Phân loại
Số chó cái Số nỗn
X
p
Số nỗn thu đƣợc trên mỗi chó cái ở các độ tuổi lớn hơn 5 tháng tuổi và nhỏ hơn 5 tháng tuổi là rất khác biệt nhau về mặt thống kê (p=0,005). Trung bình là 25,38 đối với chó lớn hơn 5 tháng tuổi và 2,31 đối với chó nhỏ hơn 5 tháng tuổi.
Vì chó nhỏ hơn 5 tháng tuổi sẽ có kích thƣớc buồng trứng rất nhỏ, nang nỗn chƣa phát triển, rất khó trong q trình thao tác cắt nỗn. Do đó, sẽ khơng lấy đƣợc nỗn, nếu có lấy đƣợc thì tỉ lệ nỗn lấy đƣợc rất thấp và chất lƣợng khơng ổn định.
và sự chín của nỗn
Nhiệt độ của nƣớc nóng dùng để chần chó: 600C.
Nhiệt độ bên trong xoang bụng chó ở các giai đoạn của quá trình giết mổ để lấy mẫu:
Giai đoạn 1: 360C (đập chết chó) Giai đoạn 2: 420C - 430C (chần nƣớc nóng) Giai đoạn 3: 420C - 430C (thui da bằng lửa gas)
4.2.1. Đặc điểm hình thái của buồng trứng
Giai đoạn 1: Buồng trứng cịn rất tƣơi, có màu vàng trong, thấy rõ nhiều mạch máu
Hình 4.2. Buồng trứng đƣợc lấy ở giai đoạn 1 của quy trình giết mổ
Giai đoạn 2 và 3: Buồng trứng có màu vàng đục, các mạch máu sẫm màu.
4.2.2. Đặc điểm hình thái của nỗn
Ở tất cả các giai đoạn, khơng có sự khác biệt của nỗn về mặt hình thái, nỗn vẫn cịn giữ đƣợc cấu trúc bình thƣờng, các lớp tế bào cumulus vẫn bám chặt vào nỗn
Hình 4.4. Nỗn khi vừa đƣợc cắt ra khỏi buồng trứng 4.2.3. Kết quả IVM trứng 4.2.3. Kết quả IVM
Sự khác biệt giữa noãn đƣợc lấy khi giết mổ ở giai đoạn 1 và giai đoạn 2,3 sau khi nuôi cấy 72 giờ:
Giai đoạn 1: phần lớn các nỗn có tế bào chất màu đen, đồng nhất, tế bào cumulus giãn nở nhƣng vẫn bám chặt vào noãn. Khi nhuộm noãn vẫn giử nguyên cấu trúc, không bị vỡ.
Giai đoạn 2: sau khi nuôi cấy, tế bào cumulus khơng cịn bám vào nỗn, tế bào chất khơng đồng nhất, có màu xám. Một số nỗn có tế bào chất co cụm lại, tách khỏi lớp màng trong suốt tạo nên một khe trống. Khi nhuộm nỗn bị vỡ, có lẽ do cấu trúc màng tế bào đã bị phá hủy.
(a) (b)
Hình 4.5. Nỗn sau khi ni.
(a) (b)
Hình 4.6. Kết quả nhuộm noãn. (a) noãn vỡ; (b) noãn nguyên Bảng 4.2. Tỉ lệ các loại nỗn sau khi ni cấy
Giai đoạn Số đợt thí nghiệm Số nỗn tốt Số nỗn xấu Số nỗn chín Tỉ lệ chín Tỉ lệ % các loại nỗn-GD1 % Tỉ lệ % các loại nỗn-GĐ2
nỗn tốt nỗn xấu nỗn chín
phân loại
(a) (b)
cịn sống, dùng thủ thuật cắt buồng trứng. Cơng việc này đƣợc thực hiện ở các phịng khám thú y. Một số khác lấy mẫu ở lị mổ, nhƣng cơng việc này đƣợc thực hiện ở giai đoạn đầu của quy trình giết mổ. Ở Việt Nam, hầu nhƣ mẫu đƣợc lấy ở giai đoạn cuối, khi chó đã qua giai đoạn chần nƣớc sơi và thui lửa gas. Chính vì lý do đó, mẫu đã bị giảm chất lƣợng.
Từ kết quả trên, chúng ta rút ra đƣợc một số nhận định:
- Khi chó đã chần nƣớc nóng và đƣợc thui bằng lửa gas thì nỗn khơng cịn khả năng phát triển. Do đó, khơng thể sử dụng mẫu ở giai đoạn này để nuôi cấy.
