Hoạt lực của tinh trùng bảo quản trong CCSE-2 khi bổ sung kết hợp 2 kháng sinh ở nồng độ 25 ppm penicillin + 25 ppm streptomycin ở tỷ lệ 1:3 đƣợc thể hiện ở hình 3.3.
Hình 3.3. Hoạt lực của tinh trùng (%) bảo quản trong tủ lạnh ở 4oC khi bổ sung kết hợp 25ppm penicillin+25ppm streptomycin. Control: không pha
loãng. Các chữ cái khác nhau trên mỗi cột trong cùng một ngày thể hiện sự sai khác thống kê của hoạt lực tinh trùng giữa các ngày kiểm tra (P<0,05)
Nhận xét: Từ biểu đồ trên ta thấy tinh trùng bảo quản trong CCSE-2 ở tỷ lệ 1:3 có bổ sung thêm kháng sinh có hoạt lực và thời gian sống tốt nhất (29 ngày) so với không bổ sung kháng sinh (17 ngày).
Qua phân tích phƣơng sai một yếu tố (One-way ANOVA) thấy đƣợc sau khi thứ nhất và ngày thứ 3 hoạt lực của tinh trùng khi đƣợc bổ sung thêm kháng sinh và không bổ sung kháng sinh không có sự khai khác nhƣng sai khác so với lô đối chứng; sau 5 ngày bảo quản thì đã có sự sai khác hoàn toàn ở các lô thí nghiệm cũng nhƣ so với lô đối chứng. Tuy nhiên, tinh trùng đƣợc bảo quản khi bổ sung thêm kháng sinh vẫn cho hoạt lực và thời gian sống tốt nhất (29 ngày).
Việc bổ sung kháng sinh đối với tinh trùng không pha loãng hoặc pha loãng đều cải thiện đƣợc thời gian lƣu trữ, việc bổ sung này cho thấy đây là yếu tố quan trọng trong lƣu trữ lạnh tinh trùng [20, 22]. Chất kháng sinh rất cần thiết để kéo dài thời gian bảo quản tinh trùng vì nó ngăn chặn sự sinh trƣởng của vi khuẩn khi tinh dịch bị ô nhiễm bởi các chất bài tiết [25, 26].
Theo một số nghiên cứu, khi bổ sung 50 IU/penicillin+50 Jg/ml streptomycin cho tinh trùng cá chép không pha loãng thì khả năng vận động và thụ tinh đƣợc duy trì hơn 18 ngày ở 4o
C, khi kiểm tra các mẫu tinh có chất lƣợng kém thì khả năng thụ tinh ít hơn 6 ngày [55]. Với cùng nồng độ đó sử dụng cho tinh trùng cá tuyết Đại Tây Dƣơng (Gadus morhua) và cá tuyết chấm đen (Melanogrammus aeglefinus) [31]. Đối với cá hồi Đại Tây Dƣơng (Salmo salar) nồng độ kháng sinh cao hơn (125 IU/ml penicillin+125 Jg/ml streptomycin) không gây độc cho tinh trùng [60] và nồng độ này cũng có thể cải thiện thời gian lƣu trữ đối với cá chép. Việc lƣu trữ tinh trùng cá thìa (Polyodon spathula) cũng đƣợc cải thiện khi bổ sung 2 kháng sinh penicillin và streptomycin [24]. Ở cá da trơn châu Phi (Clarias gariepinus) khi bổ sung 25-50 IU/ml penicillin+25-50 Jg/ml streptomycin không cải thiện đƣợc chất lƣợng tinh trùng trong quá trình lƣu trữ ngắn hạn (4 ngày) và với lƣợng 100 IU/ml penicillin+100 Jg/ml streptomycin gây độc cho các tế bào trong khi đó khi bổ sung
1mg/ml gentamycin sulfate có thể cải thiện khả năng vận động của tinh trùng đƣợc lƣu trữ. Trong cùng 1 loài, có thể cải thiện thời gian lƣu trữ từ 3-8 ngày khi kết hợp 2 kháng sinh trên với lƣợng 100 IU penicillin+100 Jg/ml streptomycin và 0,25 Jg/ml antimycotic amphotericin [28].
Tóm lại, tinh trùng có hoạt lực tốt nhất nếu đƣợc bảo quản trong các điều kiện tối ƣu: bảo quản trong chất bảo quản CCSE-2 ở tỷ lệ pha loãng 1:3 và đƣợc bổ sung thêm 25 ppm penicillin+25 ppm streptomycin.
