Hệ thống lọc sinh học được thiết kế trước khi vận hành 1 tuần hay nửa tháng.
Lọc sinh học cho một trại giống được thiết kế dựa trên thể tích ương tôm, thường thể tích lọc chiếm từ 6% - 15% thể tích ương (Greiessinger et at. 1989). Bên cạnh
đó cũng cần phải dựa trên sản phẩm hậu ấu trùng. Vì vậy trong sản xuất giống mật
độ cũng quyết định quan trọng trong quá trình thiết kế lọc. Mật độ thường từ 100- 150 c/l với tỉ lệ sống cao nhất là 80% ở giai đoạn PL15. Ðể xác định nồng độ bón NH4-Cl ban đầu dựa trên hàm lượng đạm tổng cộng được thải ra từ số lượng hậu
ấu trùng này (PL15) trong ngày đêm. Theo số liệu ước tính cho thấy một con PL15 thải ra trong 24 giờ là 70µg (Thạch Thanh và ctv,1999). Vậy nếu trong 1.000.000 post lượng thải ra là 70g đạm (NH4), hàm lượng này cần được nitrat hóa bởi vi khuẩn hiếu khí trong 24h. Nhưng trong 3.78g NH4Cl có chứa 1g NH4 suy ra lượng
đạm mà 1.000.000 PL15 thải ra tương đương 264.6g NH4Cl mà 1g NH4Cl cần
được nitrat hóa trong 24h phải sử dụng 2.26 kg giá thể (San hô hoặc đá rửa..). Cho nên hệ thống lọc cho ương 1.000.000 PL15 cần sử dụng ít nhất 600 kg san hô (tương đương 0.5m3 san hô) (Greiessinger et at. 1989). Nếu đá 1X 2 thì cần 1 m3
Phương pháp cấy NH4Cl để tạo dòng vi khuẩn
Lần 1: Lượng NH4Cl cần thiết để bón là 10% lượng NH4Cl được tính như trên vào bể lọc.
Lần 2: Sau một thời gian khoảng vài ngày, mẫu nước được kiểm tra NH3-N và NO2-N bằng thuốc thử so màu. Nếu nồng độ NH3-N trong khoảng NO2-N 0.0 - 0.8 mg/l và NO2-N: 0.0 - 0.2 mg/l cần phải bón thêm nồng độ gấp đôi lần một (NH4Cl 20%). Trong trường hợp cả hai hàm lượng trên còn cao hơn ta không cần bón thêm, cứ 24h ta đo một lần, đợi đến khi nào hàm lượng trên cho phép như trên ta bón tiếp tục.
Lần 3: Tiếp tục kiểm tra để xác định nồng độ NH3-N và NO2-N đến khi nào nitrate hóa toàn bộ về 0 sau 24h đồng hồ, lúc đó hàm lượng NH4Cl cần thiết để bón tương
ứng với lượng NH4Cl đã tính lúc ban đầu, cho đến khi nào hàm lượng được nitrat hoá trong 24h hai thông số trên (NH3-N và NO2-N) về 0 lúc đó hệ thống lọc hoạt
động được (lưu ý nếu không thấy giảm chứng tỏ thiếu gía thể).
g) Ấu trùng tôm thí nghiệm
Ấu trùng tôm thí nghiệm được mua từ trại tôm mẹ áp dụng theo qui trình lọc sinh học. Ấu trùng khỏe mạnh, có tính hướng quang tốt và được thu từ tôm mẹđẻ lần 1 hoặc lần 2
- 20 -
h) Bố trí thí nghiệm
Thí nghiệm gồm 4 nghiệm thức nước khác nhau có độ mặn 300/00, mật độ ương là 150 ấu trùng/lít
- Nghiệm thức 1 (NT1): nước biển (dùng nước ót pha với nước ngọt như đang được sử dụng cho các trại sản xuất giống tôm sú ở Cần Thơ và các trại có nguồn nuớc không đủđộ mặn)
- Nghiệm thức 2 (NT2): sử dụng nước biển nhân tạo theo công thức D&K cải tiến (dựa trên nền tản kết quả phân tích các Ion trong nước biển của Vũ Đăng Độ (1999) và dựa trên công thức nước biển nhân tạo của Dietrich, G.,K. Kalle (1963) nhưng không sử dụng một số muối vi lượng như Si (vì có sử dụng trong nuôi cấy tảo)
- Nghiệm thức 3 (NT3): sử dụng nước biển nhân tạo theo công thức của Dietrich, G.,K. Kalle (1963) (gọi là công thức D&K)
- Nghiệm thức 4 (NT4) sử dụng nước biển nhân tạo theo công thức của Chandra Prakash và Reddy (2000) (công thức Chandra). Mổi nghiệm thức
được lặp lại 4 lần.
