4. Tính mới của đề tài
3.3.6. Hàm lượng NH3 trong hỗn hợp saukhi bảo quản 15 ngày
0,017b 0,013b 0,028b 0,019b 0,429a 0 0.05 0.1 0.15 0.2 0.25 0.3 0.35 0.4 0.45 0.5 0:01 1:01 1:02 2:01 ĐC
Hình3.10. Hàm lượng NH3 trong hỗn hợp đã bảo quản 15 ngày saukhi phối trộn BĐN đã được xử lý bởi B. amyloliquefaciens N1
và L. fermentum DC4t2
(Các chữ cái khác nhau thể hiện sự sai khác về ý nghĩa thống kê (p<0,05))
Tỷ lệ phối trộn của BĐN đã xử lý bởi B. amyloliquefaciens N1 và L. fermentum DC4t2 (w:w). Hà m l ượng N H3 (%)
Hàm lượng NH3 trong tất cả các mẫu BĐN có xử lý sau 15 ngày bảo quản là không đáng kể. Trong khi đó, hàm lượng này trong mẫu đối chứng (ĐC) rất cao (0,429%) (Hình 3.10). Điều này cho thấy sự khống chế quá trình phân hủy tiếp theo của B. amyloliquefaciens N1 do tác động bởi vi khuẩn lactic nhờ vào sự sản sinh lactic acid là rất có ý nghĩa trong quá trình bảo quản.
3.3.7. Mật độ tế bào sống trong hỗn hợp sau 15 ngày bảo quản
Số lượng tế bào sống của B. amyloliquefaciens N1 trong các tỷ lệ phối trộn giữa BĐN đã xử lý bởi B. amyloliquefaciens N1 và L. fermentum DC4t2 (1:1, 1:2 và 2:1) sau 15 ngày bảo quản (Bảng 3.4) lần lượt là 13,874 lg CFU/ml; 13,810 lg CFU/ml; 13,952 lg CFU/ml. Trong khi đó, lượng tế bào sống của vi khuẩn lactic L. fermentum
DC4t2 thấp hơn rất nhiều (9,790 lg CFU/ml; 10,016 lg CFU/ml; 9,786 lg CFU/ml và 9,675 lg CFU/ml tương ứng với các tỷ lệ phối trộn 1:1; 1:2; 2:1 và 0:1).
Bảng 3.4. Mật độ tế bào sống tương ứng với các tỷ lệ phối trộn khác nhau của BĐN đã được xử lý bởi B. amyloliquefaciens N1 và L. fermentum DC4t2 sau 15 ngày bảo
quản (lg CFU/g)
Chủng vi khuẩn
Tỷ lệ phối trộn B. amyloliquefaciens N1 L. fermentum DC4t2
1:1 13,874ab 9,790d
1:2 13,810b 10,016c
2:1 13,952a 10,786b
0:1 0 10,975a
(Chú thích:1:1, 1:2, 2:1 là tỷ lệ giữa BĐN đã được xử lý bởi B.
amyloliquefaciens N1 và L. fermentum DC4t2).
(Số liệu được xử lý Duncan theo cột thể hiện sự sai khác về mật độ tế bào sống còn lại sau 15 ngày trong BĐN đã xử lý, các chữ số khác nhau thể hiện sự sai khác về mặt ý nghĩa thống kê (p<0,05)).
Như vậy, sau khi thực hiện quá trình thủy phân các thành phần khó tiêu trong BĐN thành các hợp chất dễ tiêu hóa, sau 15 ngày, pH của BĐN đã xuống thấp, sự hoạt động của B. amyloliquefaciens N1 bị ức chế nên quá trình gây thối giảm nên hàm lượng NH3 thấp (Hình 3.10). Tuy nhiên, do có khả năng tạo bào tử nên chúng vẫn phát triển trở lại khi được cấy lên trên môi trường thạch. Sự tồn tại ở dạng bào tử là một lợi thế của B. amyloliquefaciens N1 chịu được pH của dịch dạ dày và đi vào trong đường tiêu hóa khi dùng chế phẩm này làm thức ăn cho vật nuôi. Đối với L. fermentum
DC4t2 vào BĐN, số tế bào sống trong hỗn hợp có phần thấp hơn có thể là do pH giảm nên có ức chế một phần sự phát triển của chúng. Sự tồn tại của các loài vi khuẩn lactic sẽ có tác dụng chức năng probitic cho động vật.