- Chỉ có mẫu đƣợc lấy ở giai đoạn 1 (chó vừa bị đập chết) thì nỗn mới có khả năng phát triển và đạt metaphase II. Tuy nhiên, tỉ lệ nỗn chín (MII) trong nghiên cứu của chúng tơi cịn quá thấp (0,75%) so với tỉ lệ của Rodrigue( 4.2% - 8.1%) với cùng mơi trƣờng ni cấy.
Một số lí do có thể gây nên tỉ lệ nỗn chín thấp:
- Do mơi trƣờng làm việc chƣa đạt đƣợc điều kiện vô trùng nên rất dễ bị tạp nhiễm trong quá trình thao tác.
- Trên thị trƣờng nƣớc ta, chúng tơi khơng tìm đƣợc ECS, nên đã thay thế bằng FBS. ECS là huyết thanh bò đƣợc lấy ở giai đoạn động dục, là giai đoạn chứa những thành phần thiết yếu cho sự phát triển của nỗn. Trong khi đó, FBS là huyết thanh bị ở giai đoạn mang thai, tức là giai đoạn ức chế sự phát triển của nỗn.
4.3. Thí nghiệm 3: ảnh hƣởng của chu kỳ sinh sản lên chất lƣợng và số lƣợng
noãn thu hoạch
Các nghiên cứu trƣớc đây của Bolamba và cs (1998) chứng minh rằng nang noãn ở giai đoạn xoang nang chứa noãn phát triển với đặc điểm lớp lipid của tế bào chất cô đặc. Theo quan sát của chúng tơi, về mặt hình thái, nang nỗn ở giai đoạn xoang nang chứa những đặc điểm đúng nhƣ Bolamba đã mô tả. Tuy nhiên, mục tiêu của nội dung nghiên cứu của thí nghiệm 3 khơng những xét đến chất lƣợng mà cịn lƣu ý số lƣợng noãn thu đƣợc.
Theo Feldam và Nelson (1996), rất khó xác định chó đang ở giai đoạn động dục, giai đoạn nghỉ ngơi hay giai đoạn mang thai ở những ngày đầu. Do đó, cần dựa vào dấu
hiệu hình thái bên ngồi kết hơp với hình dạng của buồng trứng để biết đƣợc giai đoạn sinh sản của chó. Các chó khảo sát trong thí nghiệm 3 đƣợc chia làm các giai đoạn sau:
Giai đoạn buồng trứng có nang nỗn với xoang nang (động dục và trƣớc động dục)
Giai đoạn buồng trứng có thể vàng (sau động dục) Giai đoạn nghỉ ngơi
Mang thai Ni con
Bảng 4.3 Số lƣợng nỗn thu đƣợc trên mỗi chó theo giai đoạn sinh sản
Phân loại chó
Số chó cái Số nỗn
X (nỗn)
tỉ lệ nỗn trên các giai đoạn
n o ãn s ố giai đoạn
Biểu đồ 4.2. Số lƣợng nỗn thu đƣợc trên mỗi chó theo giai đoạn sinh sản
Kết quả trên ta thấy tỉ lệ noãn thu đƣợc ở pha nang noãn cao hơn ở các pha khác (p=0,002). Kết quả này trùng khớp với kết quả nghiên cứu của Rodrigues (2003) với số nỗn thu đƣợc trên mỗi chó cái là 52.8 nỗn/chó.
4.4. Một số kinh nghiệm trong IVM a. Lấy mẫu
Tỉ lệ noãn lấy đƣợc cao nhất ở giai đoạn xoang nang, do đó nên lấy mẫu ở những chó đang giai đoạn trƣớc động dục và động dục với những biểu hiện nhƣ sau:
Giai đoạn trƣớc động dục: chó cái có những dấu hiệu âm hộ sƣng đỏ, chảy máu và dịch tiết
Giai đoạn động dục: âm hộ giảm sƣng, trở nên mềm nhăn da, dịch tiết có màu hồng lợt, hơi dẻo và trong.
Thời kỳ động dục của chó nhiều nhất là vào các tháng 3, 5, 7.
b. Quản lý phịng thí nghiệm
Phịng thí nghiệm và tất cả dụng cụ phải đƣợc khử trùng trƣớc khi nuôi cấy. Dây hút trứng nên đƣợc kết nối với đầu lọc vô trùng để tránh sự tạp nhiễm. Kháng sinh phải đƣợc pha ngay trƣớc khi ni nỗn, khơng đƣợc bổ sung trƣớc vào mơi trƣờng vì kháng sinh là hợp chất hữu cơ, rất dễ bị biến tính khi pha chung với các chất khác.