CHƢƠNG 4: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT Ý KIẾN 4.1. Kết luận:
Qua thí nghiệm bảo quản tinh trùng cá chép trong tủ lạnh ở 4oC, kết quả thu đƣợc nhƣ sau:
- Tinh trùng đƣợc bảo quản trong CCSE-2 cho thời gian sống của tinh trùng dài nhất lên đến 17 ngày và ngắn nhất trong 0,3 M glucose và 0,6 M sucrose chỉ sống đƣợc 7 ngày.
- Đối với thí nghiệm tỉ lệ pha loãng thì tinh trùng đƣợc bảo quản trong CCSE-2 ở tỉ lệ 1:3 cho thời gian hoạt lực lâu nhất 17 ngày, trong khi đó ở tỉ lệ 1:5 là ngắn nhất 9 ngày.
- Khi bổ sung thêm 25 ppm pencillin+25 ppm streptomycin khi bảo quản tinh trùng cá chép trong CCSE-2 ở tỉ lệ 1:3 kéo dài thời gian sống của tinh trùng lên đến 29 ngày.
4.2. Đề xuất ý kiến:
Qua thí nghiệm ta thấy tỷ lệ sống và thời gian hoạt lực của tinh trùng cá chép thay đổi theo thời gian bảo quản, do đó chất lƣợng tinh trùng cũng thay đổi. Chất lƣợng tinh trùng đƣợc xác định chính xác bằng tỷ lệ thụ tinh [32, 40, 42, 46]. Tuy nhiên, trong thời gian thực hiện đề tài cá chép cái không sinh sản tự nhiên cho đến khi thí nghiệm kết thúc. Do đó, đối với các nghiên cứu sau này nên tiến hành cho thụ tinh nhằm đánh giá đƣợc chất lƣợng tinh trùng một cách chính xác hơn.
Các yếu tố chính ảnh hƣởng đến quá trình bảo quản lạnh tinh trùng cá chép nói riêng và động vật thuỷ sản nói chung gồm: chất bảo quản, tỷ lệ pha loãng, nhiệt độ và kháng sinh. Vì vậy, việc lựa chọn chất bảo quản thích hợp là “chìa khoá” thành công trong bảo quản lạnh tinh trùng [41]. Trong nghiên cứu này, tôi đã tiến hành bảo quản trong 5 chất bảo quản: 0,3 M glucose, 0,6 M sucrose, CCSE-1, CCSE-2 và CCSE-3, kết quả tốt nhất đạt đƣợc khi sử dụng CCSE-2 ở tỷ lệ 1:3 (17 ngày). Cần có những nghiên cứu bảo quản tinh trùng cá chép trong các chất bảo quản khác để kéo dài thời gian bảo quản hơn.
Oxy rất cần thiết cho việc duy trì khả năng hoạt hoá của tế bào [41]. Trong thí nghiệm này, việc bảo quản tinh trùng trong điều kiện đƣợc cung cấp oxy chƣa đƣợc thực hiện do lƣợng tinh dịch không đủ dẫn đến tỷ lệ sống và thời gian hoạt lực của tinh trùng giảm do thiếu oxy. Do đó, cần có nghiên cứu cụ thể hơn để kiểm tra ảnh hƣởng của oxy đến tỷ lệ sống và thời gian bảo quản tinh trùng cá chép.
Nhiệt độ cũng là một yếu tố chính ảnh hƣởng đến quá trình bảo quản tinh trùng, nhiệt độ đƣợc sử dụng phổ biến là từ 0-4oC. Nhiệt độ thấp sẽ làm giảm sự sinh trƣởng của vi khuẩn, điều này giải thích vì sao nhiệt độ thấp hơn 6o
C tốt hơn so với nhiệt độ cao hơn [22]. Trong thí nghiệm này, tinh trùng cá chép chỉ đƣợc bảo quản ở 4oC, vì vậy để có thể xác định đƣợc nhiệt độ nào là thích hợp nhất để bảo quản thì cần có nhiều thí nghiệm nghiên cứu bảo quản ở 0oC, 2oC và 6oC để so sánh với kết quả của thí nghiệm trên.