Bảng 8: Nước biển nhân tạo theo công thức D&K cải tiến Hoá chất Khối lượng (kg) NaCl MgCl2.6H2O CaCl2 KCl Na2SO410H2O NaHCO3 EDTA 41 18.5 2 1.2 15.5 0.7 0.02
Các nguồn nước sau khi được pha riêng biệt, được xử lý với nồng độ chlorine 60 mg/L (60ppm). Khi xử lý chlorine cần phải sục khí mạnh và liên tục trong suốt 48h, sau đó để lắng 2 ngày cuối cùng lọc đưa vào bể ương. Nước chuẩn bị đưa vào bể ương cần phải kiểm tra nồng độ chlorine, pH, kH. Nếu còn chlorine thì trung hòa bằng Thiosulfate natri (Na2S2O3) với tỉ lệ 1:3 (Chú ý nếu trung hòa lượng thiosulfate natri còn dư sẽ gây độc đến ấu trùng). Ðối với pH có thể điều chỉnh bằng Bicarbonate natri (NaHCO3) khi pH thấp. CaCO3 có thể sử dụng để tăng kH của nước. Môi trường nước thích hợp cho ương tôm có pH = 7.5-8.5, kH = 100- 120. Sau khi kiểm tra xong bước cuối cùng xử lý EDTA 5 - 10 ppm để kết tủa kim loại nặng.
Sau khi hệ thống ương được chuẩn bị, ấu trùng tôm được thuần hóa cho thích hợp với nguồn nước ở từng nghiệm thức và được xử lý Formol 25ppm trong 10 phút hoặc ozone 0.2ppm trong 5 phút. ấu trùng được bố trí vào bể với mật độ 200 con/lít.
- 21 -
i) Theo dõi và chăm sóc
Cho ấu trùng tôm ăn từ giai đoạn Z1. trong giai đoạn zoae cho ăn ngày 8 lần thức
ăn gồm tảo tươi và thức ăn chế biến (lansy + Frippak 1). Đến giai đoạn mysis cho
ăn thức ăn chế biến (lansy + Frippak 2), ấu trùng artemia bung dù cũng được cho ăn bắt đầu từ giai đoạn này. Hệ thống thí nghiệm được nối với hệ thống lọc từ giai
đoạn mysis 2 với tốc độ thay nước là 40%/ngày (Tăng Minh Khoa, 2001). Đến giai
đoạn postlarvae thì cho ăn Frippak 2, Frippak 150, N1, N2 và ấu trùng artemia. Si phon khi thấy đáy bể có nhiều cặn (thức ăn thừa và phân).
j) Các chỉ tiêu theo dõi
- Chỉ tiêu môi trường gồm nhiệt độ và pH (đo 2 lần/ngày vào 8:00 và 14:00), NH4, NO2, NO3 (4 ngày một lần bằng test kit).
- Chiều dài của ấu trùng được theo dõi ở giai đoạn zoae2, mysis2, PL1, PL5 và PL12.
- Tỉ lệ sống của ấu trùng được theo dõi ở giai đoạn zoae2, mysis2, PL1, PL5 và PL12 bằng phương pháp định lượng
- Đánh giá chất lượng ấu trùng theo phương pháp Watchana Sunthorn
3.2.1.2 Thí nghiệm 2: Khảo sát ảnh hưởng của nước biển nhân tạo lên thời gian và tỉ lệ nở của trứng tôm sú gian và tỉ lệ nở của trứng tôm sú
Từ thí nghiệm 1 xác định công thức nước biển nhân tạo tốt nhất cho ương ấu trùng tôm sú.
Thí nghiệm được tiến hành với 5 nghiệm thức khác nhau về tỉ lệ nước biển nhân tạo (NBNT) và nước biển
Nghiệm thức 1 (NT1): sử dụng hoàn toàn nước biển như thường dùng trong sản xuất giống (nghiệm thức đối chứng).