Trong điều kiện phịng thí nghiệm hiện nay, thao tác cắt trứng khơng thể thực hiện đƣợc trong tủ cấy vô trùng nên trong quá trình thao tác, sử dụng ngọn đèn cồn trong quá trình thao tác để hạn chế vấy nhiễm.
c. Nhuộm noãn
Khi nhuộm noãn, khơng nên cho q nhiều nỗn vào một phiến kính, rất khó kiểm sốt trong q trình thao tác
Nỗn chó có rất nhiều lipid nên khi nhuộm nỗn, nên có thêm bƣớc loại bỏ lipid bằng hỗn hợp acetic:ethanol:chloroform (3:6:1). Hỗn hợp này cũng có tác dụng cố định nỗn, giúp nỗn bám chặt vào phiến kính.
PHẦN 5. KẾT LUẬN VÀ ĐỀ NGHỊ
5.1. Kết luận
- Chó lớn hơn 5 tháng tuổi cho số nỗn nhiều hơn chó nhỏ hơn 5 tháng tuổi (23,38 nỗn/chó so với 2,31 nỗn/chó).
- Nỗn thu đƣợc từ chó vừa đập chết (giai đoạn 1 của quy trình giết mổ) có khả năng đƣợc ni chín. Trong khi đó, nỗn đƣợc lấy khi chó bị chần nƣớc sơi hoặc thui da (giai đoạn 2 và 3 của quy trình giết mổ) lại khó có khả năng ni chín.
- Chó ở các giai đoạn sinh sản khác nhau cho số lƣợng nỗn thu đƣợc khác nhau, cao
nhất ở chó có buồng trứng chứa nang nỗn có xoang nang - Tỉ lệ nỗn đạt M II đạt 0,75%
5.2. Đề nghị
- Nghiên cứu ni nỗn trong mơi trƣờng đồng nuôi cấy.
- Sử dụng bộ ổn nhiệt trong q trình thao tác cắt nỗn, giữ cho nhiệt độ của nỗn ln đạt 370C.
- Đánh giá ảnh hƣởng của các giống chó lên kết quả IVM. - Sau khi đạt đƣợc tỉ lệ nỗn chín ổn định, tiến hành IVF.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
Tiếng Việt
[1]Nguyễn Tấn Anh, Nguyễn Quốc Đạt, 1997. Thụ tinh nhân tạo gia súc-gia cầm. NXB Nông Nghiệp.
[2]Thái Thị Mỹ Hạnh, 2005. Khảo sát khả năng khai thác tinh trên chó và khả năng bảo
quản của một số môi trường pha chế tinh. Luận văn thạc sĩ khoa học nông nghiệp, Đại
học Nơng Lâm TP. Hồ Chí Minh.
[3] Nguyễn Bạch Thảo Vy, 2005. Áp dụng quy trình ni chín nỗn in vitro trên heo và
chó. Khóa luận tốt nghiệp, Đại học Nơng Lâm TP. Hồ Chí Minh.
Tiếng nƣớc ngồi
[4]Bogliolo L., Zedda M.T., Ledda S., Leoni G., Naitana S. and Paul S., 2002. Influence of co–culture with oviductal epithelial cells on in vitro maturation of canine oocytes.
Reprod. Nutr. Dev 2002; 42:265 – 73 .
[5] Bolamba D., Borden-Russ K.D. and Durant B.S., 1998. In vitro maturation of
domestic dog oocytes cultured in advanced preantral and early antral follicles.
Theriogenology, 49: 933 – 942.
[6]Charlotte O., 2000. FRS the female reproduction system: funtion and histology. html. Histology of female reproduction system. http//www.cvm.okate.edu.
[7] Cole H.H. and Cupps, 1959. Reproduction in domestic animals. Academic press, New York and London, pp. 342 – 345, 369 – 374.
[8]De la Barre A.E., Gerson V., Gout S., Creaven M., Allis C.D. and Dimitrov S., 2000. Core histone N – termini play an essential role in meiotic chromosome condensation.
EMBOJ, 19: 379 – 391.
[9] Downs S.M. and Hudson E.D., 2000. Energy subtrates and the completion of spontaneous meiotic maturation. Zygote, 8: 339 – 351.
[10] Eppig J.J. and Wigglesworth K., 2002. Factors affecting the developmental competence of mouse oocytes grown in vitro: oxygen tension. Mol. Reprod. Dev., 42: 447 – 456.
