCBVTV từ việc tráng rửa bình phun.
Nghiên cứu hiện tại đang dừng ở mức đánh giá hiệu quả phân hủy HCBVTV của Biomix đối với từng loại thuốc riêng biệt. Trong tương lai, nên tiếp tục có những nghiên cứu sâu hơn về hệ thống đệm sinh học như khả năng phân hủy trên nhiều loại HCBVTV khác nhau, hay nghiên cứu sử dụng các vật liệu có sẵn tại địa phương như xơ dừa, phân compost để thay thế cho các hợp phần trong đệm sinh học.
Kết quả nghiên cứu có thể triển khai thử nghiệm ngồi thực tế đồng rộng, có thể đưa hệ thống đệm sinh học vào các bể thu gom vỏ bao bì, chai lọ đựng thuốc bảo vệ thực vật, để xử lý nước rỉ phát sinh. Sau đó lượng chất thải rắn còn lại được thu gom và đưa đi xử lý theo đúng quy trình, quy định của Nhà nước, giúp giảm tối đa các ảnh hưởng tới môi trường.
TÀI LIỆU THAM KHẢO Tiếng Việt
1. Lê Huy Bá, Lâm Minh Triết (2000), Sinh thái môi trường ứng dụng, NXB Khoa Học Kỹ Thuật, Hà Nội.
2. Bộ Nông nghiệp và Phát triển nông thôn (2016), Thông tư số 03/2016/TT- BNNPTNT ngày 21/4/2016, Danh mục thuốc bảo vệ thực vật được phép sử
dụng, cấm sử dụng tại Việt Nam; công bố mã HS đối với thuốc bảo vệ thực vật
được phép sử dụng, cấm sử dụng tại Việt Nam.
3. Bộ Tài nguyên và Môi trường (2012), TCVN 8726 : 2012 - Kiểm định xây dựng
Quốc tế (ICCI)
4. Nguyễn Hữu Hỷ, Nguyễn Duy Trình, Ngơ Thị Bích Ngọc, Nguyễn Thị Mỵ (2009), Thực trạng và giải pháp phát triển ngành nấm tại các tỉnh phía Nam, Viện Khoa học Kỹ thuật Nơng nghiệp Việt Nam.
5. Tổng cục Môi trường (2015), Hiện trạng ô nhiễm môi trường do hoá chất bảo
vệ thực vật tồn lưu thuộc nhóm chất hữu cơ khó phân huỷ tại Việt Nam, Dự án xây dựng năng lực nhằm loại bỏ hoá chất bảo vệ thực vật POP tồn lưu tại Việt Nam, Hà Nội.
6. Trương Quốc Tùng (2013), “Thực trạng sử dụng thuốc bảo vệ thực vật trong nông nghiệp ở Việt Nam”, Liên hiệp các Hội Khoa học và Kỹ thuật Việt Nam. 7. Lê Văn (2014), “Sử dụng thuốc bảo vệ thực vật tại VN: Nhiều bất cập!”,
https://vietnamnet.vn/vn/khoa-hoc/su-dung-thuoc-bao-ve-thuc-vat-tai-vn- nhieu-bat-cap-209839.html
Tiếng Anh
8. Castillo et al. (1994), “Determination of Manganese Peroxidase Activity with 3- Methyl-2-benzothiazolinone Hydrazone and 3-(Dimethylamino) benzoic Acid”, Analytical Biochemistry, 218(2):399-404.
9. Castillo, M. d. P. and Stenström J. (2008), “Biobeds for Environmental Protection from Pesticide UseA Review”, J. Agric. Food Chem, 56, pp. 6206 – 6218
10. Castillo, M. d. P. and Torstensson, L. (2007), “Effect of Biobed composition, moisture and temperature on the degradation of pesticides”, J. Agric. Food Chem, 55, pp. 5725-5733.
11. Castillo, M. d. P., Ander, P. and Stenström, J. (2000), “Lignin and manganese peroxidase activity in extracts from straw solid substrate fermentation”,
Biotechnol. Tech., 11, pp. 701-706.
12. Castillo, M. d. P., Andersson, A., Ander, P., Stenström, J. and Torstensson, L. (2001), “Establishment of the white rot fungus Phanearochaete chrysosporium on unsterile straw of solid substrate fermentation systems intended for degradation of pesticides”, World J. Microbiol. Biotechnol., 17, pp. 627-633. 13. Coppola, L., Castillo, M. d. P., Monaci, E., Vischetti, C. (2007), “Adaption of the
Biobed composition for chlorpyrifoos degradation to southern Europe conditions”, J. Agric. Food Chem., 55, pp. 396-401.
14. Cruz R. C,a S. M. C. Werneck,a C. S. Oliveira,a P. C. Santos,a B. M. Soares,b D. A. Santos,a and P. S. Cisalpino (2013), “Influence of Different Media, Incubation Times, and Temperatures for Determining the MICs of Seven Antifungal Agents against Paracoccidioides brasiliensis by Microdilution”,
Journal Clin Microbiol, 51(2): 436–443
15. Daljit Singh Arora, Mukesh Chander, Paramjit Kaur Gil (2002), “Involvement of lignin peroxidase, manganese peroxidase and laccase in degradation and selective ligninolysis of wheat straw”, Int. Biodeterior. Biodegradation,
50:115-120.
16. Fernández-Alberti S, O. Rubilar, Tortella G.R, Diez M.C (2012), “Chlorpyrifos degradation in a Biomix: Effect of pre-incubation and water holding capacity”,
Journal of Soil Science and Plant Nutrition, 12 (4), 785- 799
17. Fogg P, and Alistair B. A. Boxall (2003), “Degradation of Pesticides in Biobeds: The Effect of Concentration and Pesticide Mixtures”, J. Agric. Food Chem., 2003, 51 (18), pp 5344–5349
and Maria del Pilar Castillo (2014), “Evaluation of spent mushroom substrate as substitute of peat in China Biobeds”, International Biodeterioration & Biodegradation, 98, pp. 107.
19. Karanasios E, Nikolaos G. Tsiropoulos, Dimitrios G. Karpouzas, and Constantinos Ehalitois (2010), “Degradation and Adsorption of Pesticides in Compost-Based Biomixtures as Potential Substrates for Biobeds in Southern Europe”, Journal of Agricultural and Food Chemistry, Greece, 58, pp. 9147- 9156.
20. Karanasios E, Tsiropoulos NG, Karpouzas DG, Menkissoglu-Spiroudi U, “Novel biomixtures based on local Mediterranean lignocellulosic materials: Evaluation for use in biobed systems”, Chemosphere 2010, 80, 914- 921 21. Leonowicz et al. (2001), “Fungal Laccase: Properties and Activity on Lignin
Article· Literature Review”, Journal of Basic Microbiology 41(3-4):185-227 22. Madad and Abbas (2017), “Lignin Degradation by Fungal Pretreatment: A
Review”, J Plant Pathol Microbiol 8: 398. doi: 10.4172/2157-7471.1000398.