Nghiệm thức 2 (NT2): sử dụng 25% NBNT và 75% nước biển Nghiệm thức 3 (NT3): sử dụng 50% NBNT và 50% nước biển. Nghiệm thức 4 (NT4): sử dụng 75% NBNT và 25% nước biển. Nghiệm thức 5 (NT5): sử dụng 100% NBNT
Thí nghiệm được tiến hành trên keo 1 lit và có hệ thống sục khí tốt. Trứng tôm sú sau khi đẻ được bố trí vào keo thí nghiệm, mỗi keo 200 trứng nhằm xác định thời gian và tỉ lệ nở. Mổi nghiệm thức lặp lại 3 lần.
3.2.1.3 Thí nghiệm 3: Khảo sát ảnh hưởng của nước biển nhân tạo lên tỉ lệ sống, tăng trưởng và chất lượng của ấu trùng tôm sú sống, tăng trưởng và chất lượng của ấu trùng tôm sú
- 22 -
a) Chuẩn bị hệ thống thí nghiệm
Bểương ấu trùng là bể composite có thể tích 0.5 m3 được nối với hệ thống lọc sinh học. Bểương có sục khí tốt
b) Chuẩn bị hệ thống lọc sinh học
Hệ thống lọc sinh học được thiết kế trước khi vận hành 1 tuần hay nửa tháng giống nhưở thí nghiệm 1
g) Ấu trùng tôm thí nghiệm
Ấu trùng tôm thí nghiệm được mua từ trại tôm mẹ áp dụng theo qui trình lọc sinh học. Ấu trùng khỏe mạnh, có tính hướng quang tốt và được thu từ tôm mẹđẻ lần 1 hoặc lần 2
d) Bố trí thí nghiệm.
Thí nghiệm gồm 5 nghiệm thức nước khác nhau có độ mặn 30%0, mổi nghiệm thức có 3 lần lặp lại, mật độương là 150 ấu trùng/lít
Nghiệm thức 1 (NT1): sử dụng hoàn toàn nước biển tự như thường dùng trong sản xuất giống (nghiệm thức đối chứng).
Nghiệm thức 2 (NT2): sử dụng 25% NBNT và 75% nước biển. Nghiệm thức 3 (NT3): sử dụng 50% NBNT và 50% nước biển. Nghiệm thức 4 (NT4): sử dụng 75% NBNT và 25% nước biển. Nghiệm thức 5 (NT5): sử dụng 100% NBNT
NBNT được sử dụng theo công thức cho kết quả tốt nhất ở thí nghiệm 1
Các nguồn nước sau khi được pha riêng biệt, được xử lý giống nhưở thí nghiệm 1 Sau khi hệ thống ương được chuẩn bị, ấu trùng tôm được thuần hóa cho thích hợp với nguồn nước ở từng nghiệm thức và được xử lý Formol 25ppm trong 10 phút hoặc ozone 0.2ppm trong 5 phút, ấu trùng được bố trí vào bể với mật độ 200 con/lít.
e) Theo dõi và chăm sóc
Chếđộ chăm sóc theo dõi giống như thí nghiệm 1 f) Các chỉ tiêu theo dõi
- Chỉ tiêu môi trường gồm nhiệt độ và pH (đo 2 lần/ngày vào 8:00 và 14:00), NH4, NO2, NO3 (4 ngày một lần bằng test kit).
- 23 -
- Chiều dài của ấu trùng được theo dõi ở giai đoạn zoae2, mysis2, PL1, PL5 và PL12.
- Tỉ lệ sống của ấu trùng được theo dõi ở giai đoạn zoae2, mysis2, PL1, PL5 và PL12 bằng phương pháp định lượng
- Đánh giá chất lượng ấu trùng theo phương pháp Watchana Sunthorn
3.2.2 So sánh hiệu quả kinh tế
Sau khi pha nước theo yêu cầu thí nghiệm tính giá thành 1m3 nước biện nhân tạo có
độ mặn 30 0/00để so sanh với nước biển tự nhiên
3.2.3 Phương pháp xử lý số liệu
Các số liệu thu thập được sẽ tính toán giá trị thung bình, độ lệch chuẩn, phần trăm, so sánh sự khác biệt giữa các nghiệm thức,… sử dụng phần mềm exell, Statistica,…
- 24 -
Phần IV: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN
4.1 Thí nghiệm 1: Khả năng ứng dụng nước biển nhân tạo vào sản xuất giống tôm sú tôm sú
4.1.1 Các yếu tố môi trường
4.1.1.1 Nhiệt độ, độ mặn, pH và độ kiềm
Theo Nguyễn Thanh Phương và ctv (1999), Thạch Thanh và ctv (1999) và Trần Minh Anh (1989) các yếu tố môi trường thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng tôm sú là nhiệt độ: 28-30oC, độ mặn: 28-30%o, pH: 7,5-8,5. Theo Vũ Thế Trụ
(1999) độ kiềm thích hợp nhất cho sự phát triển của tôm sú là 80-150ppm. Các yếu tố môi trường trong quá trình thí nghiệm được thể hiện qua bảng Bảng 9. Các yếu tố môi trường ở thí nghiệm 1
Chỉ tiêu Giá trị Nhiệt độ pH Độ mặn kH 28-30oC 7,5-8,5 28-30‰ 90-108 ppm
Qua kết quả các yếu tố môi trường thu được cho thấy các yếu tố môi trường thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng tôm sú.