[11] Fair, T., Hyttel. P, and Greve. T, 1995. Bovine oocyte diameter in relation to maturational competence and transcriptional activity. Mol. Repro. Dev., 42:437-442.
[13] Gaia C. Luvoni, Sara Chigioni, Elisa Allievi, Debora Macis, 2004. Factor involved in vivo maturation of canine occytes. Theriogenology, 63: 41-59.
[14] Gordon I.,1994.Laboratory production of cattle embryo. Wallingford:Cab international.
[15] Hewitt DA, Watson PF, England GCW.,1998. Nuclear staining and culture requirements for in vitro maturation of domestic bitch oocytes. 49:1083-101.
[16] Hewitt DA, Watson PF, England GCW.,1998. The effect of oocyte size and bitch age upon oocyte nuclear maturation in vitro. Theriogenology, 49(5):957-66.
[17] Hewitt DA, England GCW.,1999. Influce of gonadotropin suplementation on the in vitro maturation of bitch oocytes. Vet Rec, 144:237-9
[18] Hewitt DA, England GCW.,1999. Synthetic oviductal fluid and oviductal cell co- culture for canine oocyte maturation in vitro. Anim. Repro. Sci., 55:63-75.
[19]Hirano T. and Mitchison T.J., 1994. A heterodimeric coiled-coil protein required for mitotic chromosome condensation in vitro. Cell, 79: 449 – 458.
[20] Hong Thuy Bui, Emi Yamaoka and Takashi Miyano, 2004. Involvement of Histone H3 (Ser 10) phosphorylation in chromosome condensation without Cdc2 kinase and mitogen activated protein kinase activation in pig oocytes. Biol. Reprod., 70: 319 – 326. [21] Isobe N, Terada T. Effect of factors inhibiting germinal vesicle breakdown on the disruption of gap junctions and cumulus expansion of pig cumulus-oocyte complexes cultured in vitro. Reproduction,121:249-57.
[22] Kubelka M., Anger M., Kalous J., Schults R.M. and Motlik J., 2002. Chromosome condensation in pig oocytes: lack of a requirement for either cdc2 kinase or MAP kinase activity. Mol. Reprod. Dev., 63: 110 – 118.
[23] Liu X., Andoh K., Yokota H., Kobayashi J., Abe Y. and Yamada K., 1998. Effects of growth hormone, activin and follistatin on the development of preantral follicles from immature female mice. Endocrinology, 139: 2342 – 2347.
[24] Luvoni G.C., Chigioni S., Allievi E. and Macis D., 2003. Meiosis resumption of canine oocytes cultured in the isolated oviduct. Reprod Domest Anim 2003; 38: 410 – 414.
[25] Luvoni G.C., Chigioni S., Allievi E., Macis D. and Perego L., 2003. Extension incubation time in a two-step culture system for the maturation of canine oocytes. Proc. 3rd EVSSAR Annual Congress, 123 – 124.
[26] Mao J., Caamano T.N. , Cantely T.C., Farwell R., Rieke , Smith M.F. and Day B.N., 2003. Effect of follicular size on developmental competence of porcine oocytes in vitro. American Dairy Science Association. Joint Annual Meeting, USA, [Abstract].
[27] Masaya Geshi and Naoki Takenouchi, 2000. Effects of sodium pyruvate in nonserum maturation medium on maturation fertilization, and subsequent development of bovine oocytes with or without cumulus cells. Biol. Reprod., 63: 1730 – 1734.
[28] Masui Y. and Markert C.L., 1971. Cytoplasmic control of nuclear behavior during meiotic maturation of frog oocytes. J. Exp. Zool., 177: 129 – 145.
[29]Matton J.S. and Nyland T.G., 1995. Veterinary dianostic ultrsound. 2nd edition, W.B. Sauders Company, USA. Chapter 10. pp 130-151.
[30] Mc Natty K.P., Fidler A.E., Juengel J.L., Quirke L.D., Smith P.R. and Health D.A., 2000. Growth and paracrine factors regulating follicular formation and cellular function.
Mol. Cell Endocrinol, 163: 11 – 20.
[31] Min Kyu Kim, Yuda Heru Fibrianto, Hyun Ju Oh, Goo Jang, Hye Jin Kim, Kyu Seung Lee, Sung Keun Kang, Byeong Chun Lee and Woo Suk Hwang, 2004. Effect of β- mercaptoethanol or epidermal growth factor supplementation on in vitro maturation of canine oocytes collected from dogs with different stages of the estrus cycle. J. Vet. Sci., 5(3): 253 – 258.