TÀI LIỆU THAM KHẢO Tiếng Việt
1. Hồ Thu Cúc. (1996). Tổ chức học - Phôi sinh học. Tài liệu lƣu hành nội bộ. 2. Hồ Kim Điệp, Trần Thị Thuý Hà, Đặng Thị Tuyết Mai, Phạm Anh Tuấn và
Trần Vũ Hùng. (2002). Báo cáo tổng kết đề tài bảo quản tinh cá. Viện nghiên cứu Nuôi trồng Thuỷ sản I.
3. Lƣu Thị Dung và Phạm Quốc Hùng. (2005). Bài giảng mô phôi học thuỷ sản.
NXB Nông nghiệp thành phố Hồ Chí Minh: p. 47-49.
4. Thông Thị Ánh Hằng. (2003). Báo cáo tốt nghiệp "Bƣớc đầu nghiên cứu và bảo quản tinh trùng cá chép (Cyprinus carpio L.) trong nitơ lỏng (-196oC).
Trƣờng Đại học Nha Trang.
5. Nguyễn Văn Hảo và Ngô Sỹ Vân. (2001). Cá nƣớc ngọt Việt Nam (tập 1) Họ cá chép Cyprinidae. NXB Nông nghiệp.
6. Bùi Lai, Nguyễn Quốc Khang, Nguyễn Mộng Hùng, Lê Quang Long và Mai Đình Yên. (1985). Cơ sở sinh lý sinh thái cá. Nhà xuất bản Nông nghiệp Hà Nội. 7. Vũ Thị Loan. (2007). Báo cáo tốt nghiệp "Nghiên cứu bảo quản tinh trùng cá
trê đen (Clarias fuscus) trong nitơ lỏng (-196oC). Trƣờng Đại học Nha Trang. 8. Đàm Bá Long. (2006). Luận văn thạc sỹ "Nghiên cứu bảo quản tinh trùng cá (adsbygoogle = window.adsbygoogle || []).push({});
mè trắng (Hypopthalmichthys molitrix) trong Nitơ lỏng (-196o
C)". Trƣờng Đại học Nha Trang.
9. Trịnh Thị Nguyên. (2007). Báo cáo tốt nghiệp "Nghiên cứu bảo quản tinh trùng cá chép (Cyprinus carpio) trong nitơ lỏng. Trƣờng Đại học Nha Trang. 10. Tô Hoàng Nhàn. (2004). Báo cáo tốt nghiệp "Nghiên cứu và bƣớc đầu bảo
quản tinh trùng cá chép (Cyprinus carpio L.) trong nitơ lỏng. Trƣờng Đại học Nha Trang.
11. Võ Ngọc Thám. (2011). Bài giảng sản xuất giống cá nƣớc ngọt. Tài liệu lƣu hành nội bộ.
12. Nguyễn Minh Thành, Trịnh Quốc Trọng, Hoàng Quang Bảo và Nguyễn Thị Hồng Vân. (2001-2003). Bảo quản tinh cá tra (Pangasianodon hypophthalmus) dài hạn bằng nitơ lỏng. Viện nghiên cứu Nuôi trồng Thuỷ sản II.
13. Nguyễn Văn Tính. (2006). Báo cáo tốt nghiệp "Nghiên cứu bảo quản tinh trùng cá trê đen (Clarias fuscus) trong tủ lạnh và nitơ lỏng. Trƣờng Đại học Nha Trang.
14. Nguyễn Tấn Trịnh, Hà Ký, Bùi Đình Chung và Trần Mai Thiên. (1996). Nguồn lợi thuỷ sản Việt Nam. NXB Nông Nghiệp.
15. Dƣơng Tuấn. (1981). Sinh lý học động vật và cá. Tài liệu lƣu hành nội bộ: p. 310-314.
16. Mai Đình Yên. (1983). Các loài cá kinh tế miền Bắc Việt Nam. NXB Khoa học và Kỹ thuật Hà Nội.
Tiếng Anh
17. Billard, R. (1998). Carp; Fish-culture. Chichester and New York.
18. Billard, R., Cosson, G., Perchec, G. and Linhart, O. (1995). Biology of sperm and artificial reproduction in carp. Aquaculture, 129: p. 95-112.
19. Billard, R., Cosson, J., Crim, L.W. and Suquet, M. (1995). Sperm physi-ology and quality, in Broods-tock Management and Egg and Larval Quality, Bromage, N., Roberts R (eds), Editor Blackwell, Oxford. p. 25- 52.
20. Billard, R., Cosson, J., Noveiri, S.B. and Pourkazemi, M. (2004). Cryopreservation and short-term storage of sturgeon sperm, a review.