3.4. ĐỀ XUẤT QUY TRÌNH CÔNG NGHỆ XỬ LÝ NÂNG CAO GIÁ TRỊ SỬ DỤNG BÃ ĐẬU NÀNH Ở QUY MÔ PHÒNG THÍ NGHIỆM DỤNG BÃ ĐẬU NÀNH Ở QUY MÔ PHÒNG THÍ NGHIỆM
Từ các kết quả đạt được ở trên, chúng tôi đề nghị quy trình công nghệ xử lý BĐN ở quy mô phòng thí nghiệm theo sơ đồ Hình 3.11. Trong quy trình này, BĐN được xử lý theo hai giai đoạn: giai đoạn một xử lý riêng rẽ bởi B. amyloliquefaciens
N1 và L. fermentum DC4t2, giai đoạn hai sẽ phối trộn hai bán thành phẩm của giai đoạn một với tỷ lệ khác nhau, theo dõi một số chỉ tiêu trong quá trình bảo quản ở nhiệt độ phòng để chọn ra tỷ lệ phối trộn thích hợp.
3.4.1. Giai đoạn xử lý riêng rẽ
3.4.1.1. Xử lý bã đậu nành bởi L. fermentum DC4t2
BĐN được phối trộn với chế phẩm L. fermentum DC4t2 với mật độ tế bào ban đầu là 106
CFU/g. Hỗn hợp thu được sau khi phối trộn được ủ ở 43oC. Sau 22 giờ ủ, với quá trình lên men lactic xảy ra đồng thời có sự phát triển sinh tế bào và các quá trình hoạt động khác của tế bào, ta thu được bán thành phẩm BĐN đã được xử lý bởi
L. fermentum DC4t2 (BXL).
3.4.1.2. Xử lý bã đậu nành bởi B. amyloliquefaciens N1
BĐN đầu tiên được phối trộn bởi chế phẩm B. amyloliquefaciens N1 và ủ lần 1 ở 37oC. Mật độ gieo cấy ban đầu và thời gian ủ thích hợp 107CFU/g và 24 giờ. Trong giai đoạn này, vi khuẩn phát triển và sinh tổng hợp enzyme ngoại bào.
Ở giai đoạn hai, các hỗn hợp trên được tiếp tục ủ trong 4 giờ. Nhiệt độ ủ thích hợp trong giai đoạn 2 là 45oC. Bán thành phẩm BĐN đã được xử lý bởi B. amyloliquefaciens N1 (BXB).
3.4.2. Giai đoạn xử lý kết hợp
BXB và BXL được phối trộn với nhau theo tỷ lệ 2:1, đóng gói (0,5 kg) và bảo quản ở nhiệt độ phòng.
3.4.3. Tính chất của chế phẩm thu được
Sau 15 ngày bảo quản, chế phẩm BĐN đã được xử lý bởi hỗn hợp B. amyloliquefaciens N1 và L. fermentum DC4t2 có những tính chất như sau:
+ Mật độ tế bào sống: B. amyloliquefaciens N1: 13,952 lg CFU/g; L. fermentum
DC4t2: 10,786 lg CFU/g
+ Hoạt độ amylase: 41,801 U/g + Hoạt độ protease: 0,348 HP/g.
Hình 3.11. Sơ đồ công nghệ xử lý bã nâng cao giá trị sử dụng của bã đậu nành hai giai đoạn Bã đậu nành Chế phẩm L. fermentum DC4t2 Chế phẩm B. amyloliquefaciens N1 Phối trộn Phối trộn
Mật độ tế bào gieo cấy ban đầu: 106 CFU/g
Mật độ tế bào gieo cấy ban đầu: 107CFU/g
Nhiệt độ: 43oC Thời gian: 22 giờ
Ủ
Nhiệt độ: 37o
C Thời gian: 24 giờ
Ủ lần 1
Ủ lần 2 Nhiệt độ: 45o
C Thời gian: 4 giờ
Phối trộn
Tỷ lệ giữa BXL và BXB là 2:1 Bã đậu nành đã được xử lý bởi
L. fermentum DC4t2 (BXL)
Bã đậu nành đã được xử lý bởi
B. amyloliquefaciens N1 (BXB)
CHƯƠNG 4. KẾT LUẬN VÀ ĐỀ NGHỊ
4.1. KẾT LUẬN
Từ những kết quả đã đạt được chúng tôi có kết luận như sau:
* Đã thiết lập được quy trình công nghệ xử lý nâng cao giá trị sử dụng của bã đậu nành bởi các chế phẩm vi sinh của các chủng Bacillus amyloliquefaciens N1 và
Lactobacillus fermentum DC4t2 ở quy mô phòng thí nghiệm.