[32] Min Kyu Kim, Yuda Heru Fibrianto, Hyun Ju Oh, Goo Jang, Hye Jin Kim, Kyu Seung Lee, Sung Keun Kang, Byeong Chun Lee and Woo Suk Hwang, 2005. Effects of estradiol-17β and progesteron supplementation on in vitro nuclear maturation of canine oocytes. Theriogenology 63 [Abstract].
[33] Kane M.T, 2003. A review of in vitro gamete maturation and embryo culture and potential impact on future animal biotechnology. Animal Reprod. Sci., 79: 171 – 190. [34] Nickson D.A., Boyd J.S., Eckersall P.D., Ferguson J.M., Harvey M.J.A., Renton J.P., Molecular biological methods for monitoring oocyte maturation and invitro fertilization in bitch, J. Repro. Fertil. Suppl. 47 (1993) 231-240.
[35]Otoi T., Fujii M., Tanaka M., Ooka A. and Suzuki T., 1999. Effects of serum on the in vitro maturation of canine oocytes. Reprod. Fertil. Dev., 11:387 – 390.
81.
[37] Robert van den Hurk and Jia Zhao, 2005. Formation of mammalian oocytes and their growth, differentiation and maturation within ovarian follicles. Theriogenology 63: 1717
– 1751.
[38] Rodrigues B.A. and Rodrigues L.J., 2003. Influence of reproductive status on in vitro oocyte matuation in dogs. Theriogenlogy 60: 59 – 66.
[39]Sara C., Luvoni G.C., Elisa A. and Debora M., 2005. Factor involved in vivo and in vitro maturation of canine oocytes. Theriogenology 63: 41 – 59.
[40]Sawyer H.T., Smith P., Health D.A., Juengel J.L., Wakefield S.J. and Mc Natty K.P., 2002. Formation of varian follicles during fetal development in sheep. Biol.
Reprod.,66:1134 – 1150.
[41] Songsasen N., Spindler R. and Wildt D.E., 2004. Follicular size, but not stage of reproduction or season, influences meiotic maturation of domestic dog oocytes.
Reproduction, Fertility and Development, 282 – 283 [Abstract].
[42] Songsasen N., Yu I. and Leibo S.P., 2002. Nuclear maturation of canine oocytes cultured in protein-free media. Mol. Reprod. Dev., 62:407 – 415.
[43]Sorensen R.A., and Wassaman P.M., 1976. Relationship between growth and meotic maturation of mouse occyte. Dev. Biol., 50:531-536.
[44] Sutani T., Yuasa T., Tomonaga T., Takio K. and Yanagida M., 1999. Fisson yeast condensin complex essential roles of non-SMC subunits for condensation and Cdc2 phosphorylation of Cut3/ SMC4. Genes Dev., 13: 2271 – 2283.
[45] Takashi Nagai, Misu Ebihara, Akira Onushi and Masanori Kubo, 1997. Germinal versicle stages in pig follicular oocytes collected by different methods. Journal of
Reprod. Dev., 43: 340 – 342.
[46] Van den Hurk R., Bevers M.M. and Dieleman S.J., 1999. Comparative
endocrinology and reproduction. New Dehli. Narosa Publishing house, pp. 296 – 312.
[47] Wei Y., Yu L., Bowen J., Gorovsky M.A. and Allis C.D., 1999. Phosphorylation of histone H3 is required for proper chromosome condensation and segregation. Cell, 97:99 – 109.
[48] Yamada S, Shimazu Y, Kawano Y, Nakazawa M, Naito K, Toyoda Y., 1993. In vitro maturation and fertilization of preovulatory dog oocyte. J Reprod.Fertil.Suppl., 47:227-9.
[49] www.cytochemistry.net/.../022%20_%2019_15.jpg [50] http://sprojects.mmi.mcgill.ca/menstrualcycle/primar [51] http://www.theses.ulaval.ca .
PHỤ LỤC: XỬ LÝ THỐNG KÊ
One-way Analysis of Variance
Analysis of Variance for so noan
Source DF giai doa 4 Error Total Level N 1 17 2 8 3 5 4 8 5 5 Pooled StDev =
One-way Analysis of Variance
Analysis of Variance for so noan
Source DF tuoi 1 Error 53 Total 54 Level N 1 13 2 42 25.38 Pooled StDev = 22.57
One-way Analysis of Variance
Analysis of Variance for noan tot
Source DF Giai doa Error Total Level N 1 14 2 12
---------+