Aquaculture, 236: p. 1-9.
21. Billard, R., Marcel, J. and Matei, D. (1981). Survie in vitro et post mortem des gametes de truite fario (Salmo trutta fario). Can J Zool, 59: p. 29.
22. Bobe, J. and Labbe, C. (2009). Chilled storage of sperm and eggs, in Methods in Reproductive Aquaculture: Marine and Freshwater Species, Cabrita, E., Robles, V. and Herráez, P., Editors. CRC Press, Taylor Francis Group. p. 219-235.
23. Bozkurt., Y., Ogretmen., F. and Secer., F.S. (2009). Effect of Different Extenders and Storage Periods on Motility and Fertilization Success of Grass
Carp (Ctenopharyngodon idella) Sperm During Spawning Season. Tarim Bilimleri Dergisi, 15: p. 277-284.
24. Brown, G.G. and Mims, S.D. (1995). Storage, transportation, and fertility of undiluted and diluted paddlefish milt. Prog Fish Cult, 57: p. 64.
25. Chang, Y.J., Chang, Y.J., Lim, H.K., Lee, J.K. and Park, Y.J. (2002). Cold storage of milt from four species of flatfish. J. Fish. Sci. Tech., 5: p. 64-74. 26. Chao, N.H., Tsai, H.P. and Liao, I.C. (1992). Short- and long-term
cryopreservation of sperm and sperm suspension of the grouper Epinephelus malabaricus. Asian Fish. Sci., 5: p. 103-116.
27. Chereguini, O., Cal, R.M., Dreanno, C., Ogier de Baulny, B., Suquet, M. and Maisse, G. (1997). Short-term storage and cryopreservation of turbot (Scophthalmus maximus) sperm. Aquat Living Resour, 10: p. 251.
28. Christensen, J.M. and Tiersch, T.R. (1996). Refrigerated storage of channel catfish sperm. J World Aquacult Soc, 27: p. 340.
29. David, J.P., Modadugu, V.G. and Madan, M.D. (2005). Carp Genetic Resources for Aquaculture in Asia. The WorldFish Center: p. 5.
30. DeGraaf, J.D. and Berlinsky, D.L. (2004). Cryogenic and Refrigerated Storage of Rainbow Smelt Osmerus mordax Spermatozoa. J World Aquacult Soc, 35: p. 209.
31. DeGraaf, J.D. and Berlinsky, D.L. (2004). Cryogenic and refrigerated storage of Atlantic cod (Gadus morhua) and haddock (Melanogrammus aeglefinus) spermatozoa. Aquaculture, 234: p. 527.
32. Dreanno, C., Cosson, J., Suquet, M., Seguin, F., Dorange, G. and Billard, R. (1999). Nucleotides content, oxidative phosphorylation, morphology, and fertilizing capacity of turbot Psetta maxima spermatozoa during the motility period. Mol. Reprod. Dev., 53: p. 230-243.
33. Erdahl, A.W., Cloud, J.G. and Graham, E.F. (1987). Fertility of rainbow trout (Salmo gairdneri) gametes: Gamete viability in artificial media. Aquaculture, (adsbygoogle = window.adsbygoogle || []).push({});
34. Erdahl, A.W., Erdahl, D.A. and Graham, E.F. (1984). Some factors affecting the preservation of salmonid spermatozoa. Aquaculture, 43: p. 341.
35. FAO. (2004). Fisheries Statistics 2004. FAO Fisheries Department, Rome, Italy.
36. Gosh, R.I. (1985). Energeticeskij obmen polovych kletok I embrionoy u ryb Kiev. Naukova Dumka: p. 147.
37. Hatipoglu., T. and Akcay., E. (2010). Fertilizing ability of short-term preserved spermatozoa Abant trout (Salmo trutta abanticus T, 1954). Ankara Univ Vet Fek Derg, 57: p. 33-38.
38. Jenkins-Keeran, K. and Woods III, L.C. (2002). An Evaluation of Extenders for the Short-Term Storage of Striped Bass Milt. N Am J Aquacult, 64: p. 248. 39. Kruger, J.C., De, W., Smith, G.L., Van Vuren, J.H.J. and Ferreira, J.T. (1984). Some chemical and physical characteristics of the semen of Cyprinus carpio
L. and Oreochromis mossamhicus (Peters). Journal of Fish Biology, 24: p.
263-272.