* Sản phẩm bã đậu nành đã được xử lý và sau 15 ngày bảo quản có những đặc điểm như sau:
+ Mật độ tế bào sống: B. amyloliquefaciens N1: 13,952 lg CFU/g; L. fermentum
DC4t2: 10,786 lg CFU/g
+ Hoạt độ amylase: 41,801 U/g + Hoạt độ protease: 0,348 HP/g.
4.2. ĐỀ NGHỊ
- Nghiên cứu phát triển đề tài bằng cách mở rộng ở quy mô pilot.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
Tiếng Việt
1. Võ Văn Quốc Bảo, Đỗ Thị Bích Thủy (2010), Tuyển chọn và tối ưu một số điều kiện nuôi cấy chủng Bacillus amyloliquefaciens N1 sinh tổng hợp amylase, Tạp chí công nghệ sinh học, 8(3B), tr. 1617-1624.
2. Nguyễn Lân Dũng (Người dịch ) (1983), Thực tập vi sinh vật học, NXB Đại học và trung học chuyên nghiệp Hà Nội.
3. Trương Thị Minh Hạnh, Châu Thị Tiến (2014), Thu nhận enzyme cellulase từ nấm mốc Trichoderma Harzianum để thủy phân BĐN, Tạp chí Khoa học và Công nghệ, Đại học Đà Nẵng, 5(78), tr. 141.
4. Lại Mai Hương và các cộng sự (2008), Nghiên cứu công nghệ chế biến BĐN tạo chế phẩm dinh dưỡng giàu chất xơ, Báo cáo nghiệm thu đề tài khoa học công nghệ, Trường Đại học Bách Khoa, TPHCM.
5. Phạm Trần Thùy Hương, Đỗ Thị Bích Thủy (2012), Ảnh hưởng của một số yếu tố lên quá trình thu nhận chế phẩm amylase ngoại bào cao từ Bacillus subtilis
DC5, Tạp chí khoa học Đại học Huế, 71(2), tr. 187-199.
6. Nguyễn Văn Mùi (2001), Thực hành hóa sinh học, Nhà xuất bản Đại học Quốc gia Hà Nội.
7. Đỗ Thị Bích Thủy (2012), Nghiên cứu các yếu tố ảnh hưởng đến sự thu nhận chế phẩm protease ngoại bào của Bacillus amyloliquefacien N1, Tạp chí khoa học Đại học Huế, 71(2), tr. 277-288.
8. Nguyễn Thị Thanh Tịnh, Trương Thị Minh Hạnh (2013), Nghiên cứu quá trình thủy phân và lên men axit xitric từ bã đậu nành bằng Aspergillus oryzrea và
Aspergillus niger, Tạp chí Khoa học và Công nghệ, Đại học Đà Nẵng, tr. 63- 54. 9. Nguyễn Hạ Vi, Trần Thị Xô (2014), Nghiên cứu sử dụng cellulase của Bacillus
subtilis để thủy phân bã đậu nành, Tạp chí Khoa học và Công nghệ, Đại học Đà Nẵng, 3(76), tr. 125.
Tiếng Anh
10. Annamalai N., Rajeswari M. V., Balasubramanian T. (2014), Enzyme saccharification of pretreated rice straw by cellulase produced from Bacillus carboniphilus GAS 3 utilizing linocellulosic wastes through statistical optimization, Biomass and Bioenergy, 68, pp. 151-160.
11. Annamalai N., Rajeswari M. V., Balasubramanian T. (2013), Extraction, purification and application of thermostable and halostable alkaline protease from Bacillus alveayuensis CAS 5 using marine wastes, Food and Bioproducts Processing, In Press, Corrected Proof, Available online 29 August 2013.
12. Annamalai N., Rajeswari M. V., Sahu S. K., Balasubramanian T. (2014), Purification and characterization of solvent stable, alkaline protease from
Bacillus firmus CAS 7 by microbial conversion of marine wastes and molecular mechanism underlying solvent stability, Process Biochemistry, 49( 6), pp. 1012-1019.
13. Asgher M., Javaid Asad M., Rahman S.U., Legge R.L. (2007), A thermostable α-amylase from a moderately thermophilic Bacillus subtilis strain for starch processing, Journal of Engineering, 79, pp. 950-955.
14. Asker M. M.S., Mahmoud M. G., Shebwy K. E., Abd el Aziz M. S. (2013), Purification and characterization of two thermostable protease fractions from
Bacillus megaterium, Journal of Genetic Engineering and Biotechnology, 11(2), pp. 103-109.
15. Balasubramanian N., Simões N. (2014), Bacillus pumillusS124A carboxymethyl celluloase: a thermo stable enzyme with a wide substrate spectrum utility,
International Journal of Biological Macromolecules, 67, pp. 132-139.