4.1.1.2 NH3/NH+4 0 0.5 1 1.5 2 0 4 8 12 16 20 Ngày ương Nồng độ (ppm) NT1 NT2 NT3 NT4 Hình 6: Nồng độ NH+4 trong thí nghiệm 1
Nồng độđạm trong các nghiệm thức khác biệt không đáng kể: N-NH+4 nằm trong khoảng 0.1-1.5.
- 25 -
Theo Whetston (2002) hàm lượng ammon (NH4+) nhỏ hơn 2ppm không ảnh hưởng
đến thủy sinh vật và mức độ an toàn của ammonia (NH3+) là 0.1-0.5ppm. Như vậy nồng độ N-NH+4ở các nghiệm thức đều thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng.
4.1.1.3 Chỉ tiêu NO-2 0 0.2 0.4 0.6 0.8 0 4 8 12 16 20 Ngày ương Nồng độ (ppm) NT1 NT2 NT3 NT4 Hình 7: Nồng độ NO2- trong thí nghiệm 1
Theo Trần Minh Anh (1989) thì nồng độ NO-2 an toàn cho ấu trùng tôm nằm trong khoảng 0.5ppm. Ở NT4 nồng độ NO-2 tăng cao nhưng không ảnh hưởng đáng kể
lên ấu trùng. Có lẽ do trong công thức có gốc đạm cao hơn các công thức khác
4.1.1.4 Chỉ tiêu NO-3 0 20 40 60 80 0 4 8 12 16 20 Ngày ương Nồng độ (ppm) NT1 NT2 NT3 NT4 Hình 8: Nồng độ NO-3 trong thí nghiệm 1
Nồng độ N-NO3 cao, tuy nhiên N-NO3 không phải là yếu tố gây ảnh hưởng đến ấu trùng tôm mà chỉ là yếu tố biểu thị chất lượng nước trong hệ thống nuôi.
Tóm lại, hàm lượng đạm giữa các nghiệm thức khác biệt không đáng kể và nằm trong khoảng thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng tôm.
4.1.2 Tỉ lệ sống của ấu trùng tôm
- 26 - TỈ LỆ SỐNG 0 20 40 60 80 100 Z2 M2 PL1 PL5 PL12 Giai đoạn Tỉ lệ sống (%) NT1 NT2 NT3 NT4 Hình 9: Tỉ lệ sống của ấu trùng tôm ở thí nghiệm 1
Bảng 10: Tỉ lệ sống của ấu trùng tôm giữa các nghiệm thức thí nghiệm 1. Ký tự
giống nhau để chỉ nghiệm thức không sai biệt có ý nghĩa (P>0.05) Nghiệm thức
Giai
đoạn
Đối chứng D&K cải tiến D&K Chandra Z2 82.775±11.915b 77.600 ± 9.263b 77.725± 6.002b 61.200±7.004a M2 71.325±14.097b 64.425 ± 5.949ab 65.075± 4.856ab 53.600±6.872a PL1 62.375±15.179b 50.125 ±10.186ab 58.475± 7.210ab 45.975±3.889a PL5 58.575±14.394b 46.250 ± 2.784ab 53.500± 7.706ab 43.900±4.651a PL12 45.075±10.477a 39.975 ± 1.184a 43.350±10.587a 38.600±4.904a
Qua kết quả về tỉ lệ sống của ấu trùng cho thấy tỉ lệ sống của ấu trùng ở giai đoạn Zoae2 của nghiệm thức sử dụng NBNT theo công thức Chandra thấp hơn có ý nghĩa với các nghiệm thức khác. Từ giai đoạn Mysis2 trở về sau của ấu trùng tôm phát triển bình thường, nếu tính từ giai đoạn Mysis2 trở về sau thì không có sự
khác biệt về tỉ lệ sống giữa các nghiệm thức. Sở dĩ có sự khác biệt này là do tác
động của một hoặc vài loại hóa chất nào đó trong công thức Chandra ảnh hưởng
đến ấu trùng ở giai đoạn nauplii và giai đoạn zoae. Theo Paul (1968) có nhiều Mg++ trong nước biển sẽ gây ra bệnh bọt khí trên da hoặc vỏ và Mn++ nhiều làm cho tôm bị co giật, mất thăng bằng.Đặc biệt hơn, nghiệm thức sử dụng NBNT theo công thức Chandra tỉ lệ sống thấp hơn không có ý nghĩa ở giai đoạn sau chứng tỏ
nghiệm thức này giữđược tỉ lệ sống do tác động của các muối vi lượng và các muối bổ sung.