40. Lahnsteiner, F. (2000). Semen cryopreservation in the salmonidae and in the northern pike. Aquacult. Res., 31: p. 245-258.
41. Le, M.H., Lim, H.K., Min, B., Park, M.S. and Chang, Y.J. (2011). Storage of Yellow Croaker Larimichthys polyactis Semen. The Israeli Journal of Aquaculture – Bamidgeh.
42. Lim, H.K., An, C.M., Son, M.H., Park, M.W. and Park, Y.J. (2005). Effect of diluents for cold storage of olive flounder Paralichthys olivaceus sperm. J. Kor. Fish. Soc., 38: p. 232-238.
43. Linhart, O., Cosson, J. and Mims, S.D. (2003). Effects of ions on the motility of fresh and demembranated sperm of common carp (Cyprinus carpio) and paddlefish (Polyodon spathula). Fish Physiol Biochem 28: p. 203-205.
44. Linhart, O., Mims, S.D. and Boris, G.B. (2003). Ionic composition and osmolality of paddlefish (Polyodon spathula, Acipense-riformes) seminal fluid. Aquacult Int, 11: p. 357-368.
45. Linhart, O., Rodina, M. and Bastl, J. (2003). Urinary blad-der, ionic composition of seminal fluid and urine with cha-racterization of sperm motility in tench (Tinca tinca L.). J Appl Ichthyol, 19: p. 177-181.
46. Linhart, O., Rodina, M. and Cosson, J. (2000). Cryopreservation of sperm in common carp Cyprinus carpio sperm motility and hatching success of embryos. Cryobiology, 41: p. 241-250.
47. Marques, S. and Godinho, H.P. (2004). Short-term cold storage of sperm from six neotropical characiformes fishes. Brazilian Arch. Biol. Tech., 47: p. 799-804.
48. Morisawa, M., Suzuki, K. and Shimizu, H. (1983). Effect of osmo-lality and potassium on motility of spermatozoa from fresh-water cyprinid fishes. J Exp Biol, 107: p. 95-103.
49. Muchlisin, Z.A. (2005). Review: Current Status of Extenders and Cryoprotectants on Fish Spermatozoa Cryopreservation. BIODIVERSITAS, 6: p. 1.
50. Nelson, J. (1994). Fishes of the World. Wiley & Sons, New York, USA.
51. Park, C. and Chapman, F.A. (2005). An Extender Solution for the Short-Term Storage of Sturgeon Semen. N Am J Aquacult, 67: p. 52.
52. Persov, G.M. (1941). An account of sturgeon culture work with reference to the use of the method of pituitary injections, in The method of pituitary injections and its role in reproduction of fish resources, Gerbil’skii, N.L., Editor LGU Press, Leningrad. p. 42-50.
53. Rana, K.J., Muiruri, R.M., McAndrew, B.J. and Gilmour, A. (1990). The influence of diluents, equilibration time and pre-freezing storage time on the viability of cryopreserved Oreochromis niloticus (L.) spermatozoa. Aquacult Fisheries Manag, 21: p. 25.
54. Rodina, M., Cosson, J., Gela, D. and Linhart, O. (2004). Kurokura Solution as Immobilizing Medium for Spermatozoa of Tench (Tinca tinca L.). Aquacult Int, 12: p. 119.
55. Saad, A., Billard, R., Theron, M.C. and Hollebecq, M.G. (1988). Short-term preservation of carp (Cyprinus carpio) semen. Aquaculture, 71: p. 133.
56. Sadiqul Islam, M. and Akhter, T. (2011). Tale of Fish Sperm and Factors Affecting Sperm Motility: A Review. Advances in Life Sciences, 1: p. 11-19. 57. Scott, A.P. and Baynes, S.M. (1980). A review of the biology, handling and
storage of salmonid spermatozoa. J Fish Biol, 17: p. 707.
58. Stoss, J., Buyukhatipoglu, S. and Hol tz, W. (1978). Short-term cryopreservation of rainbow trout (Salmo gairdnerii) sperm. Annals of Biology: Aniin. Biochem. Biophys, 18: p. 1077-1082.
59. Stoss, J. and Holtz, W. (1983). Successful storage of chilled rainbow trout (Salmo gairdneri) spermatozoa for up to 34 days. Aquaculture, 31: p. 269. 60. Stoss, J. and Refstie, T. (1983). Short-term storage and cryopreservation of