16. Bhatia Y., Mishra S., & Bisaria V. (2002), Microbial β-glucosidases: cloning, properties, and applications, Critical Reviews in Biotechnology, 22, pp. 375-407. 17. Castro-Ochoa L. D., Rodríguez-Gómez C., Valerio-Alfaro G., Ros R. O.
(2005), Screening, purification and characterization of the thermoalkalophilic lipase produced by Bacillus thermoleovorans CCR11, Enzyme and Microbial Technology, 37(6), pp. 648-654.
18. Cock L. S. and Rodríguez de Stouvenel A. (2005), Lactic acid production by strain Lactococcus lactis subs lactis isolated from sugar can plants, Electronic Journal of Biotechnology, 9(1), pp. 40-48.
19. Farrooq U., Anjum F. M., Zahoor T., and Akram K. (2012), Optimization of lactic acid production from cheap raw material: sugarcane molasses, Pak. J. Bot.,
44(1), pp. 333-338.
20. Fujita, T., Funako, T., & Hayashi, H. (2004), 8-Hydroxydaidzein, an aldose reductase inhibitor from okara fermented with Aspergillus sp. HK-388,
Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 68, pp. 1588-1590.
21. Harshvardhan K., Mishra A., Jha B. (2013), Purification and characterization of cellulase from a marine Bacillus sp. H1666: Apotential agent for single step saccharification of seaweed biomass, Journal of Molecular Catalysis B: Enzymatic, 93, pp. 51-56.
22. Izumi T., Piskula M. K., Osawa S., Obata A., Tobe K., Saito M., Kikuchi M. (2000), Soy isoflavone aglycones are absorbed faster and in higher amounts than their glucosides in humans, Journal of Nutrition,130, pp. 1695-1699.
23. Jackson C. J. C., Dini J. P., Lavandier, C., Rupasinghe H. P. V., Faulkner H., Poysa, V. (2002), Effects of processing on the content and composition of isoflavones during manufacturing of soy beverage and tofu, Process Biochemistry,
37, pp. 1117-1123.
24. Jim_enez-Escrig, A., Alaiz, M., Vioque, J., & Rup_erez, P. (2010), Health- promoting activities of ultra-filtered okara protein hydrolysates released by in vitro gastrointestinal digestion: identification of active peptide from soybean lipoxygenase, European Food Research and Technology, 230, pp. 655-663. 25. Jiang P., Mu S., Li H., Li Y., Feng C., Jin J.-M. (2015), Design and application
of a novel high-throughput screening technique for 1-deoxynojirimycin,
Scientific Reports, 5.
26. Kabir A.M., Aiba Y., Takagi A., Kamiya S., Miwa T., Koga Y. (1997), Prevention of Helicobacterpylori infection by Lactobacilli in a gnotobiotic murine model, Gut, 41, pp. 49-55.
27. Khare S. K., Jha K., & Gandhi A. P. (1995), Citric acid production from okara (soy residue) by solid-state fermentation, Bioresource Technology, 54, pp. 323-325. 28. Kotzamanidis Ch., Roukas T., and Skaracis G. (2002), Optimization of lactic
acid production from beet molasses by Lactobacillus delbruckii NCIMB 8130, World Journal of Microbiology & Biotechnology, 18, pp. 441-448.
29. Kumar S., Kikon K., Upadhyay As., Kanwar S. S., Gupta R. (2005), Production, purification and characterization of lipase from thermophilic Bacillus coagulans
BTS-3, Protein Expression and Purification, 41(1), pp. 38-44.
30. Lee Y.J., Kim B.K., Lee B.H., Lee N.K., Chung C.H., Lee Y.C., Lee J.W. (2008), Purification and characterization of cellulase produced by Bacillus amyoliquefaciens DL-3 utilizing rice hull, Bioresour Technol., 99(2), pp. 378-386. 31. Lee Y.K., Salminen S. (2009), Handbook of probiotics and prebiotics, 2nd
edition, John Wiley & Sons Inc, Canada.
32. Lee S.-I., Lee Y.-K., Kim S.-D., Lee J.-E., Choi J., Bak J.-P.,…Lee I. (2013b), Effect of fermented soybean curd residue (FSCR; SCR-meju) by Aspergillus oryzae on the anti-obesity and lipids improvement, Journal of Nutrition and Health, 46, pp. 493-502.
33. Li B., Qiao M., & Lu F. (2011), Composition, nutrition and utilisation of okara (soybean residue), Food Reviews International, 28, pp. 231-252.