Giữa các nghiệm thức D&K, D&K cải tiến và nghiệm thức đối chứng sự khác biệt không có ý nghĩa về tỉ lệ sống và có thể chấp nhận được về mặt ứng dụng.
4.1.3 Tăng trưởng của ấu trùng
Chiều dài của ấu trùng tôm được biểu thị ở hình 10 và số liệu thống kê được biểu hiện ở bảng 11
- 27 - TĂNG TRƯỞNG 0 5 10 15 Z2 M2 PL1 PL5 PL12 Giai đoạn Chiều dài (mm) NT1 NT2 NT3 NT4 Hình 10: Tăng trưởng của ấu trùng ở thí nghiệm 1 Bảng 11: chiều dài của ấu trùng tôm giữa các nghiệm thức thí nghiệm 1
Nghiệm thức Giai
đoạn
Đối chứng D&K cải tiến D&K Chandra Z2 1.273±0.0014b 1.272±0.0016ab 1.272±0.0014b 1.271±0.0011a M2 3.101±0.0292b 3.088±0.0235b 3.092±0.0215b 3.018±0.0371a PL1 7.145±0.0956b 7.100±0.0817ab 7.120±0.1085ab 7.040±0.1265a PL5 9.710±0.0658b 9.650±0.0913b 9.660±0.0966b 9.550±0.1225a PL12 14.1 ±1.1972a 13.5 ±1.4337a 13.4 ±1.2649a 13 ±1.6997a Qua phân tích thống kê ở bảng 10 cho thấy chiều dài của ấu trùng tôm ở giai đoạn Zoae 2 của NT4 (1.271) thấp hơn NT1 và NT3 (1.273 và 1.272) có ý nghĩa. Giữa các cặp nghiệm thức còn lại sự khác biệt không có ý nghĩa ở p<0.05. Có sự khác biệt này là do tác động của một hoặc vài loại hóa chất nào đó trong công thức Chandra ảnh hưởng đến chiều dài của ấu trùng ở giai đoạn nauplii và giai đoạn zoae cũng như tác động lên tỉ lệ sống của ấu trùng tôm. Từ giai đoạn mysis đến giai
đoạn PL5 có sự khác biệt giữa NT4 và các nghiệm thức còn lại nhưng sự khác biệt này chủ yếu do ảnh hưởng từ giai đoạn đầu của ấu trùng. Đến giai đoạn PL12 chiều dài của ấu trùng không có sự khác biệt giữa các nghiệm thức. Tuy nhiên độ đồng
đều của ấu trùng tôm có sự khác biệt đáng kể. NT4 tôm có độ phân đàn cao hơn các nghiệm thức còn lại (std = 1.6997 so với 1.1972, 1.4337 và 1.2649) do ảnh hưởng về tỉ lệ sống của ấu trùng (nghiệm thức có tỉ lệ sống thấp (NT4) có độ phân đàn cao hơn các nghiệm thức còn lại). Điều này cũng cho thấy công thức có nhiều thành phần vi lượng cũng nhưđa lượng ở công thức Chandra hoặc ít quá nhưở công thức D&K cải tiến cũng ảnh hưởng lên tỉ lệ sống và tăng trưởng của ấu trùng mặc dù không có ý nghĩa. Tuy nhiên, khả năng ứng dụng vào sản xuất đại trà thì công thức