34. Liang T.-W., Hsieh J.-L., Wang S.-L. (2012), Production and purification of a protease, a chitosanase, and chitin oligosaccharides by Bacillus cereus TKU022 fermentation, Carbohydrate Research, 362, pp. 38-46.
35. Liong M.T., Shah N.P. (2005), Acid and Bile Tolerance and Cholesterol Removal Ability of Lactobacilli Strains, Journal of Dairy Science, 88, pp. 55-66.
36. Liu X. D. & Xu Y. (2008), A novel raw starch digesting α-amylase from a newly isolated Bacillus sp. YX-1: Purification and characterization, Biosource Technology, 99, pp. 4315-4320.
37. Mateos-Aparicio I., Redondo-Cuenca A., Villanueva-Su_arez M.-J., Zapata- Revilla M.-A., & Tenorio-Sanz M.-D., (2010a), Pea pod, broad bean pod and okara, potential sources of functional compounds, LWT - Food Science and Technology, 43, pp. 1467-1470.
38. Mateos-Aparicio I., Redondo-Cuenca A., & Villanueva-Su_arez M. J. (2010), Isolation and characterisation of cell wall polysaccharides from legume by- products: okara (soymilk residue), pea pod and broad bean pod, Food Chemistry, 122, pp. 339-345.
39. Matsuo M., (2004), Low-salt O-miso produced from koji fermentation of oncom improves redox state and cholesterolemia in rats more than low-salt soybeanmiso, Journal of Nutritional Science and Vitaminology, 50, pp. 362. 40. Matsuo M. (2006), Chemical components, palatability, antioxidant activity and
antimutagenicity of oncom miso using a mixture of fermented soybeans andokara with Neurospora intermedia, Journal of Nutritional Science and itaminology (Tokyo,) 52, pp. 216-222.
41. Matsuo M., & Takeuchi T. (2003), Preparation of low salt miso-like fermentedseasonings using soy-oncom and okara-oncom (fermented soybeans and okarawith Neurospora intermedia) and their antioxidant activity and antimutagenicity, Food Science and Technology Research, 9, pp. 237-241. 42. Mawadza C., Hatti-Kaul R., Zvauya R., Mattiasson B., (2000), Purification and
characterization of cellulases produced by two Bacillus strains, Journal of Biotechnology 83(3), pp. 177-187.
43. Michetti P., Dorta G., Wiesel P.H., Brassart D., Verdu E., Herranz M., Felley C., Porta N., Rouvet M., Blum A.L., Theulaz C.I. (1999), Effect of whey-based
culture supernatant of Lactobacillus acidophilus (johnsonii) La1 on
Helicobacter pylori infection in humans, Digestion, 60(3), pp. 203-212.
44. Mongkol T., Pongphun B., Piyanuch N. (2009), Probiotic potential of lactic acid bacteria isolated from fermented dairy milks on antiproliferation of colon cancer cells, Biotechnology Letters, 31, pp. 571-576.
45. Mukkhejee A. K., Adhikari H. (2008), Production of alkaline protease by a thermophilic Bacillus subtilis under solid-state fermentation (SSF) condition using Imperata cylindrica grass and potato peel as low-cost medium: Characterization and application of enzyme in detergent formulation,
Biochemical Engineering Journal, 39(2), pp. 353-361.
46. Muroyama K., Atsumi R. and Andoh A. (2006), Effect of Pretreatment on Lactic Acid Fermentation of Bean Curd Refuse with Simultaneous Saccharification, Studies in Surface Science and Catalysis, 159, pp. 133-136. 47. Ohno A., Ano T. & Shoda M. (1996), Use of Soybean Curd Residue, Okara, for
the Solid State Substrate in the Production of a Lipopeptide Antibiotic, Iturin A, by Bacillus subtilis NB22, Process Biochemistry, 31(8), pp. 801-806.
48. Parvez1 S., Malik2 K.A., Ah Kang S., Kim H.Y. (2006), Probiotics and their fermented food products are beneficial for health, Journal of Applied Microbiology 100, pp. 1171-1185.
49. Petrov K., Urshev Z. and Petrova P. (2008), L(+)- Lactic acid production from starch by a novel amylolytic Lactococcus lactis subsp. lactis B84, Food Microbiology, 25, pp. 550-557.
50. Rashad M. M., Mahmoud A. E., Abou H. M., & Nooman M. U. (2011), Improvement of nutritional quality and antioxidant activities of yeast fermented soybean curd residue, African Journal of Biotechnology, 10, pp. 5504-5513. 51. Rekha C. R., & Vijayalakshmi G. (2011), Accelerated fermentation of ‘idli’